Исследования вирусов гриппа A в мышиной модели инфекции
Özet
Важных патогенов человека респираторных вирусов гриппа А (IAVs). Чтобы понять патогенности IAVs и выполнять Доклинические испытания подходов Роман вакцины, Животные модели, подражая физиологии человека требуются. Здесь мы описываем методы для оценки IAV патогенеза, гуморальные ответы и эффективность вакцины, с помощью мыши модели инфекции.
Abstract
Вирусы гриппа вызывают более 500 000 смертей во всем мире1 и связаны с годовой стоимости 12-14 миллиардов долларов США в Соединенных Штатах только учитывая прямые медицинские и расходы на госпитализацию и работа прогулов2. Животные модели имеют решающее значение в гриппа вирус (IAV) исследования для оценки вирусный патогенеза, хост возбудитель взаимодействий, иммунные реакции, и эффективность текущих и/или Роман вакцины подходов и противовирусных препаратов. Мышей являются выгодным мелких животных модель, потому что их иммунная система является эволюционно аналогично, найденному в организме человека, они доступны от коммерческих поставщиков как генетически идентичных предметов, есть несколько штаммов, которые могут быть использованы для оценки генетическую основу инфекций, и они относительно недороги и легко манипулировать. Чтобы резюмировать IAV инфекции в организме человека через дыхательные пути, мышей сначала наркоз до интраназальной прививки с инфекционным IAVs под надлежащей биобезопасности сдерживания. После заражения патогенез IAVs определяется ежедневно мониторинга заболеваемости (потеря массы тела) и смертности (выживание). Кроме того вирусный патогенеза также могут оцениваться путем оценки репликацию вируса в верхнем (слизистой оболочки носа) или нижних дыхательных путей (легкие) зараженных мышей. Гуморальные ответы на IAV инфекции могут быстро оцениваться неинвазивные кровотечение и вторичные антитела обнаружения анализов, направленных на обнаружение присутствия общей или нейтрализующих антител. Здесь мы опишем общие методы, используемые для заразить мышей интраназально (н) с IAV и оценивать патогенеза, гуморального иммунного ответа и эффективности защиты.
Introduction
IAVs являются оболочечных вирусов, классифицированных в ортомиксовирусы семьи3. Они содержат восемь молекулы одноцепочечной РНК с отрицательной полярности3. В организме человека IAVs вызывают сезонных эпидемий и случайные пандемий важное следствие когда роман вирусы внедряются в человеческой популяции4. Кроме того сезонные IAVs высоко и быстро передаются между людьми, производство повышенные экономические потери во всем мире каждый год2,5. IAV симптомы включают кашель, заложенность носа, лихорадка, общее недомогание, головная боль, анорексии и миалгии, но вирус может также производить более тяжелой болезни в6пациентов с ослабленным иммунитетом. В самом деле Всемирная организация здравоохранения (ВОЗ) рассчитывает, что вирусов сезонного гриппа вызывает 300 000-500 000 смертей во всем мире каждый год1. Существует только два класса препаратов, утвержденных в настоящее время продовольственной и лекарствами (FDA) для профилактики гриппа и лечения в организме человека: ингибиторы нейраминидазы (NA) (например, осельтамивир) и блокаторы м2 ионного канала (например, амантадин); Однако появление лекарственно-вирус вариантов является растущую озабоченность. Вакцинация, таким образом, остается наилучшее медицинское для защиты людей против IAVs инфекции. На сегодняшний день, три вида гриппа вакцины, лицензирован FDA для использования человеком доступны: рекомбинантных вирусный гемагглютинина (HA) белка вакцин, инактивированных гриппозных вакцин (IIV) и живой аттенуированной вакцины гриппа вакцины (LAIV)5, 7. три вакцины призваны побудить адаптивного иммунного ответа против вирусного белка HA, основные цели нейтрализующих антител против IAVs.
Проверяемое мыши модель для изучения IAV инфекции в естественных условиях
Животные модели были использованы для изучения, среди прочих, IAV патогенеза8,9,10,11, вирусные факторы, которые способствуют заболевания12 и/или передачи вируса13 ,14, и для проверки эффективности новых вакцин и противовирусных препаратов9,10,15. Мышь (Mus musculus) являются наиболее широко используемых животных модель для исследования IAV по нескольким причинам: 1) иммунная система эволюционно похож на которые представляют в организме человека; 2) низкой стоимости, в том числе животных покупки, жилищного строительства и воспроизводства; 3) малый размер, легко манипулировать и сохранять; 4) изменчивость Минимальный хост для получения однородной ответы и результаты; 5) большие знания биологии мышей, включая последовательность генома; 6) много доступных молекулярной биологии и иммунологии реагентов; 7) доступны выбить (KO) мышах для изучения вклада данного хоста белком на вирусные инфекции; и 8) несколько мышь штаммов, которые могут быть использованы для оценки генетической основы инфекций.
Есть несколько штаммов мышь в настоящее время доступны для изучения IAV в естественных условиях. Возраст, иммунного статуса, пола, генетический фон и мыши деформации, а также маршруты инфекции, дозы и вирусных штаммов повлиять на исход IAV инфекции у мышей. Наиболее распространенными мыши штаммов, используемых в исследованиях IAV являются C57BL/6, BALB/C и, совсем недавно, DBA.2 мышей, поскольку они более восприимчивы к болезни IAV чем двух бывших штаммов16,,1718, 19 , 20. Важно отметить, что иммунный ответ также может быть различным в зависимости от мыши штамма18,19,20. Таким образом очень важно восстановить всю имеющуюся информацию о мыши и IAV напрягаться, чтобы выбрать наилучший вариант для эксперимента, чтобы провести.
Хотя мыши является хорошей моделью животных инфекции в vivo исследований с IAV, они имеют некоторые ограничения, которые должны рассматриваться в экспериментальный дизайн. Например одним из основных ограничений использования мыши в vivo исследований является, что IAVs не передают среди мышей. Таким образом для передачи исследования, более принято Животные модели (например, хорьки или морских свинок) являются используется16,17,21. Кроме того существует ряд различий между проявлениями IAV мышей и людей. В отличие от людей мышей не развиваются лихорадка после IAV инфекции; наоборот, они представляют с гипотермией16,17. В мышей IAV репликации сконцентрированы в нижних дыхательных путей (легкие) вместо верхних дыхательных путей. Таким образом, что видел в людях не всегда коррелируется вирулентности IAV мышей. Вообще потому что преимущества перевешивают недостатки ограниченный, мыши представляет первый животных модель используется для оценки гриппа вирусный патогенеза, иммуногенность и защитной эффективности вакцины и антивирусных исследований. Кроме того она не будет этически приемлемыми для проведения исследований с IAV, с использованием больших животных моделей без предыдущих доказательств в мелких животных модели IAV инфекции. В этой рукописи, мы опишем, как заразить мышей интраназально (и.н.) с IAV, как контролировать тяжесть и прогресс вирусной инфекции и как проводить эксперименты, требуемые для оценки гуморального иммунного ответа и эффективности защиты.
Protocol
Representative Results
Discussion
Модель мыши IAV широко используется в vivo исследований эффективности IAV патогенеза, иммуногенность и защиты. Небольшой размер мышей делает их легко манипулировать и сохранять по сравнению с другими животных моделей, таких как хорьки или морских свинок. Кроме того простота с точки зр?…
Açıklamalar
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Исследования на вирус гриппа в LM-S лаборатории финансируется частично Нью-Йорк гриппа центр повышения квалификации (NYICE), членом NIAID центров передового опыта для гриппа исследования и наблюдения (CEIRS). Мы благодарим Венди Bates за ее поддержку в исправления рукописи.
Materials
| Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) epithelial cells | ATCC | CCL-34 | |
| Six- to eight-week-old female C57BL/6 mice | National Cancer Institute (NCI) | 01XBE | |
| Turckey red blod cells | Biolink Inc | Store at 4°C | |
| Dulbecco’s modified Eagle’s medium (DMEM) | Corning Cellgro | 15-013-CV | Store at 4°C |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Seradigm | 1500-050 | Store at -20°C |
| Penicillin/Streptomycin/L-Glutamine (PSG) 100X | Corning | 30-009-CI | Store at -20°C |
| Penicillin/Streptomycin (PS) 100X | Corning | 30-00-CI | Store at -20°C |
| Bovin Albumin solution (BA) | Sigma-Aldrich | A7409 | Store at 4°C |
| Bovin Serum Albumin (BSA) | Sigma-Aldrich | A9647 | Store at 4°C |
| Tosylsulfonyl phenylalanyl chloromethyl ketone (TPCK)-treated trypsin | Sigma-Aldrich | T8802 | Store at -20°C |
| Neutral Buffered Formalin 10% | EMD | 65346-85 | Store at RT |
| Triton X-100 | J.T.Baker | X198-07 | Store at RT |
| Monoclonal Antibody anti-NP Influenza A Virus HB-65 | ATTC | H16-L10-4R5 | Store at -20°C |
| Polyclonal rabbit anti-mouse immunoglobulins/FITC | Dako | F0261 | Store at 4°C |
| ECL Anti-mouse IgG, Horseradish Peroxidase linked whole antibody | GE Healthcare | LNA931V/AG | Store at 4°C |
| TMB substrate set | BioLegend | 421101 | Store at 4°C |
| Vmax Kinetic plate reader | Molecular Devices | ||
| Dounce Tissue Grinders | Thomas Scientific | 7722-7 | |
| Receptor destroying enzyme, RDE (II) | Denka Seiken Co. | 370013 | Store at -20°C |
| Crystal Violet | Fisher Scienctific | C581-100 | Store at RT |
| 96-well Cell Culture Plate | Greiner Bio-one | 655-180 | |
| Cell Culture dishes 100mm | Greiner Bio-one | 664-160 | |
| Nunc MicroWell 96-Well Microplates | Thermo Fisher Scienctific | 269620 | |
| Nunc 96-Well Polystyrene Conical Bottom MicroWell Plates | Thermo Fisher Scienctific | 249570 | |
| Puralub Vet Ointment | Dechra | 9N-76855 | |
| Fluorescent microscope | Olympus | Olympus IX81 |
Referanslar
- Girard, M. P., Cherian, T., Pervikov, Y., Kieny, M. P. A review of vaccine research and development: human acute respiratory infections. Vaccine. 23 (50), 5708-5724 (2005).
- Arnold, S., Monto, M. D. Epidemiology and Virology of Influenza Illness. Am J Manag Care. 6, 255-264 (2000).
- Palese, P., Shaw, M. L., Knipe, D. M., Howley, P. M., Griffin, D. E., Lamb, R. A., Martin, M. A. Orthomyxoviridae: The Viruses and Their Replication. Fields Virology. , (2007).
- Li, K. S., et al. Genesis of a highly pathogenic and potentially pandemic H5N1 influenza virus in eastern Asia. Nature. 430 (6996), 209-213 (2004).
- Nogales, A., Martinez-Sobrido, L. Reverse Genetics Approaches for the Development of Influenza Vaccines. Int J Mol Sci. 18 (20), (2017).
- Kunisaki, K. M., Janoff, E. N. Influenza in immunosuppressed populations: a review of infection frequency, morbidity, mortality, and vaccine responses. Lancet Infect Dis. 9 (8), 493-504 (2009).
- Belshe, R. B. Live attenuated versus inactivated influenza vaccine in infants and young children. N Engl J Med. 356 (7), 685-696 (2007).
- Cox, A., Baker, S. F., Nogales, A., Martinez-Sobrido, L., Dewhurst, S. Development of a mouse-adapted live attenuated influenza virus that permits in vivo analysis of enhancements to the safety of live attenuated influenza virus vaccine. J Virol. 89 (6), 3421-3426 (2015).
- Nogales, A., et al. Influenza A Virus Attenuation by Codon Deoptimization of the NS Gene for Vaccine Development. J Virol. 88 (18), 10525-10540 (2014).
- Nogales, A., DeDiego, M. L., Topham, D. J., Martinez-Sobrido, L. Rearrangement of Influenza Virus Spliced Segments for the Development of Live-Attenuated Vaccines. J Virol. 90 (14), 6291-6302 (2016).
- Nogales, A., Huang, K., Chauché, C., DeDiego, M. L., Murcia, P. R., Parrish, C. R., Martínez-Sobrido, L. Canine influenza viruses with modified NS1 proteins for the development of live-attenuated vaccines. Virology. 500 (2017), 1-10 (2016).
- Garcia-Sastre, A., et al. Influenza A virus lacking the NS1 gene replicates in interferon-deficient systems. Virology. 252 (2), 324-330 (1998).
- Lowen, A. C. Blocking interhost transmission of influenza virus by vaccination in the guinea pig model. J Virol. 83 (7), 2803-2818 (2009).
- Mubareka, S. Transmission of influenza virus via aerosols and fomites in the guinea pig model. J Infect Dis. 199 (6), 858-865 (2009).
- Nogales, A., Baker, S. F., Martinez-Sobrido, L. Replication-competent influenza A viruses expressing a red fluorescent protein. Virology. 476C, 206-216 (2014).
- Margine, I., Krammer, F. Animal Models for Influenza Viruses: Implications for Universal Vaccine Development. Pathogens. 3 (4), 845-874 (2014).
- Bouvier, N., Lowen, A. C. Animal Models for Influenza Virus Pathogenesis and Transmission. Viruses. 2 (8), 1530-1563 (2010).
- Pica, N., Iyer, A., Ramos, I., Bouvier, N. M., Fernandez-Sesma, A., García-Sastre, A., Lowen, A. C., Palese, P., Steel, J. The DBA.2 mouse is susceptible to disease following infection with a broad, but limited, range of influenza A and B viruses. J Virol. 85 (23), 12825-12829 (2011).
- Watanabe, H., Numata, K., Ito, T., Takagi, K., Matsukawa, A. Innate immune response in Th1- and Th2-dominant mouse strains. Shock. 22 (5), 460-466 (2004).
- Srivastava, B., Blazejewska, P., Hessmann, M., Bruder, D., Geffers, R., Mauel, S., Gruber, A. D., Schughart, K. Host genetic background strongly influences the response to influenza a virus infections. PLoS One. 4 (3), e4857 (2009).
- Lowen, A. C., Bouvier, N. M., Steel, J. Transmission in the Guinea Pig Model. Curr Top Microbiol Immunol. 385, 157-183 (2014).
- Schickli, J. H. Plasmid-only rescue of influenza A virus vaccine candidates. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 356 (1416), 1965-1973 (2001).
- Martinez-Sobrido, L., Garcia-Sastre, A. Generation of recombinant influenza virus from plasmid DNA. J Vis Exp. (42), (2010).
- National Research Council (U.S.) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals., Institute for Laboratory Animal Research (U.S.). . Guide for the care and use of laboratory animals. , (2011).
- Reed, L. J., Muench, H. A simple method of estimating fifty percent endpoints. The American Journal of Hygiene. 27 (3), 493-497 (1938).
- Golde, W. T., Gollobin, P., Rodriguez, L. L. A rapid, simple, and humane method for submandibular bleeding of mice using a lancet. Lab Animal. 34 (9), 39-43 (2005).
- Nogales, A. A temperature sensitive live-attenuated canine influenza virus H3N8 vaccine. J Virol. , (2016).
- Eisfeld, A. J., Neumann, G., Kawaoka, Y. Influenza A virus isolation, culture and identification. Nat Protoc. 9 (11), 2663-2681 (2014).
- Guo, H., Baker, S. F., Martinez-Sobrido, L., Topham, D. J. Induction of CD8 T cell heterologous protection by a single dose of single-cycle infectious influenza virus. J Virol. 88, 12006-12016 (2014).
- He, W., Mullarkey, C. E., Miller, M. S. Measuring the neutralization potency of influenza A virus hemagglutinin stalk/stem-binding antibodies in polyclonal preparations by microneutralization assay. Methods. , (2015).
- Gulati, U. Antibody epitopes on the neuraminidase of a recent H3N2 influenza virus (A/Memphis/31/98). J Virol. 76 (23), 12274-12280 (2002).
- Beare, A. S., Webster, R. G. Replication of avian influenza viruses in humans. Arch Virol. 119, 37-42 (1991).
- Rowe, T. Detection of antibody to avian influenza A (H5N1) virus in human serum by using a combination of serologic assays. J Clin Microbiol. 37 (4), 937-943 (1999).
- Stephenson, I., Wood, J. M., Nicholson, K. G., Zambon, M. C. Sialic acid receptor specificity on erythrocytes affects detection of antibody to avian influenza haemagglutinin. J Med Virol. 70 (3), 391-398 (2003).
