Peptide-derived Method to Transport Genes and Proteins Across Cellular and Organellar Barriers in Plants

Jo-Ann Chuah; Yoko Horii; Keiji Numata

doi:10.3791/54972

JoVE Journal > Genetics

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Genetik

Péptido derivado Método para el transporte de genes y proteínas a través de celular y Barreras Organellar en Plantas

Published: December 16, 2016

doi:

10.3791/54972

Jo-Ann Chuah¹, Yoko Horii¹, Keiji Numata¹

¹Enzyme Research Team,RIKEN Center for Sustainable Resource Science

Özet

Existing methods for the modification of plants have limited applicability. The novel peptide-derived technology proposed here promises both simplicity and efficiency in the introduction of exogenous protein or genes into the desired intracellular compartments of intact plants.

Abstract

The capacity to introduce exogenous proteins and express (or down-regulate) specific genes in plants provides a powerful tool for fundamental research as well as new applications in the field of plant biotechnology. Viable methods that currently exist for protein or gene transfer into plant cells, namely Agrobacterium and microprojectile bombardment, have disadvantages of low transformation frequency, limited host range, or a high cost of equipment and microcarriers. The following protocol outlines a simple and versatile method, which employs rationally-designed peptides as delivery agents for a variety of nucleic acid- and protein-based cargoes into plants. Peptides are selected as tools for development of the system due to their biodegradability, reduced size, diverse and tunable properties as well as the ability to gain intracellular/organellar access. The preparation, characterization and application of optimized formulations for each type of the wide range of delivered cargoes (plasmid DNA, double-stranded DNA or RNA, and protein) are described. Critical steps within the protocol, possible modifications and existing limitations of the method are also discussed.

Introduction

Plant genetic engineering is conventionally used for transferring beneficial traits to plants. In recent years, this technology has been applied to convert plants into bio-factories for the production of pharmaceutically important and commercially valuable proteins, many of which cannot be chemically synthesized and are very costly to produce using animal or microbial systems¹. By the introduction of new genes, the plant’s own metabolism can be manipulated for the production of various biopharmaceuticals like antibodies, metabolic enzymes, hormones, antigens or vaccine².

Established gene transfer technologies for plants are the Agrobacterium-mediated delivery³, bombardment with DNA-coated microprojectiles (biolistics)⁴, and electroporation⁵ or polyethylene glycol⁶ treatment of protoplasts. Techniques requiring protoplasts are generally avoided because they are time-consuming, cumbersome and yield inconsistent results⁷. As a result, virtually all plant modification work at present utilizes either Agrobacterium or microprojectiles for gene transfer. The Agrobacterium method is more extensively used but not applicable to many economically important plant species. Meanwhile, microprojectile bombardment is more versatile due to a broad range of susceptible plants but requires specialized equipment and often causes severe tissue damage. Furthermore, these methods involve either a random (biolistics) or complex (Agrobacterium) delivery mechanism and have variable transformation rates⁸. Hence, a novel plant transformation technology that is simple yet effective, and applicable to different plant types is required.

Currently, plants are subjected to genetic modification primarily by the delivery of exogenous DNA encoding a desired trait, rather than by direct delivery of a target protein. The higher stability of DNA over proteins is a prime advantage; nevertheless, potential problems associated with DNA delivery include the random insertion of exogenous DNA into the plant genome and unintended transmission of antibiotic resistance genes to pathogenic bacteria via horizontal gene transfer⁹. For genome-editing purposes, the ability to edit plant genomes without introducing foreign DNA into cells may circumvent regulatory concerns related to genetically modified plants. Thus, an alternative DNA-free strategy for the modification of plants by direct delivery of protein will be able to cater to these needs.

Here we introduce a peptide-based system, originally developed for human gene therapy^10-14, for the targeted delivery of exogenous genes or proteins in intact plants. Peptides are able to protect DNA from nuclease degradation and can mediate gene transfer across cell as well as organellar membranes^15-17. They also have diverse and tunable properties besides being non-cytotoxic^18-20. More importantly, with the use of peptides, genes can be precisely targeted to intracellular organelles such as the mitochondria²¹ or plastids (chloroplasts)²² for expression-a task not achievable by biolistic or Agrobacterium-mediated transformation. Depending on the cargo type, this new plant modification technology can be exploited to deliver proteins²³ and either express (plasmid^21,24 or double-stranded DNA²⁵) or down-regulate (double-stranded RNA²⁶) specific genes within the plant, throughout its cytosolic space^24-26 or within a specific organellar compartment²¹. The designed carrier peptides consist of a cationic domain in the form of either polylysine (K₈) or polylysine-co-histidine (KH)₉ for binding and/or condensation of negatively-charged cargoes, which is conjugated to cell penetrating (BP100 peptide) or mitochondria transit (Cytcox peptide) sequences.

Protocol

1. Preparación de formulaciones a base de péptidos Preparar soluciones madre de cada péptido de la siguiente manera: (KH) 9 -BP100 (1 mg / ml o 800 nM), Cytcox- (KH) 9 (1 mg / ml), BP100 (1 mg / ml) y (BP100) 2 K 8 (70 M). Pesar la cantidad necesaria de cada péptido en un tubo de microcentrífuga de 1,5 ml y añadir agua ultrapura esterilizada en autoclave para disolver el péptido. Mezclar bien por pipeteo repetido hasta que se obtiene una solución clara. Amplificar y purificar el ADN de plásmido (pDNA), el ADN de doble cadena (dsDNA) y el ARN de doble cadena (dsRNA) de acuerdo con metodologías moleculares estándar. En tubos de 1,5 ml de microcentrífuga, hacer que las soluciones madre con una concentración de 1 mg / ml (pDNA y dsDNA) o 400 nm (dsRNA). Preparar la solución de proteína de stock con una concentración de 7 mM, disolviendo 1 mg de proteína (por ejemplo., Alcohol deshidrogenasa, ADH) en polvo en 1 ml de solución de carbonato de sodio (0,1 M, pH 9). Etiqueta de la proteína con fsondas luorescent tales como rodamina B (RhB) de acuerdo con protocolos estándar para permitir la visualización microscópica de la proteína entregado a las células. Combine los componentes respectivos en un tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. Para las formulaciones de péptido-pDNA focalización el citoplasma, añadir 6,4 l de (KH) 9 -BP100 (1 mg / ml) a 20 l de pDNA (1 mg / ml) y mezclar bien pipeteando. Dejar que la mezcla se estabilice durante 15 minutos a 25 ° C. Añadir 773,6 l de agua ultrapura tratada en autoclave para diluir la solución hasta un volumen final de 800 microlitros. Utilizar la construcción pDNA diseñado para la expresión nuclear (P35S-Rluc-TNOS, Tabla 1). Para las formulaciones de péptido-pDNA la orientación de la mitocondria, añadir 6,6 l de Cytcox- (KH) 9 (1 mg / ml) a 20 l de pDNA (1 mg / ml) y mezclar bien pipeteando. Dejar que la mezcla se estabilice durante 15 min a 25 ° C y a continuación, añadir 2,4 l de BP100 (1 mg / ml). Dejar que la mezcla se estabilice durante 15 minutos a 256; C durante otros 15 min. Añadir 771 l de agua ultrapura tratada en autoclave para diluir la solución hasta un volumen final de 800 microlitros. Utilizar la construcción pDNA diseñado para la expresión mitocondrial (pDONR-COX2: Rluc, Tabla 1). Para formulaciones de péptido-dsDNA, añadir 5,1 l de (KH) 9 -BP100 (1 mg / ml) a 8 l de ADN de doble cadena (1 mg / ml) y mezclar bien pipeteando. Dejar que la mezcla se estabilice durante 15 minutos a 25 ° C. Añadir 786,9 l de agua ultrapura tratada en autoclave para diluir la solución hasta un volumen final de 800 microlitros. Para formulaciones de péptido-ARN de doble cadena, se añaden 50 l de (KH) 9 -BP100 (800 nm) para 50 l de ARN de doble cadena (400 nm) y mezclar bien con la pipeta. Dejar que la mezcla se estabilice durante 15 minutos a 25 ° C. Añadir 700 l de agua libre de RNasa para diluir la solución hasta un volumen final de 800 microlitros. Para formulaciones de péptido-proteína, añadir 16 l de (BP100) 2 K 8 (70 mM) a 16 l de ADH (7 m) y mezclarbien con la pipeta. Dejar que la mezcla se estabilice durante 15 minutos a 25 ° C. Añadir 768 l de agua ultrapura tratada en autoclave para diluir la solución hasta un volumen final de 800 microlitros. Permitir que las formulaciones que se estabilicen durante 15 minutos a 25 ° C. 2. Caracterización de las formulaciones a base de péptidos Transferir cada solución (800 l) en una cubeta para el análisis de dispersión de luz dinámica (DLS). Determinar el índice de diámetro y la polidispersidad hidrodinámico de complejos formados con un Nanosizer zeta, utilizando un 633 nm láser He-Ne a 25 ° C con un ángulo de detección de retrodispersión de 173 °. mediciones de tamaño siguientes, la transferencia de cada solución (800 l) en una célula capilar plegada para mediciones de potencial zeta en los parámetros por defecto de la constante dieléctrica, índice de refracción y viscosidad del agua a 25 ° C. Observar un pequeño volumen de solución compleja, que se utiliza para el análisis DLS, por microscopía de fuerza atómica (AFM). Depósito de 10 l de solución compleja sobre la superficie recién expuesta escindido de una hoja de mica y la mica dejar al aire seco durante la noche en una placa petri de plástico cubierto. Adquirir una imagen de los complejos en el aire a 25 ° C usando un voladizo de silicio con una constante de elasticidad de 1,3 N / m en el modo de 27,28 tapping. 3. La infiltración de hojas de la planta Utilice 3 semanas las plantas del suelo cultivado de edad (24 de Arabidopsis thaliana, Nicotiana benthamiana 24 o álamo 26). Transfectar al menos 3 hojas para servir como triplicado para la cuantificación de la expresión génica o la entrega de proteínas. Cargar una jeringa de plástico sin aguja 1 ml con 100 l de solución de complejo para la transfección de una hoja. Coloque la punta de la jeringa en la superficie abaxial de la hoja. Pulsar la punta de la jeringa contra la hoja ligeramente y presione el émbolo de la jeringa lentamente mientras se ejerce una contra-presión con la idedo ndice de una mano enguantada de látex desde el lado opuesto. El éxito de la infiltración se puede observar como la difusión de una zona bañada por el agua en la hoja. Etiqueta de las hojas infiltradas para facilitar su identificación. Incubar la hoja transfectadas para duraciones optimizados siguiente infiltración con el péptido-pDNA (12 hr), péptido-dsDNA (12 hr), péptido-dsRNA – formulaciones (9 48 hr) y el péptido-proteína (6 hr) en las siguientes condiciones: 16 horas de luz / 8 horas de oscuridad a 22 ° C durante A. thaliana y el álamo, o luz constante de 24 horas a 29 ° C durante N. benthamiana. 4. Evaluación de la eficacia de transfección Extirpar toda la hoja transfectadas de las plantas más pequeñas (por ejemplo., A. thaliana) o una sección de 1 cm 2 de la región infiltrado para plantas más grandes (por ejemplo., N. benthamiana). Para los experimentos de transfección utilizando luciferasa de Renilla (Rluc) vector indicador, determinar la transfection eficiencia cuantitativamente usando un kit de ensayo Rluc. Coloque cada sección de la hoja de la hoja o eliminado en un tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. Añadir 100 l de 1 × Rluc Ensayo de tampón de lisis por tubo. De la misma manera, se preparan lisados de las hojas de control no transfectadas (por triplicado). Triturar la hoja usando una mano de mortero de homogeneización y se incuba el lisado resultante a 25 ° C durante 6-10 h. Se centrifuga el lisado a 12.470 xg en una microcentrífuga durante 1 min. Transferencia de 20 l de lisado aclarado a un pozo en una microplaca de 96 pocillos, y utilizar el volumen restante para la cuantificación de la concentración de proteína total usando un kit de ensayo de proteínas BCA de acuerdo con el protocolo del fabricante. Añadir 100 l de 1 × Rluc ensayo de sustrato (diluido con el tampón de Rluc Assay) en el pozo y se mezcla mediante pipeteo lento. Coloque la microplaca en un lector de microplacas multimodo e iniciar la medición. Restar la luminiscencia de fondo (media de la non-transfectadas por triplicado) de la luminiscencia de cada muestra experimental. Se calcula la relación de fotoluminiscencia (unidades relativas de luz, RLU) a la cantidad de proteína (mg). Para los experimentos de transfección utilizando proteína verde fluorescente (GFP) vector reportero o proteína marcada con fluorescencia (por ejemplo., ADH-RhB), observar la fluorescencia utilizando un microscopio de escaneo láser confocal. Cortar los bordes de una hoja entera (para ayudar a la eliminación de los espacios de aire), mientras que una hoja de seccionado se puede utilizar como es. Retire el émbolo de una jeringa de 10 ml y colocar cada sección de la hoja o la hoja extirpada en la jeringa. Vuelva a colocar el émbolo y empuje suavemente hacia la parte inferior de la jeringa sin aplastar la hoja. Sacar agua en la jeringa hasta que es aproximadamente la mitad llena. Señalar la jeringa hacia arriba y empuje el émbolo para eliminar el aire de la jeringa a través de la punta. Cubrir la punta de la jeringa y tire del émbolo hacia abajo lentamente para expulsar el aire de la LEAF. Repita este proceso varias veces hasta que aparezca la hoja translúcida. Cubrir la superficie de un portaobjetos de microscopio con cinta adhesiva. Cortar un área cuadrada en la cinta lo suficientemente grande para acomodar la muestra de la hoja usando una cuchilla, y la cáscara de la pieza cuadrada de cinta con fórceps para crear una cámara de muestra. La cinta servirá como un espaciador entre la corredera y cubreobjetos. Coloque la hoja en la cámara con la superficie abaxial hacia arriba y llenar el área de la cámara restante con agua. Sellar la hoja dentro de la cámara con un cubreobjetos de vidrio y asegurar los bordes del cubreobjetos con cinta adhesiva. Examinar la muestra de hojas usando el microscopio láser confocal de barrido bajo un objetivo de 40X o 63X un objetivo de inmersión en agua. GFP o fluorescencia RhB pueden ser visualizados en longitudes de onda de excitación de 488 nm o 555 nm, respectivamente.

Representative Results

Una serie de ácidos nucleicos y proteínas cargas se introdujeron con éxito en diversas plantas que utilizan los péptidos diseñados como vectores de suministro. Interacciones electrostáticas entre péptidos catiónicos y cargamentos cargados negativamente como resultado la formación de complejos de transfección que puede ser infiltrada directamente en hojas de las plantas utilizando una jeringa sin aguja (Figura 1). Formulaciones optimizadas (determinado empíricamente en estos estudios 21,23-26) para la transfección de células de plantas se enumeran en la Tabla 1, donde se representa cada tipo de la amplia gama de cargas entregadas (pDNA, dsDNA, ARN de doble cadena y proteína). Los diámetros medios de todas las formulaciones a base de péptidos estaban en el intervalo aproximado de 150 a 300 nm. Basado en el análisis DLS, todas las formulaciones muestran polidispersidades relativamente baja capacidad, lo que indica que los agregados péptido de carga formados tienen una distribución uniforme de tamaño. Las morfologías decomplejos entre péptido y pDNA (Figura 2A) o proteína (Figura 2B), en mica, se obtuvieron imágenes por AFM. Se observaron complejos globulares homogéneos para ambas combinaciones de péptido-pDNA y el péptido-proteína, de acuerdo con los datos de las mediciones DLS. En términos del potencial zeta de los complejos (Tabla 1), pDNA- y complejos de derivados de ADN de doble cadena tenía cargas superficiales negativas netas mientras que los complejos basados en ARN de doble cadena tenían una carga superficial casi neutro. complejos de péptido-proteína, por otro lado, se carga positiva. Las eficiencias de péptido-pDNA y formulaciones de péptido-ADN de doble cadena en la mediación de la transfección de A. thaliana o N. benthamiana como sistemas modelo de plantas se evaluaron cuantitativamente y cualitativamente. El ensayo de la expresión de genes Rluc se empleó para la cuantificación de los niveles de expresión de genes (Tabla 1), por lo tanto, para este experimento o pDNAdsDNA que codifica el gen Rluc debe ser utilizado para la formación de complejos con los respectivos péptidos portadores. Uso de la (KH) 9 -BP100 / formulación de pDNA, la entrega y la expresión de pDNA dirigido al núcleo se puede conseguir, después de un período de incubación de 12 horas, con un valor estimado RLU / mg de aproximadamente 1 × 10 5. Para la entrega mitocondrial de orientación y expresión de pDNA, una combinación de péptidos, Cytcox- (KH) 9 y BP100, se requiere para la formación del complejo. Con el mismo período de incubación optimizada de 12 horas, sin embargo, se alcanzó un nivel mucho más bajo de la transfección (aproximadamente 1 × 10 3 RLU / mg). Mientras tanto, se requería similar período de incubación (12 h) y el nivel de la expresión génica (aproximadamente 1 × 10 3 RLU / mg) / registrado para los complejos basados en ADN de doble cadena, también formuló usando el (KH) 9 -BP100 péptido. Las evaluaciones cualitativas de la expresión génica se llevaron a cabo mediante observación microscópica directa de hojas tratadas con prepar complejosed usando pADN o ADN de doble cadena que codifica el gen reportero GFP. En las células transfectadas con complejos que no son objeto de péptido-pDNA, la fluorescencia verde correspondiente con la expresión de GFP se observó claramente y se encontró que localizar en el citosol (Figura 3A) difusa. claras diferencias en el patrón de localización de la fluorescencia de GFP fueron evidentes en las células infiltradas con complejos péptido-pDNA mitocondriales de orientación. Aquí, punteada fluorescencia verde que colocalize con la tinción mitocondrial era visible, lo que confirma la especificidad de la expresión génica exclusivamente en el compartimento mitocondrial de las células (Figura 3B). En el caso de formulaciones de péptido-proteína, la conjugación de la carga de proteínas (ADH) a un fluoróforo (RhB) permitirá la visualización de la proteína suministrada en el compartimiento intracelular. Dentro de un corto período de incubación de 6 horas, se encontró que la proteína ADH-RhB (azul) para ser distribuidos a lo largoel citosol y vacuola de las células infiltradas (Figura 3C). Mientras tanto, rápida y eficaz la baja regulación de la expresión génica podría lograrse de varias plantas usando formulaciones de péptido-ARN de doble cadena. En el primer experimento, la hoja de A. thaliana se infiltra con péptido-ARN de doble cadena complejos para silenciar el gen chalcona sintasa (CHS) responsable de antocianina (pigmento rojo) la biosíntesis en condiciones de sequía. La diferencia en la apariencia de las hojas de A. thaliana en condiciones normales (Figura 3D, a), y las condiciones de sequía (Figura 3D, b) proporcionan un medio fácil para evaluar CHS silenciamiento utilizando la formulación de péptido-ARN de doble cadena optimizado (flecha 1 indica la región infiltrado). En el segundo experimento, los complejos de péptido-ARN de doble cadena se infiltraron en las hojas de A. thaliana transgénica que expresan la proteína fluorescente amarilla (YFP). Una reducción aparente en la expresión de YFP se podía ver en las células epidérmicas 9 hr post-transfección (Figura 3E, F). La eficacia de la formulación en la expresión de genes abajo de la regulación en un sistema de planta diferente (álamo, 12 horas después de la transfección) también se verificó (Figura 3G, H). Figura 1: Las formulaciones a base de péptidos para la entrega de ácido nucleico y las cargas de proteínas en plantas vivas. Los péptidos portadores diseñados consisten en policationes conjugados con penetrante en las células o secuencias de tránsito organellar. Los policationes permiten la unión y / o condensación de los cargamentos con carga negativa, así como de escape del compartimento endosomal siguiente internalización en las células. Entrega de las cargas en las células y, posteriormente, a orgánulos específicos está mediada por secuencias celulares penetrante y secuencias de tránsito organellar, respectivamente. Varias cargas que podrían ser successfuLLY entregado en la planta incluyen ácidos nucleicos tales como pDNA, dsDNA y dsRNA, así como proteínas modelo como la albúmina de suero bovino (BSA), alcohol deshidrogenasa (ADH) y citrino (una variante de la proteína fluorescente amarilla). Moléculas bioactivas son capaces de formar complejos de transfección con péptidos conjugados a través de interacciones electrostáticas, que se introducen en hojas de las plantas por la infiltración de la jeringa. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 2: morfologías de las formulaciones a base de péptidos. (A) AFM amplitud imagen de (KH) 9 -BP100 formulación / pDNA en N / P 0,5. Altura de imagen AFM de (BP100) 2 K 8 / formulación de ADH en rati molar (B)o 10. Reproducido con permiso de fuentes publicadas 23,24. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 3: Evaluación microscópica de transfección eficiencias usando formulaciones basadas en péptidos optimizados. (A) expresión citosólica de GFP (verde), distingue claramente de la autofluorescencia del cloroplasto (rojo), se observó en las células mesófilas esponjosos de A. thaliana hojas infiltra con (KH) 9 formulación -BP100 / pDNA (N / P 0,5; 12 hr ). (B) la expresión de GFP (verde) se detectó en la mitocondria (roja) en las células epidérmicas de la hoja de A. thaliana infiltrado con Cytcox- (KH) 9 / BP100 formulación / pDNA (N / P 0,5 para cada Peptidmi; 12 h). imágenes ampliadas de las mitocondrias con la expresión de GFP se muestran en el panel de la derecha extrema. (C) de entrega de ADH-RhB (azul) en las células del mesofilo esponjoso de A. thaliana hojas mediada por (BP100) 2 K 8 en una relación molar de péptido / proteína de 10, visualiza 6 horas después de la infiltración. (D) de la hoja A. thaliana antes (a) y después (b) de tratamiento con (KH) 9 formulación -BP100 / dsRNA (relación molar 2; 48 h), lo que resultó en la supresión de la ruta de biosíntesis de antocianina. Una formulación similar que contiene GFP5 dsRNA se infiltra en la hoja como control negativo (c). Las flechas 1 y 3 indican el área infiltrada mientras que las flechas 2 y 4 indican el área no infiltrada dentro de la hoja. (E) A. thaliana deja que expresa la proteína amarilla fluorescente (YFP) y (F) la disminución de la fluorescencia YFP siguiente infiltración con (KH) 9 -BP100 / formulación de dsRNA (relación molar 2; 9 h). (G) hojas de chopo transgénicos que expresan la proteína amarilla fluorescente (YFP) y (H) la disminución de la fluorescencia YFP siguiente infiltración con (KH) 9 formulación -BP100 / dsRNA (relación molar 2; 12 h). Reproducido con permiso de fuentes publicadas 21,23,24,26. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 4: Variación de péptido-a-DNA (N / P) y el efecto sobre las propiedades biofísicas de los complejos. Con el aumento de relación de péptido a ADN, las formulaciones a base de péptidos disminuyen de tamaño, mientras que su potencial zeta transición de los valores de negativo a positivo./files/ftp_upload/54972/54972fig4large.jpg "target =" _ blank "> Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Tabla 1: Caracterización y evaluación de diversas formulaciones basadas en péptidos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta tabla. Tabla 2: Comparación de las tecnologías existentes de entrega de ADN basados en péptidos y de otro tipo para plantas intactas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta tabla.

Discussion

Se discuten Los pasos críticos en el protocolo que han sido identificadas empíricamente. Por la infiltración de la jeringa, las formulaciones a base de péptidos se introducen en los espacios aéreos dentro de la hoja de la planta a través de los estomas. Para garantizar el máximo consumo de la solución, el proceso de infiltración debe llevarse a cabo cuando las plantas están en condiciones propicias para la apertura de los estomas es decir., Provistos de agua suficiente y durante el período de luz. Con respecto a la preparación de complejos de transfección, para formulaciones que implican una combinación de dos péptidos (para la entrega de ADN mitocondrial de orientación), la secuencia para la adición de cada componente es crucial y no debe ser invertida.

Hay muchas modificaciones posibles en el procedimiento. Otra opción para la infiltración de células de plantas es el uso de infiltración al vacío, que es capaz de introducir la solución del complejo en plantas completas y / o parciales tejidos incluidosmeristemos apicales. Para este procedimiento alternativo, las plantas de semillero se sumergen en la solución de transfección, y en base a la presión generada por el vacío, los complejos de péptido-carga son forzados a través de los estomas y en las células vegetales (Yoshizumi, T., datos no publicados).

La expresión génica transitoria, basado en estudios que utilizan células animales, se ha demostrado que aumenta con concentraciones de ADN superiores ^29-31. Es importante tener en cuenta que la relación de péptido a ADN afecta las propiedades biofísicas (tamaño, carga superficial) de los complejos (Figura 4), que influye en la eficiencia de transfección; Por lo tanto, la relación óptima necesita ser mantenida incluso con un aumento de la concentración de ADN.

Una de las principales ventajas en el uso de péptidos como un agente de administración de genes / proteínas es que su secuencia es susceptible de sintonización para cumplir una función deseada. Por ejemplo, el dominio mitocondrial de segmentación del péptido portador describe en este pernoy se pueden sustituir con secuencias cloroplásticos o segmentación para la localización peroxisomal de estos orgánulos. Si bien la transformación de cloroplastos es posible en varias plantas usando biolística ^32-34, ni el Agrobacterium ni el método biolístico podrían introducir genes en las mitocondrias o otros orgánulos además del núcleo (Tabla 2).

No hay limitaciones anfitrión de rango rígidos para la transfección a base de péptidos, a diferencia del método basado en Agrobacterium (Tabla 2). Hasta el momento, las formulaciones para la transfección de A. thaliana, N. benthamiana y el álamo se han optimizado (Tabla 1), pero el procedimiento también se pueden aplicar para Nicotiana tabacum, tomate cultivar Micro-Tom, arroz (en base a experimentos preliminares), y otras plantas mono- y dicotiledóneas.

Hasta el momento, no existe ninguna limitación conocida de tamaño transgén cuando se utilizan péptidos unavectores s transfección. Por el contrario, se han encontrado grandes moléculas de ADN para reducir la eficiencia de transformación de Agrobacterium métodos mediados por ^35,36, y un límite de tamaño superior para transgenes de aproximadamente 200 kb se ha informado ^37-39. Usando biolística, por otra parte, los grandes fragmentos de ADN pueden ser de desgarre durante la preparación o entrega en las plantas ^38. Aunque no hay límite superior se ha determinado para la transformación biolística hasta ahora, se han encontrado limitaciones físicas para restringir el tamaño del ADN que se pueden transferir a mucho menos de 150 kb ^40. Los principales beneficios de utilizar el sistema basado en el péptido para la transferencia génica en comparación con los enfoques existentes que funcionen de Agrobacterium o bombardeo con microproyectiles, discutidas anteriormente, se resumen en la Tabla 2.

Existen unas pocas limitaciones para este método en su forma actual. En primer lugar, dirigido entrega de pDNA a orgánulos específicos, tales como el MITochondria, se ha demostrado que es posible mediante una combinación de secuencias, de células de penetración y orgánulo-tránsito de unión al ADN, aunque la eficacia fue baja. La expresión del transgen se pudo detectar, por microscopía confocal, sólo en una pequeña población de mitocondrias dentro de las células. Por lo tanto, otras modificaciones son necesarias para: (i) mejorar la translocación de más complejos a través de la membrana celular / organoides, y (ii) mejorar la disociación y la transferencia de pDNA a partir del péptido portador en el orgánulo diana para la expresión. En segundo lugar, el uso de este sistema de entrega de ADN, la expresión transitoria de genes exógenos reportero se consiguió con éxito en el compartimento citosólico y mitocondrial de las células. incorporación estable y la expresión de los genes introducidos en el / genoma de orgánulos central nuclear no se han establecido todavía, sin embargo, debido a la ausencia de estrategias de selección adecuados.

Si bien se reconoce que existen áreas de mejora o más desarrollo, la estrategia péptido derivado descrito aquí sigue siendo una técnica sencilla y versátil que ha allanado el camino para la entrega de carga diversa en diversos tipos de plantas.

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Los autores desean reconocer financiación del Japón Agencia de Ciencia y Tecnología Investigación exploratoria de Tecnología Avanzada (JST-ERATO), la Nueva Energía y Desarrollo de Tecnología Industrial Organización (NEDO), y el Programa de Promoción de la Innovación Estratégica interministerial (SIP), Japón .

Materials

(KH)₉-BP100 peptide	Custom-synthesized by RIKEN Brain Science Institute	N/A	Sequence: KHKHKHKHKHKHKHKH- KHKKLFKKILKYL
(BP100)₂-K₈ peptide	Custom-synthesized by RIKEN Brain Science Institute	N/A	Sequence: KKLFKKILKYLKKLFKKIL- KYLKKKKKKKK
BP100 peptide	Custom-synthesized by RIKEN Brain Science Institute	N/A	Sequence: KKLFKKILKYL
Cytcox-(KH)₉ peptide	Custom-synthesized by RIKEN Brain Science Institute	N/A	Sequence: MLSLRQSIRFFKKHKHKH- KHKHKHKHKHKH
P35S-GFP(S65T)-TNOS and P35S-RLuc-TNOS	N/A	N/A	Encodes green fluorescent protein and Renilla luciferase genes, respectively, under the control of CaMV 35S constitutive promoter (Ref: Lakshmanan et al. Biomacromolecules 2013, 14, 10)
pDONR-cox2:gfp and pDONR-cox2:rluc	N/A	N/A	Encodes green fluorescent protein and Renilla luciferase genes, respectively, under the control of cox2 mitochondrial-specific promoter (Ref: Chuah et al. Sci Rep 2015, 5, 7751)
dsDNA (PCR-amplified from pBI221-P35S-Rluc-TNOS)	N/A	N/A	Encodes green fluorescent protein and Renilla luciferase genes, respectively, under the control of CaMV 35S constitutive promoter (Ref: Lakshmanan et al. Plant Biotechnol 2015, 32, 39)
GFP5 siRNA	N/A	N/A	For RNA interference-mediated silencing of green fluorescent protein (Ref: Numata et al. Plant Biotechnol J 2014, 12, 1027)
CHS siRNA	N/A	N/A	For RNA interference-mediated silencing of chalcone synthase (Ref: Numata et al. Plant Biotechnol J 2014, 12, 1027)
1 mL and 10 mL Plastic Syringes	TERUMO Corporation	SS-01T, SS-10ESZ
1.5 mL Microcentrifuge Tube	AS ONE Corporation	151212
96-Well Flat-Bottom Plate	Asahi Glass Co., Ltd.	3860-096
Adhesive Tape	Sekisui Chemical Co., Ltd.	No. 835
Alcohol Dehydrogenase	Sigma-Aldrich Co., LLC.	A-7011
Atomic Force Microscope	Seiko Instruments Inc.	SPI3800, SPA 300HV
Atomic Force Microscope	Hitachi High-Tech Science Corporation	AFM5300E
BCA Protein Assay Kit	Thermo Fisher Scientific Inc.	23227
Cantilever	Hitachi High-Tech Science Corporation	K-A102001593
Confocal Laser Scanning Microscope	Carl Zeiss	LSM700
Cork Borer	Sigma-Aldrich Co., LLC.	Z165220	For excision of leaves into 1-cm diameter disks
Coverslip	Matsunami Glass Ind., Ltd.	C02261
Cuvette	Sarstedt	759116
Folded Capillary Cell	Malvern Instruments, Ltd.	DTS1070
Forceps	Shimizu Akira Inc.	Stainless pincet 150
Homogenization Pestle	Ieda Trading Corp.	9993
Mica	Nisshin EM Co., Ltd.	LC23Z
Microcentrifuge	Beckman Coulter	BKA46472
Microplate Reader	Molecular Devices Corporation	Spectra MAX M3
Microscope Slide	Matsunami Glass Ind., Ltd.	S011120
Pipette	Eppendorf Research® plus	3120000909
Pipette Tips	AS ONE Corporation	2-5138-01, 2-5138-02, 2-5138-03
Plastic Petri Dish	AS ONE Corporation	1-7484-01
Renilla Luciferase Assay Kit	Promega corporation	E2810
Rhodamine B Isothiocyanate	Sigma-Aldrich Co., LLC.	283924
RNase-Free Water	Qiagen	129112
Sodium Carbonate	Wako Pure Chemical Industries, Ltd.	199-01585
Surgical Blade and Handle	FEATHER Safety Razor Co., Ltd.	Stainless steel No. 14 (blade), No. 3L (handle)
Syringe Tip Cap	Musashi Engineering Inc.	NC-3E
Weighing Balance	Sartorius	CPA225D
Zeta Potentiometer	Malvern Instruments, Ltd.	Zetasizer Nano-ZS

Referanslar

Altman, A., Hasegawa, P. M. . Plant biotechnology and agriculture: Prospects for the 21st century. , (2011).
Horn, M. E., Woodard, S. L., Howard, J. A. Plant molecular farming: systems and products. Plant Cell Rep. 22, 711-720 (2004).
Gelvin, S. B. Agrobacterium-mediated plant transformation: the biology behind the "gene-jockeying" tool. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 67, 16-37 (2003).
Klein, T. M., Wolf, E. D., Wu, R., Sanford, J. C. High-velocity microprojectiles for delivering nucleic acids into living cells. Nature. 327, 70-73 (1987).
Fromm, M., Taylor, L. P., Walbot, V. Expression of genes transferred into monocot and dicot plant cells by electroporation. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 82, 5824-5828 (1985).
Krens, F. A., Molendijk, L., Wullems, G. J., Schilperoort, R. A. In vitro transformation of plant protoplasts with Ti-plasmid DNA. Nature. 296, 72-74 (1982).
Birch, R. G. Plant transformation: problems and strategies for practical application. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 48, 297-326 (1997).
Newell, C. A. Plant transformation technology. Developments and applications. Mol. Biotechnol. 16, 53-65 (2000).
Nielsen, K. M., Bones, A. M., Smalla, K., van Elsas, J. D. Horizontal gene transfer from transgenic plants to terrestrial bacteria–a rare event?. FEMS Microbiol. Rev. 22, 79-103 (1998).
Chuah, J. A., Kaplan, D., Numata, K., Cai, W. Chapter 25, Engineering peptide-based carriers for drug and gene delivery. Engineering in Translational Medicine. , 667-689 (2014).
Nitta, S., Numata, K. Biopolymer-based nanoparticles for drug/gene delivery and tissue engineering. Int. J. Mol. Sci. 14, 1629-1654 (2013).
Numata, K. Poly(amino acid)s/polypeptides as potential functional and structural materials. Polym. J. 47, 537-545 (2015).
Numata, K., Kaplan, D. L. Silk-based delivery systems of bioactive molecules. Adv. Drug Deliv. Rev. 62, 1497-1508 (2010).
Numata, K., Subramanian, B., Currie, H. A., Kaplan, D. L. Bioengineered silk protein-based gene delivery systems. Biomaterials. 30, 5775-5784 (2009).
Chugh, A., Eudes, F., Shim, Y. S. Cell-penetrating peptides: nanocarrier for macromolecule delivery in living cells. IUBMB Life. 62, 183-193 (2010).
Eggenberger, K., Mink, C., Wadhwani, P., Ulrich, A. S., Nick, P. Using the peptide Bp100 as a cell-penetrating tool for the chemical engineering of actin filaments within living plant cells. ChemBioChem. 12, 132-137 (2011).
Numata, K., Kaplan, D. L. Silk-based gene carriers with cell membrane destabilizing peptides. Biomacromolecules. 11, 3189-3195 (2010).
Numata, K., Hamasaki, J., Subramanian, B., Kaplan, D. L. Gene delivery mediated by recombinant silk proteins containing cationic and cell binding motifs. J. Control. Release. 146, 136-143 (2010).
Numata, K., Mieszawska-Czajkowska, A. J., Kvenvold, L. A., Kaplan, D. L. Silk-based nanocomplexes with tumor-homing peptides for tumor-specific gene delivery. Macromol. Biosci. 12, 75-82 (2012).
Numata, K., Reagan, M. R., Goldstein, R. H., Rosenblatt, M., Kaplan, D. L. Spider silk-based gene carriers for tumor cell-specific delivery. Bioconjugate Chem. 22, 1605-1610 (2011).
Chuah, J. A., Yoshizumi, T., Kodama, Y., Numata, K. Gene introduction into the mitochondria of Arabidopsis thaliana via peptide-based carriers. Sci. Rep. 5, 7751 (2015).
Numata, K., Yoshizumi, T., Kodama, Y. Plant transformation method. Patent. , (2015).
Ng, K. K., et al. Intracellular delivery of proteins in intact plants via fusion peptides. PLoS ONE. 11, e0154081 (2016).
Lakshmanan, M., Kodama, Y., Yoshizumi, T., Sudesh, K., Numata, K. Rapid and efficient gene delivery into plant cells using designed peptide carriers. Biomacromolecules. 14, 10-16 (2012).
Lakshmanan, M., Yoshizumi, T., Sudesh, K., Kodama, Y., Numata, K. Double-stranded DNA introduction into intact plants using peptide-DNA complexes. Plant Biotechnol. 32, 39-45 (2015).
Numata, K., Ohtani, M., Yoshizumi, T., Demura, T., Kodama, Y. Local gene silencing in plants via synthetic dsRNA and carrier peptide. Plant Biotechnol. J. 12, 1027-1034 (2014).
Numata, K., et al. Enzymatic degradation processes of poly[(R)-3-hydroxybutyric acid] and poly[(R)-3-hydroxybutyric acid-co-(R)-3-hydroxyvaleric acid] single crystals revealed by atomic force microscopy: effects of molecular weight and second-monomer composition on erosion rates. Biomacromolecules. 6, 2008-2016 (2005).
Numata, K., et al. Adsorption of biopolyester depolymerase on silicon wafer and poly[(R)-3-hydroxybutyric acid] single crystal revealed by real-time AFM. Macromol. Biosci. 6, 41-50 (2006).
Kawai, S., Nishizawa, M. New procedure for DNA transfection with polycation and dimethyl sulfoxide. Mol. Cell. Biol. 4, 1172-1174 (1984).
Liu, F., Song, Y., Liu, D. Hydrodynamics-based transfection in animals by systemic administration of plasmid DNA. Gene Ther. 6, 1258-1266 (1999).
Luo, D., Saltzman, W. M. Enhancement of transfection by physical concentration of DNA at the cell surface. Nat. Biotechnol. 18, 893-895 (2000).
Boynton, J. E., et al. Chloroplast transformation in Chlamydomonas with high velocity microprojectiles. Science. 240, 1534-1538 (1988).
Sikdar, R. S., Serino, G., Chaudhuri, S., Maliga, P. Plastid transformation. Arabidopsis thaliana Plant Cell Rep. 18, 20-24 (1998).
Svab, Z., Hajdukiewicz, P., Maliga, P. Stable transformation of plastids in higher plants. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 87, 8526-8530 (1990).
Liu, Y. G., et al. Complementation of plant mutants with large genomic DNA fragments by a transformation-competent artificial chromosome vector accelerates positional cloning. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 96, 6535-6540 (1999).
Park, H. S., Lee, B. M., Salas, G. M., Srivatanakul, M., Smith, H. R. Shorter T-DNA or additional virulence genes improve Agrobactrium-mediated transformation. Theor. Appl. Genet. 101, 1015-1020 (2000).
Frary, A., Hamilton, C. M. Efficiency and stability of high molecular weight DNA transformation: an analysis in tomato. Transgenic Res. 10, 121-132 (2001).
Que, Q., et al. Maize transformation technology development for commercial event generation. Front. Plant Sci. 5, 379 (2014).
Miranda, A., Janssen, G., Hodges, L., Peralta, E. G., Ream, W. Agrobacterium tumefaciens transfers extremely long T-DNAs by a unidirectional mechanism. J. Bacteriol. 174, 2288-2297 (1992).
Loeb, T. A., Spring, L. M., Steck, T. R., Reynolds, T. L., Bajaj, Y. P. S. Transgenic wheat (Triticum spp.). Transgenic Crops I. , 14-36 (2000).

Etiketler

Peptide-derived Method Gene And Protein Transport Cellular And Organellar Barriers Plant Transformation Syringe-assisted Transfection Peptide-plasma DNA Formulation Dynamic Light Scattering Zeta Potential Atomic Force Microscopy Arabidopsis Thaliana

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Bu Makaleden Alıntı Yapın

Chuah, J., Horii, Y., Numata, K. Peptide-derived Method to Transport Genes and Proteins Across Cellular and Organellar Barriers in Plants. J. Vis. Exp. (118), e54972, doi:10.3791/54972 (2016).