Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

J. Moritz Kaths; Juan Echeverri; Nicolas Goldaracena; Kristine S. Louis; Paul Yip; Rohan John; Istvan Mucsi; Anand Ghanekar; Darius Bagli; Markus Selzner; Lisa A. Robinson

doi:10.3791/53765

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Tıp

Eterotopico renale Autotrapianto in un modello di suino: un protocollo Step-by-Step

Published: February 21, 2016

doi:

10.3791/53765

J. Moritz Kaths^1,2, Juan Echeverri^1,3, Nicolas Goldaracena¹, Kristine S. Louis¹, Paul Yip⁴, Rohan John⁴, Istvan Mucsi⁵, Anand Ghanekar¹, Darius Bagli⁶, Markus Selzner¹, Lisa A. Robinson²

¹Multi Organ Transplant Program, Department of Surgery,Toronto General Hospital, ²Division of Nephrology,The Hospital for Sick Children, ³Programa de Doctorat en Medicina,La Universitat Autónoma de Barcelona, ⁴Laboratory Medicine and Pathobiology,Toronto General Hospital, ⁵Tıp Fakültesi,Toronto General Hospital, ⁶Departments of Surgery (Urology) & Physiology, Developmental & Stem Cell Biology,The Hospital for Sick Children

Özet

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Abstract

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.

Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Introduction

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients with end-stage renal disease, due to associated lower rates of morbidity and mortality when compared to dialysis ^1-3. Despite major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, graft shortage still poses a severe challenge worldwide. The number of patients waiting for a kidney transplant by far exceeds the number of organs available ^4-6. To increase the number of kidneys available for transplantation and to reduce patient waiting times, further sources of kidney grafts are needed.

Commonly, standard criteria donor (SCD) and extended criteria donor (ECD) kidney grafts from donation after brain death (DBD) as well as kidneys recovered from live donors (LDKT) are utilized. Since the 1990s, an increasing number of kidney grafts have been recovered in a donation after circulatory death (DCD) scenario, to further expand the donor pool ^7,8. However, DCD and ECD kidney grafts demonstrate acceptable but decreased outcomes after transplantation, depending on different factors, such as donor age, warm and cold ischemia times, and the preservation technique used ^9-11. Thus, additional research is required to improve the outcome of patients receiving marginal kidney grafts and to further increase the donor pool.

The porcine model of renal transplantation is well established and provides a clinical important scenario to investigate innovative approaches for the improvement of marginal kidney graft outcomes. In contrast to rodent and canine kidneys, which are unilobular, porcine and human kidneys are multilobular and are anatomically similar, particularly in regard to the arterial, venous, and urinary collecting systems ^12,13. In addition, porcine and human kidneys demonstrate similarities in the pathophysiology of ischemia reperfusion injury (IRI), biochemistry, and immunological parameters ¹⁴. Thus, porcine renal transplantation is well-suited to investigate new organ preservation methods for marginal kidney grafts ^15-17, model human IRI ¹⁸, study immunological pathways and allograft tolerance ¹⁹, provide surgical training ^20-22, test new pharmacological therapies ²³, implement new medical devices, and study new immunological mechanisms in xenotransplantation ^24-26.

The renal porcine and human transplantation settings are not completely analogous. This article focuses on important technical details that will facilitate successful establishment of a renal autotransplantation model. Species-adapted pre- and postoperative housing, administration of anesthesia with close monitoring, and matched surgical techniques are described in the protocol and demonstrated in the video. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess the function of the transplanted kidney. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow more in-depth assessment. For studies aimed at investigating alternative graft preservation methods and mechanisms of IRI, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the complications and confounding bias associated with rejection and use of immunosuppressive medications.

Protocol

Tutti gli animali hanno ricevuto cura umana e tutti gli studi che abbiamo effettuato in conformità con le politiche e le linee guida del Consiglio canadese sulla cura degli animali. Tutte le procedure sono state eseguite in condizioni di utilizzo degli animali protocolli che sono stati approvati dal Comitato Istituzionale Animal Care University Health Network. Nota: Una panoramica schematica del protocollo di studio è presentato in Figura 1. Figura 1. Protocollo di studio. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura. 1. Gli animali Utilizzare maschi maiali Yorkshire (30 kg) in questo protocollo. 2. Rene Graft Retrieval procedura preoperatoria Casa del maschio Yorkshire maiali in una struttura di ricerca per almeno una settimana per acclimatarsi loro. Utilizzare iniezione intramuscolare di una cefalosporina di terza generazione, come il ceftiofur, per 3 giorni per ridurre il potenziale rischio di infezioni da Streptococcus suis e Salmonella. Digiunare i maiali per un minimo di 6 ore prima dell'induzione dell'anestesia per evitare l'aspirazione. Avviare anestesia del maiale tramite iniezione intramuscolare di ketamina (20 mg / kg), atropina (0,04 mg / kg), e midazolam (0,3 mg / kg). Successivamente, trasportare l'animale dalla struttura custodia alla sala operatoria (OR). Posizionare il maiale in posizione supina sul tavolo o. Lasciare che il maiale di respirare 2 L di ossigeno con il 5% di isoflurano spontaneamente. Esporre le corde vocali con un laringoscopio e spruzzarli con 2% soluzione topica di lidocaina per impedire laringospasmo intubazione-indotta. Dopo intubazione con un tubo di 6,5 millimetri, bloccare il bracciale con 3-5 ml di aria. Nota: capnometria conferma la positio corretton del tubo tracheale. Diminuire il gas isoflurano al 2,5%. Impostare il ventilatore 14-16 respiri / min e il volume corrente di 10-15 ml / kg di peso corporeo. Monitorare attentamente il maiale. La frequenza cardiaca e la saturazione di ossigeno sono registrate da pulsossimetria. Verificare il corretto anesthetization dalla frequenza cardiaca ridotta (inferiore a 150 battiti / min) e la pressione sanguigna (sotto di valori sistolici di 100 mmHg) e assenza di movimenti suina (uso della miorilassanti). In condizioni sterili, introdurre un 9,5 p singolo lume del catetere permanente nella vena giugulare interna usando la tecnica Seldinger 27. In breve, utilizzare un ago per forare la vena. Dopo l'introduzione del filo guida, sostituire l'ago con l'introduttore peel-away, seguita dalla sostituzione del filo con il catetere vascolare. Fissare il catetere per la pelle con una seta 3-0 o non assorbibile monofilamento di sutura. Somministrare 500 mg di metronidazolo, 1 g di cefazolina, e 20 mg di pantoprazolo. Anno Dominiministro 200 ml di soluzione di Ringer lattato con il 5% di destrosio (D5W) e 1 ml di fentanil citrato all'ora per via endovenosa durante l'intervento chirurgico. Applicare veterinaria pomata oftalmica sugli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. Operazione chirurgica Terminata la disinfezione sterile e copertura del campo chirurgico, effettuare un'incisione mediana di 25 cm di lunghezza. Inserire un divaricatore. Coprire grandi e piccole viscere con un asciugamano e posizionarle sul lato sinistro per un accesso ottimale al rene destro. Liberare l'uretere e il diritto stesso rene da eventuali tessuti aderenti utilizzando la cauterizzazione. Sezionare la vena renale destra e l'arteria utilizzando la cauterizzazione fino alla loro origine dalla vena cava inferiore e l'aorta, rispettivamente, sono liberi. Per evitare vasospasmo arterioso, deve essere considerata la somministrazione di 30-65 mg di papaverina. Dopo la dissezione completa renali, cravatta (seta, 3-0) e tagliare l'uretere distale. preparEA ciotola di ghiaccio e una borsa organo sterile. Innanzitutto, bloccare l'arteria renale vicino all'aorta e secondo, serrare la vena renale vicino alla vena cava con fascette vaso. Successivamente, resecare l'innesto rene e cannulate immediatamente l'arteria renale con una cannula dell'arteria renale. Utilizzare 500 ml di soluzione ghiacciata istidina-triptofano-chetoglutarato (HTK) per scovare il sangue. Conservare il rene in ghiaccio fino al trapianto. In situ, chiudere l'arteria renale residua con una legatura (seta, 2-0) e la vena renale con una sutura continua (prolene, 6-0). Dopo aver controllato l'area sezionato di sanguinamento, chiudere la parete addominale con una sutura continua (monofilo, 1) e la pelle con una seta 3-0 o non assorbibile sutura monofilamento .. procedura postoperatoria Fissare il catetere venoso per via sottocutanea con una sutura (seta, 3-0) e il tunnel alla schiena del maiale per evitare manipolazioni indesiderate. Dopo aver posizionato il maiale prona, suture (seta, 3-0) il catetere saldamente alla pelle. Svezzare il maiale dal ventilatore e lasciarlo recuperare nella sua area locale dopo l'estubazione. Somministrare Ringer lattato per via endovenosa per l'espansione del volume e somministrare 0,3 mg di buprenorfina per l'analgesia. Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale. 3. Rene Graft trapianto procedura preoperatoria Anestetizzare il maiale con iniezione endovenosa di propofol (1-2 mg / kg di peso corporeo) seguita da una infusione continua di propofol a una velocità di 50-100 mg / hr. Re-intubare il maiale come descritto al punto 2.1.3 e 2.1.4 e impostare il gas isoflurano al 3-4%. Somministrare 1 g di cefazolina e 20 mg di pantoprazolo iv Durante l'intervento chirurgico, utilizzare lo stesso protocollo anestetico come descritto in 2.1.4. Terminata la disinfezione sterile, praticare un taglio di 4 cm accanto alla trachea. Sezionare la TISSUE per esporre l'arteria carotidea. Passare forcipe over-Holt e una cravatta di seta (2-0) intorno all'arteria. Usare la tecnica di Seldinger introdurre un catetere di plastica per misurare continuamente la pressione arteriosa durante l'intervento chirurgico. In alternativa, tecniche di misurazione della pressione sanguigna non invasiva possono essere utilizzati. Operazione chirurgica Dopo la disinfezione sterili, riaprire la cavità addominale tagliando le maglie della pelle e fascia suture, reintrodurre il divaricatore chirurgico per esporre la cavità addominale, e riposizionare l'intestino a sinistra per permettere un migliore accesso ai vasi infrarenali. Trapianto end-to-side l'innesto di rene conservato alla vena cava e l'aorta infrarenale. Pertanto, sezionare vena cava e l'aorta nel corso di 5-8 cm al di sopra della biforcazione iliaca usando pickup e cauterizzazione. Se possibile, non disturbare i vasi linfatici; se non è possibile, chiuderli con 5-0 punti di sutura prolene. Dopo aver completato la dissezione, controllare FOr sanguinamento e rimuovere il tessuto rimanente dai vasi. Assicurarsi che bloccaggio completo della vena cava e l'aorta con un morsetto Satinsky è fattibile. Avanti, resecare il (a sinistra) del rene controlaterale. Per fare ciò, posizionare l'intestino verso destra; sezionare l'uretere, il rene stesso, la vena renale, e l'arteria renale dal tessuto aderente. Legare i vasi sanguigni e uretere e resecare il rene. Verificare la presenza di sanguinamento. Riposizionare l'intestino alla sinistra per esporre l'aorta sottorenale e vena cava. Iniettare eparina (100 UI / kg di peso corporeo) e attendere almeno 2 minuti. Anastomosi venosa: Utilizzare un morsetto Satinsky per bloccare completamente la vena cava e fare una incisione feritoia che corrisponde alla dimensione di apertura della vena renale, utilizzando una lama 11. forbici Pott possono essere utilizzati per estendere ulteriormente la fessura. Dopo avvolgendo il rene in un panno contenente ghiaccio sterile, rimuoverlo dal ghiaccio e posizionarlo nel campo chirurgico. Utilizzare due double-armato 6-0prolene punti di sutura per eseguire un cranio e un punto angolo caudale. Approssimare il rene, legare l'angolo superiore ed eseguire una sutura in esecuzione utilizzando 6-0 prolene, a partire dalla parete di fondo. Dopo aver terminato 2/3, utilizzare l'altra estremità della fascetta per completare la sutura sul lato anteriore. Dopo aver legato i punti cranici, legare i punti di sutura all'angolo caudale. Posizionare un morsetto bulldog sulla vena renale e aprire il morsetto Satinsky. Controllare l'anastomosi di sanguinamento. Anastomosi arteriosa: Utilizzare la Satinsky morsetto di nuovo per bloccare completamente l'aorta. Utilizzare una lama 11 per fare una incisione feritoia, corrispondente all'apertura dell'arteria renale. Utilizzare un punzone rotondo 4,0 millimetri per garantire un'apertura pulita. Utilizzare una sutura 6-0 prolene per eseguire la anastomosi arteriosa, partendo dal lato ricevente. Assicurarsi che l'endotelio arterioso è incluso in ogni suture per evitare una dissezione. Nel frattempo, avviare una flebo continua di 10 ml norepinephrine (16 mg / 250 ml) diluito in 500 ml di lattato di Ringer e titolare di mantenere la pressione sistolica superiore a 100 mmHg. Iniettare verapamil intra-arteriosa prima del completamento della anastomosi arteriosa e somministrare papaverina topicamente all'esterno del recipiente per evitare vasospasmo. Posizionare un morsetto bulldog sul dell'arteria renale e aprire il morsetto Satinksy. Controllare le anastomosi di sanguinamento. Scartare il rene dal panno e rimuovere il ghiaccio. Aprire il morsetto bulldog venosa prima, seguita dalla pinza arteriosa bulldog. Dopo riperfusione, la produzione di urina dovrebbe iniziare immediatamente. Usare un panno per garantire una posizione favorevole per l'innesto trapiantato e mantenere una riperfusione omogenea. Ureterale Anastomosi: Usare le forbici Pott per aprire l'uretere dal trapianto e il destinatario su una lunghezza longitudinale di 0,5 cm. Utilizzare due 6.0 poliestere, poli (p-diossanone) sutura per la ure lato a latoanastomosi terale. Eseguire un stich angolo su ogni lato, quindi eseguire la parete di fondo in modo continuo prima, seguita dalla parete frontale. Dopo aver controllato per sanguinamento, rimuovere il tessuto e avvolgere alcuni tenue intorno al rene per tenerlo in posizione. Chiudere la parete addominale con due monofilo 1 punti di sutura. Chiudere la pelle con 3-0 seta o non assorbibile monofilamento di sutura. Mantenere la pressione sistolica superiore a 100 mmHg continuamente titolando attentamente l'infusione di noradrenalina finché il maiale è stato posto in posizione prona. procedura postoperatoria Dopo la chiusura addominale come detto sopra, a mantenere il maiale calda usando una piastra elettrica e coperta di calore a circolazione. Rimuovere la linea arteriosa, chiudere il foro di puntura nell'arteria con un prolene Stich 6-0 e chiudere il sito di incisione. Girare il maiale sulla posizione prona, fermare la flebo noradrenalina e svezzare il maiale dal ventilatore. Albasso il maiale di recuperare nella sua zona residenziale e monitorare attentamente per garantire un'efficace recupero dalla procedura. Prendere campioni di gas di sangue ogni ora attraverso il catetere giugulare impiantato. Fornire Ringer lattato per volume di sostituto e amministrare 0,3 mg di buprenorfina per l'analgesia. Dopo estubazione, monitorare il maiale attentamente finché non è in grado di bere spontaneamente. Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale. Non restituire un animale che ha subito un intervento chirurgico per la compagnia di altri animali fino alla completa guarigione. 4. post-chirurgica Follow Up Somministrare 0,3 mg di buprenorfina iv ogni 8 ore per almeno 2 giorni dopo un intervento chirurgico o più a lungo se necessario. Di routine somministrare una singola dose profilattica di antibiotici durante l'intervento chirurgico. In caso di segni di infezione, amministrare cefazolina 1 g iv due volte al giorno e metronidazolo iv volta al giorno finomiglioramento clinico si verifica. Somministrare Ringer lattato fino a quando il maiale beve acqua a sufficienza. 1.000 UI di eparina può essere utilizzato per bloccare il catetere per prevenire la coagulazione. Raccogliere campioni di sangue venoso attraverso il catetere giugulare e campioni urinari per valutare condizioni cliniche del maiale e la funzione renale. Per l'eutanasia, indurre l'anestesia del maiale con propofol IV (5-10 ml) e mantenerla con isoflurano 5%. Intubare il maiale come descritto sopra. Dopo relaparatomy e la raccolta del campione di tessuto renale, indurre l'arresto cardiaco mediante iniezione endovenosa di 40 Mval KCl.

Representative Results

Nel seguito, i risultati degli esperimenti autotrapianto renale (n = 4) sono dimostrati. Dopo il recupero iniziale innesto, i maiali recuperati nella loro zona dell'alloggiamento. Nel frattempo, gli innesti rene sono stati conservati in ghiaccio per un tempo medio di 7 h 35 min (± 18 min). Dopo reinduzione di anestesia e ripetere laparotomia, i reni controlaterale sono stati asportati e gli innesti memorizzati freddo trapiantate heterotopically come descritto. Dopo lo svezzamento dal ventilatore, i maiali sono stati recuperati da un intervento chirurgico e seguiti per 10 giorni (vedi Figura 1). Giornaliero (1-4 giorni post-operatorio; pod) o ogni due giorni (6-10 baccello) campioni di sangue sono stati raccolti per eseguire le analisi dei gas del sangue; per valutare l'azoto funzione renale, creatinina sierica e urea nel sangue valori (BUN) sono stati stimati. Per confronto, i risultati di un trapianto di rene con allotrapianto sono presentati. Per immunosoppressione, questo maiale ricevuto ciclosporina 100 mg PO e cortisone 250 mg ivbid La tecnica chirurgica utilizzata era lo stesso che nel protocollo autotrapianto; non è stato applicato il tempo di ischemia calda. Tutti i suini sono in buone condizioni cliniche durante il periodo di follow-up. I valori di creatinina e BUN siero rivelato il più alto incremento in primo giorno dopo l'intervento chirurgico (Crea 2,8 ± 0,7 mg / dl, azotemia 25,3 ± 7 mg / dl) e una diminuzione fino pod 10 (Crea 1.7 ± 0.4 mg / dl, azotemia 10,7 ± 4 mg / dl) vicino ai valori basali iniziali. L'innesto di rene con allotrapianto dimostrato valori di creatinina e BUN più elevati dopo una buona funzione iniziale del trapianto, rispetto ai autologhi, molto probabilmente a causa di rifiuto (Figura 2 e 3). Emostasi acido-base (figura 4) e livelli di elettroliti (Figura 5) sono rimasti stabili senza l'intervento. L'esame istologico ha mostrato tubulointerstitium conservato nel rene autotransplanted (Figure 6), e diffondere l'infiammazione interstiziale, tubulitis e glomerulite nel rene allotrapianto (Figura 7). I valori Figura 2. I valori di creatinina sierica. Creatinina sierica (media e deviazione standard) per linea di base e 10 dopo l'intervento chirurgico. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura. Figura 3. I valori sierici di Bun. I valori sierici di azotemia (media e deviazione standard) per linea di base e 10 giorni dopo l'intervento. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <p class="Jove_content" fo: keep-together.within-page = "1"> Figura 4. acido-base emostasi. Emostasi acido-base (media e deviazione standard) per la linea di base e 10 giorni dopo l'intervento. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. Figura 5. livelli di elettroliti. Livelli di elettroliti (media e deviazione standard) per basale e 10 giorni dopo l'intervento chirurgico. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura. Figura 6. Istologia (H &# 38;.. E), ingrandimento 100X tubulointerstitium normale nel rene autotransplanted 10 giorni dopo l'intervento chirurgico Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura. Figura 7. Istologia (H & E), ingrandimento 100X. Ampia interstiziale infiammazione, tubulitis, e glomerulite, coerente con il rifiuto, nel rene con allotrapianto 10 giorni dopo l'intervento. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Discussion

Il modello di trapianto di rene suina fornisce un'opportunità unica per promuovere il settore del trapianto su esseri umani a causa di somiglianze in aspetti chirurgici, la fisiologia, la biochimica e l'immunologia ^14.

A seconda dello scopo dello studio sperimentale, il modello di autotrapianto renale ha diversi vantaggi rispetto al modello allotrapianto. Anche se diversi gruppi riportano buona funzione renale dopo allotrapianto ^28, immunosoppressione nei suini è impegnativo, soprattutto nel trapianto renale. Campione di sangue preoperatorio analisi per garantire la compatibilità per i suini leucociti antigene (SLA) sono fattibili, ma costoso e poco pratico ^14. Dopo l'intervento, agenti immunosoppressori proposti quali tacrolimus e ciclosporina (inibitori della calcineurina, CNI) vengono somministrati per via orale o iv ^28. La somministrazione orale è impraticabile, come i maiali di solito rifiutano di ingoiare medica oralezione. Inoltre, ostruzioni intestinali potrebbero ovviare sufficiente assorbimento dei farmaci e mantenimento dei livelli di farmaco terapeutici immunosoppressivi. L'infusione continua di IV del CNI negli animali attivi è tecnicamente impegnativo. somministrazione endovenosa in bolo porta ad elevati valori di picco, che causano tossicità. Così, per la ricerca di nuove tecniche di conservazione, il modello di autotrapianto renale ha diversi vantaggi. Nei risultati rappresentativi del trapianto di rene allotransplantated dimostrato sopra, un picco in ritardo e aumento della creatinina e BUN indicare il rifiuto, che è stato dimostrato dalla valutazione istologica.

Il modello suino di autotrapianto è stato precedentemente utilizzato per studiare nuove tecniche di conservazione ^14,18,29. Tuttavia, i valori di creatinina e BUN postoperatorio siero segnalati di maiali autotransplanted in uno scenario cuore battere variano notevolmente a seconda del sistema sperimentale ^22,30 </sup>. Il protocollo donatore cuore battere presentiamo qui si traduce in una bassa postoperatoria creatinina sierica di picco di 2,8 mg / dl (± 0.7) e BUN picco di 25,3 mg / dl (± 7.4). Questi risultati sono confrontabili con i valori di picco bassi presentati da Hanto e colleghi ^{28 e} Snoeijs e colleghi ^31.

Per garantire un esito positivo dopo il trapianto renale in un modello di autotrapianto suina, abbiamo identificato diversi fattori tecnici chiave che riducono al minimo il tasso di alcune complicazioni. L'uso della soluzione istidina-triptofano-chetoglutarato (HTK) riduce il rischio di vasospasmo grazie al suo minor contenuto di potassio rispetto alla University of Wisconsin soluzione (UW). Per ridurre ulteriormente il rischio di vasospasmo al punto di riperfusione, verapamil può essere iniettato nell'arteria renale, e papaverina può essere somministrato per via topica durante il recupero e dopo la riperfusione. Inoltre, una flebo continua di noradrenalina titolata per mantenerela pressione arteriosa sistolica superiore a 100 mmHg assicura riperfusione omogenea. È utile mantenere questa pressione arteriosa almeno fino al maiale è posizionato prono. Inoltre, il posizionamento dell'innesto trapiantato è importante per prevenire l'attorcigliamento dei vasi sanguigni appena anastomizzato. Pertanto, è utile resecare rene controlaterale sinistra prima di cucire anastomosi dell'innesto per evitare vasta manipolazione meccanica. Dopo aver terminato l'anastomosi ureterale, avvolgendo tenue tutto il graft trapiantato assicura la sua posizione dopo la chiusura della parete addominale. Complicazioni, come ostruzioni intestinali a causa attorcigliamento dell'intestino sono raramente osservati, ma può portare a gravi complicazioni, tra cui ileo, perforazione intestinale, e la morte. Nel complesso, accurata tecnica chirurgica, l'anestesia attento e un attento monitoraggio durante il follow-up a garantire una buona funzionalità risultato e trapianto clinico.

Arterioso e venoso anastomosi possono essere Perfoconfermate utilizzando tecniche diverse. posizionamento ortotopico del trapianto permette anastomosi end-to-end dell'arteria renale e vena. Nel caso del trapianto eterotopico, l'innesto può essere posizionato nella fossa renale controlaterale per anastomosi end-to-end, sui vasi iliaci, o dell'aorta distale direttamente. Il trapianto eterotopico con anastomosi di aorta e Cava direttamente nella tecnica end-to-side sono da preferire in questo modello in quanto può ridurre il rischio di trombosi e di vasospasmo ^32. variazioni anatomiche con biforcazioni venose molto presto potrebbero portare alla necessità di cucire due anastomosi venose separati. Se l'arteria o vena sono relativamente brevi, l'innesto può essere ruotato di 180 ° per ottenere la lunghezza dei vasi. Ureterale anastomosi da lato a lato può ottenere buoni risultati sperimentali senza complicare stenosi o perdite urinarie.

In generale, il modello suino di trapianto renale offre vantaggi rispetto ad altri modelli animali. come described sopra, esistono alcune somiglianze tra la suina e l'ambiente umano, che permette la traduzione relativamente veloce di nuove tecniche nella pratica clinica. La tecnica del trapianto è tecnicamente più semplice rispetto ai modelli di roditori. Inoltre, per il posizionamento dei cateteri venosi, i campioni di sangue periferico possono essere raccolti facilmente e trattati per ulteriori indagini. La raccolta delle urine permette un'ulteriore valutazione del danno renale e funzione. Per raccogliere campioni di urina, un catetere percutaneo può essere inserito nella vescica urinaria. Per evitare la manipolazione del maiale, l'estremità distale dovrebbe essere tunneling via sottocutanea alla parte posteriore dell'animale. Un'altra opzione per la raccolta delle urine è l'uso di gabbie metaboliche che consentono periodi prolungati di raccolta per stimare la clearance della creatinina e la concentrazione di biomarker aggiuntivi nelle urine. Ecografia, TAC, risonanza magnetica e le immagini sono possibili. Donazione dopo protocolli morte circolatori può essere imitato applicando caldoischemia prima il recupero. Inoltre, i maiali sono relativamente facili da gestire se castrato di limitare il loro comportamento aggressivo.

Gli svantaggi includono gli alti costi di acquisto degli animali, abitazioni, attrezzature mediche chirurgiche e altri, e di manodopera. Questi fattori significa che non è possibile includere un gran numero di animali in ciascun gruppo di studio. Inoltre, rispetto ai modelli di roditori, un numero limitato di riferimenti sono disponibili in letteratura per suini dati biologici normativi. In alternativa per la valutazione di nuove tecniche sviluppate, come ad esempio i metodi di conservazione nuovi, altri gruppi hanno descritto il normotermico ex vivo riperfusione come alternativa al trapianto renale ^33,34. Questa tecnica è più facile da eseguire e meno costoso. Tuttavia, standardizzato il trapianto di rene trapiantato fornisce un modello più simile alla pratica clinica e permette più a lungo follow-up periodi. Pertanto, serve per un innesto più realistico valutaremento.

In conclusione, il modello suino di autotrapianto renale eterotopico fornisce una clinica importante scenario per indagare nuovi approcci innovativi per il miglioramento dei risultati trapianto di rene. In particolare, questo protocollo dispone di importanti dettagli tecnici che facilitino il successo creazione di un modello di autotrapianto renale e permette la rapida traduzione di nuove scoperte di studi clinici.

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank the Sorin Group (Milano, Italy), XVIVO Perfusion Inc. (Goteborg, Sweden), and Braun AG (Melsungen, Germany) for their support. We highly appreciate the support of the John David and Signy Eaton Foundation.

Materials

Anesthesia Equipment
Anesthesia Machine, Optimax	Moduflex Anesthesia Equipment	SN5180
Infusion Pump 3,000	SIMS Graseby LTD.	SN300050447
Infusion Pump Line	Smith Medical ASD Inc.	21-0442-25
Intravenous permanent catheter (9.5 Fr)	Cook Medical Company	G01865
Isoflurane Vapor 19.1	Draeger Medical Canada Inc.	N/A
Mallinckrodt, Tracheal Tube, 6.5 mm	Covidien Canada	86449
Temperature Therapy Pad	Gaymar Industries Inc	TP26E
Ventilator, AV 800	DRE Medical Equipment	40800AVV
Warm Touch, Patient Warming System	Nellcor/ Covidien Canada	5015300A
Name	Company	Catalog Number	Yorumlar
Surgical Equipment
Abdominal Retractor	Medite GmbH	07-0001-00
Aorta/vein punch 4.0 mm, round	Scanlan International Inc.	1001-602
De Bakey, Atraumatic Peripheral, Clamp	Aesculap Inc.	FB463R
De Bakey-Beck, Atraumatic Vena Cava, Clamp	Aesculap Inc.	FB519R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Straight	Aesculap Inc.	FB422R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Curved	Aesculap Inc.	FB423R
De Bakey, Atraumatic Coarctation Clamp, Angled	Aesculap Inc.	FB453R
Dissection Blade #11	Feather Safety Razor Co.	089165B
Connector (1/4") with male luer lock	Sorin Group Inc.	AB1452
Liver Admin Set (flush line)	CardioMed Supplies Inc	17175
Maxon, 1	Covidien Canada	606173
Med-Rx Suction Connecting Tube	Benlan Inc.	70-8120
Organ Bag	CardioMed Supplies Inc	2990
Potts – De Martel, Scissors	Aesculap Inc.	BC648R
Renal artery cannula, 1.6"	Sorin Group Inc.	VC-11000
Sofsilk, 2-0	Covidien Canada	S405
Sofsilk, 3-0	Covidien Canada	S404
Satinsky, Suprahepatic Cava Clamp	Aesculap Inc.	FB605R
Suction Tip	Tyco Healthcare Group LP	8888501023
Surgipro II, 6-0	Covidien Canada	VP733X
Valleylab, Cautery Pencil	Covidien Canada	E2515H
Valleylab, Force Tx	Valleylab Inc.	216151480
Valleylab, Patient Return Electrode	Covidien Canada	E7507
Name	Company	Catalog Number	Yorumlar
Medication
Atropine Sulfate 15 mg/30 ml	Rafter 8 Products	238481
Buprenorphine 0.3 mg/ml	RB Pharmaceuticals LDT	N/A
Ceftiofur 3 mg/mL	Pfizer Canada Inc.	11103
Cefazolin 1 g	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2237138
Fentanyl Citrate 0.25 mg/5 ml	Sandoz Canada Inc.	2240434
Heparin 10,000 iU/10 ml	Sandoz Canada Inc.	10750
Histidine-tryptophan-ketoglutarate (HTK) solution	Methapharm	CU001LBG
Isoflurane 99.9%, 250 ml	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2231929
Ketamine Hydrochloride 5000 mg/50 ml	Bimeda-MTC Animal Health Inc.	612316
Lactated Ringer’s + 5% Dextrose 1 L	Baxter Corporation	JB1064
Lactated Ringer’s 1 L	Baxter Corporation	JB2324
Metronidazole 500 mg/100 ml	Baxter Corporation	870420
Midazolam 50 mg/10 ml	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2242905
Norepinephrine 16 mg/250 mL Dextrose 5%	Baxter Corporation	N/A
Pantoprazole 40 mg	Sandoz Canada Inc.	2306727
Papaverine 65 mg/2 mL	Sandoz Canada Inc.	9881
Propofol 1000 mg/100 ml	Pharmascience Inc.	2244379
Saline 0.9%, 1 L	Baxter Corporation	60208
Solu-Medrol 500 mg	Pfizer Canada Inc.	2367963
Verapamil	Sandoz Canada Inc.	2166739
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 ml	AstraZeneca	2003767

Referanslar

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Etiketler

Heterotopic Renal Autotransplantation Porcine Model Surgical Procedure Renal Graft Intubation Jugular Vein Catheter Antibiotics Analgesics Midline Incision Ureter Renal Vein Renal Artery Papavarine Vessel Clamps Renal Artery Cannula Organ Preservation Autotransplantation Kidney Transplant

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Kaths, J. M., Echeverri, J., Goldaracena, N., Louis, K. S., Yip, P., John, R., Mucsi, I., Ghanekar, A., Bagli, D., Selzner, M., Robinson, L. A. Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol. J. Vis. Exp. (108), e53765, doi:10.3791/53765 (2016).