Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

J. Moritz Kaths; Juan Echeverri; Nicolas Goldaracena; Kristine S. Louis; Paul Yip; Rohan John; Istvan Mucsi; Anand Ghanekar; Darius Bagli; Markus Selzner; Lisa A. Robinson

doi:10.3791/53765

JoVE Journal > Medicine

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Tıp

Heterotope Renal Autotransplantatie in een Varkens Model: A Step-by-Step Protocol

Published: February 21, 2016

doi:

10.3791/53765

J. Moritz Kaths^1,2, Juan Echeverri^1,3, Nicolas Goldaracena¹, Kristine S. Louis¹, Paul Yip⁴, Rohan John⁴, Istvan Mucsi⁵, Anand Ghanekar¹, Darius Bagli⁶, Markus Selzner¹, Lisa A. Robinson²

¹Multi Organ Transplant Program, Department of Surgery,Toronto General Hospital, ²Division of Nephrology,The Hospital for Sick Children, ³Programa de Doctorat en Medicina,La Universitat Autónoma de Barcelona, ⁴Laboratory Medicine and Pathobiology,Toronto General Hospital, ⁵Tıp Fakültesi,Toronto General Hospital, ⁶Departments of Surgery (Urology) & Physiology, Developmental & Stem Cell Biology,The Hospital for Sick Children

Özet

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Abstract

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.

Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Introduction

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients with end-stage renal disease, due to associated lower rates of morbidity and mortality when compared to dialysis ^1-3. Despite major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, graft shortage still poses a severe challenge worldwide. The number of patients waiting for a kidney transplant by far exceeds the number of organs available ^4-6. To increase the number of kidneys available for transplantation and to reduce patient waiting times, further sources of kidney grafts are needed.

Commonly, standard criteria donor (SCD) and extended criteria donor (ECD) kidney grafts from donation after brain death (DBD) as well as kidneys recovered from live donors (LDKT) are utilized. Since the 1990s, an increasing number of kidney grafts have been recovered in a donation after circulatory death (DCD) scenario, to further expand the donor pool ^7,8. However, DCD and ECD kidney grafts demonstrate acceptable but decreased outcomes after transplantation, depending on different factors, such as donor age, warm and cold ischemia times, and the preservation technique used ^9-11. Thus, additional research is required to improve the outcome of patients receiving marginal kidney grafts and to further increase the donor pool.

The porcine model of renal transplantation is well established and provides a clinical important scenario to investigate innovative approaches for the improvement of marginal kidney graft outcomes. In contrast to rodent and canine kidneys, which are unilobular, porcine and human kidneys are multilobular and are anatomically similar, particularly in regard to the arterial, venous, and urinary collecting systems ^12,13. In addition, porcine and human kidneys demonstrate similarities in the pathophysiology of ischemia reperfusion injury (IRI), biochemistry, and immunological parameters ¹⁴. Thus, porcine renal transplantation is well-suited to investigate new organ preservation methods for marginal kidney grafts ^15-17, model human IRI ¹⁸, study immunological pathways and allograft tolerance ¹⁹, provide surgical training ^20-22, test new pharmacological therapies ²³, implement new medical devices, and study new immunological mechanisms in xenotransplantation ^24-26.

The renal porcine and human transplantation settings are not completely analogous. This article focuses on important technical details that will facilitate successful establishment of a renal autotransplantation model. Species-adapted pre- and postoperative housing, administration of anesthesia with close monitoring, and matched surgical techniques are described in the protocol and demonstrated in the video. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess the function of the transplanted kidney. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow more in-depth assessment. For studies aimed at investigating alternative graft preservation methods and mechanisms of IRI, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the complications and confounding bias associated with rejection and use of immunosuppressive medications.

Protocol

Alle dieren kregen humane zorg en alle onderzoeken we in overeenstemming met het beleid en de richtlijnen van de Canadian Council on Animal Care uitgevoerd. Alle procedures werden uitgevoerd onder Animal Met protocollen die door de Universiteit Health Network Institutional Animal Care Committee goedgekeurd uitgevoerd. Opmerking: Een schematisch overzicht van het studieprotocol is weergegeven in figuur 1. Figuur 1. Studie protocol. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. 1. Dieren Gebruik mannelijke Yorkshire varkens (30 kg) in dit protocol. 2. nier Graft Retrieval preoperatieve Procedure Het huis van de man Yorkshire varkens in een onderzoeksfaciliteit minstens een week acclimatiseren aan hen. Gebruik intramusculaire injectie van de derde generatie cefalosporine, zoals ceftiofur, gedurende 3 dagen om het potentiële risico van infecties met Streptococcus suis en Salmonella verminderen. Snel de varkens minimaal 6 uur voor inductie van anesthesie aspiratie te voorkomen. Initiëren verdoving van het varken door een intramusculaire injectie van ketamine (20 mg / kg), atropine (0,04 mg / kg), en midazolam (0,3 mg / kg). Vervolgens transporteren dier uit de behuizing mogelijk om de operatiekamer (OK). Plaats het varken in een liggende positie op de OR tafel. Laat het varken tot 2 liter zuurstof te ademen met 5% van isofluraan spontaan. Expose de stembanden met een laryngoscoop en spuit ze met 2% lidocaïne actueel oplossing to-intubatie geïnduceerde laryngospasm voorkomen. Na intubatie met een 6,5 mm buis, blokkeren de manchet met 3-5 ml lucht. Opmerking: Capnometrie bevestigt de juiste position van de tracheale buis. Verlaag de isofluraan gas naar 2,5%. Stel het beademingsapparaat 14-16 ademhalingen / min en het ademvolume tot 10-15 ml / kg lichaamsgewicht. Bewaak het varken op de voet. Hartslag en zuurstofverzadiging worden geregistreerd door puls oxymetrie. Bevestig juiste verdoving door vertraagde hartslag (minder dan 150 slagen / min) en de bloeddruk (systolische waarden onder 100 mmHg) en afwezigheid van varkens bewegingen (zonder gebruik van spierverslappers). Onder steriele omstandigheden, introduceren een 9,5 Fr. enkel lumen permanente katheter in de interne halsader behulp seldingertechniek 27. In het kort, gebruik dan een naald om de ader te prikken. Na de introductie van de gids-draads, vervang de naald met de peel-away introducer, gevolgd door vervanging van de draad met de vasculaire katheter. Bevestig de katheter aan de huid met een 3-0 zijde of niet-absorbeerbaar monofilament hechtmateriaal. Dien 500 mg metronidazol, 1 g cefazoline en 20 mg pantoprazol. Advertentieminister 200 ml lactaat Ringer's oplossing met een 5% dextrose (D5W) en 1 ml fentanyl citraat per uur intraveneus gedurende de operatie. Toepassen veterinaire oogzalf op de ogen te voorkomen droogheid terwijl onder verdoving. chirurgische Procedure Na steriele desinfectie en dekking van het operatiegebied, het uitvoeren van een incisie van 25 cm lengte. Steek een retractor. Bedek grote en kleine darmen met een handdoek en plaats ze aan de linker kant voor een optimale toegang tot de rechter nier. Bevrijd de urineleider en de rechter nier zich van alle aanhangend weefsel met behulp van de cauterisatie. Ontleden rechts renale ader en slagader met de cauterisatie tot de oorsprong van de onderste vena cava en de aorta respectievelijk vrij. Om arterieel vasospasme te voorkomen, dient de toediening van 30-65 mg papaverine worden overwogen. Na volledige renale dissectie, stropdas (zijde, 3-0) en snijd de urineleider distaal. preparea kom van ijs en een steriele zak orgel. Ten eerste, klem de nierslagader in de buurt van de aorta en de tweede, klem de renale ader dicht bij de vena cava met behulp vaartuig klemmen. Vervolgens resect de nier transplantaat en meteen canule de nierslagader met een nierslagader canule. Gebruik 500 ml ijskoude histidine-tryptofaan-ketoglutaraat (HTK) oplossing voor het spoelen van het bloed. Bewaar de nier op ijs tot transplantatie. In situ, sluit de resterende nierslagader met een ligatuur (zijde, 2-0) en de renale ader met een lopende hechting (prolene, 6-0). Na controle van het uitgesneden gebied voor bloeden, sluit de buikwand met een doorlopende draad (monofil, 1) en de huid met 3-0 zijde of niet-absorbeerbaar monofilament hechtmateriaal .. postoperatieve Procedure Bevestig de veneuze katheter subcutaan met een hechtdraad (zijde, 3-0) en de tunnel is terug van het varken om ongewenste manipulatie te voorkomen. Na het plaatsen van het varken gevoelig, sOEKOMSTIGE (zijde, 3-0) de catheter stevig op de huid. Spenen het varken uit de ventilator en laat het herstellen in zijn behuizing gebied na extubatie. Dien Ringer's lactaat intraveneus voor volume-uitbreiding en het beheer van 0,3 mg buprenorfine voor analgesie. Heeft een dier niet onbeheerd achter te laten tot het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om borstligging handhaven. 3. nier Graft Transplantation preoperatieve Procedure Verdoven het varken via intraveneuze injectie van propofol (1-2 mg / kg lichaamsgewicht) gevolgd door een continue infusie van propofol met een snelheid van 50-100 mg / uur. Re-intuberen het varken zoals beschreven in stap 2.1.3 en 2.1.4 en stel de isofluraan gas tot 3-4%. Dien 1 g cefazoline en 20 mg pantoprazol iv Tijdens de operatie, maken gebruik van dezelfde verdoving protocol zoals beschreven in 2.1.4. Na steriel desinfectie, maak een bezuiniging van 4 cm naast de luchtpijp. Ontleden de tissue de halsslagader bloot. Pass over-holt pincet en een zijden stropdas (2-0) rond de slagader. Gebruik de seldingertechniek een plastic katheter te introduceren voor het continu meten van de bloeddruk tijdens de operatie. Als alternatief kunnen niet-invasieve bloeddrukmeting technieken worden toegepast. chirurgische Procedure Na steriel desinfectie, heropening van de buikholte door het snijden van de steken van de huid en fascia hechtingen, opnieuw de chirurgische retractor aan de buikholte bloot te leggen, en de positie van de darm naar de linkerkant een betere toegang tot de infrarenale schepen mogelijk te maken. Transplant de bewaarde niertransplantaat end-to-side de infrarenale aorta en vena cava. Daarom ontleden vena cava en aorta meer dan 5-8 cm boven de darmbeenvertakking met behulp van pick-ups en cauterisatie. Indien mogelijk, niet de lymfevaten verstoren; Indien dit niet mogelijk is, sluit ze met 5-0 Prolene hechtingen. Na het voltooien van de dissectie, check for bloeden en verwijder de resterende weefsel van de schepen. Zorg ervoor dat volledige inklemming van de vena cava en de aorta met een Satinsky klem haalbaar is. Vervolgens resectie de contralaterale (linker) nier. Om dit te doen, plaatst u de darm naar rechts; ontleden de urineleider, de nier zelf, de renale ader, en de nierslagader van aanhangende weefsels. Bind de urineleider en bloedvaten en resect de nieren. Controleer voor bloeden. Plaats de darm naar links om de infrarenale aorta en vena cava bloot te leggen. Injecteren heparine (100 IE / kg lichaamsgewicht) en wacht minstens 2 min. Veneuze Anastomosis: Gebruik een Satinsky klem volledig klem de vena cava en een spleet incisie die overeenkomt met de grootte van de opening van de renale ader, met een 11 mes. Pott schaar kan worden gebruikt om de spleet verder uit te breiden. Na het verpakken van de nier in een doek met steriel ijs, verwijderen uit het ijs en plaats het in het chirurgische veld. Gebruik twee double-gewapend 6-0Prolene hechtingen om een craniale en caudale hoek steek te voeren. Geschatte de nier, bind de bovenhoek en het uitvoeren van een lopende hechting met behulp van 6-0 prolene, te beginnen met de achterwand. Na het afronden 2/3, gebruik het andere einde van de band om de hechting te voltooien aan de voorzijde. Na het binden van de craniale steken, bind de steken aan de caudale hoek. Plaats een bulldog klem op de renale ader en open de Satinsky klem. Controleer de anastomose voor bloeden. Arteriële Anastomosis: Gebruik de Satinsky klem weer naar de aorta volledig klem. Met een mes 11 een spleet incisie, passend bij de opening van de nierslagader. Gebruik een 4,0 mm rond punch om een schone opening te beveiligen. Gebruik een 6-0 Prolene hechtdraad aan de arteriële anastomose uit te voeren, te beginnen bij de ontvangende kant. Controleer of de arteriële endotheel is in elk hechtdraad een dissectie voorkomen. Ondertussen start een continue infuus van 10 ml norepinephrine (16 mg / 250 ml) verdund in 500 ml lactaat Ringer's en titreer de systolische druk boven 100 mmHg te houden. Injecteer verapamil intra-arterieel is vóór de arteriële anastomose en papaverine topisch toedienen aan de buitenzijde van het vaartuig vasospasme te verhinderen. Plaats een bulldog klem op de nierslagader en open de Satinksy klem. Controleer de anastomosen voor bloeden. Uitpakken van de nier van de doek en verwijder het ijs. Open de veneuze bulldog klem eerst, gevolgd door de arteriële bulldog klem. Na reperfusie moet de urineproductie onmiddellijk beginnen. Gebruik doek om een gunstige positie voor de getransplanteerde graft veilig te stellen en handhaven van een homogene reperfusie. Ureteral Anastomosis: Gebruik Pott schaar om de ureter van het transplantaat en de ontvanger over een longitudinale lengte van 0,5 cm te openen. Gebruik twee 6,0 polyester, poly (p-dioxanon) hechtingen voor side-to-side ureterale anastomose. Voer een hoek stich aan elke zijde, vervolgens de achterwand eerst een continue wijze, gevolgd door de voorwand. Na het inchecken voor bloeden, verwijder de doek en wikkel een deel van de dunne darm rond de nieren om het in positie te houden. Sluit de buikwand met twee monofil 1 hechtingen. Sluit de huid met 3-0 zijde of niet-absorbeerbaar monofilament hechtmateriaal. Handhaving van de systolische druk boven 100 mmHg continu door voorzichtig titreren van de noradrenaline infuus totdat het varken is in buikligging is geplaatst. postoperatieve Procedure Na sluiting van de buik zoals hierboven vermeld, houdt het varken te verwarmen met behulp van een verwarmingselement en warmte-circulerende deken. Verwijder de arteriële lijn, sluit de punctie gat in de slagader met een 6-0 prolene stich en sluit de incisie. Draai het varken naar buikligging, stop de noradrenaline infuus en spenen het varken uit de ventilator. Allaag het varken te herstellen in het gebied van huisvesting en bewaken het nauw om zijn vlotte herstel van de procedure te waarborgen. Neem bloed gas monsters elk uur via het geïmplanteerde halsader katheter. Zorg voor Ringer's lactaat vervangende volume en beheren van 0,3 mg buprenorfine voor analgesie. Na de extubatie, volgen het varken voet totdat deze spontaan kunnen drinken. Heeft een dier niet onbeheerd achter te laten tot het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om borstligging handhaven. Heeft een dier dat een operatie heeft ondergaan om het gezelschap van andere dieren tot volledig hersteld niet meer terug. 4. Operatieve Follow Up Dien 0,3 mg buprenorfine iv iedere 8 uur gedurende minstens 2 dagen na de operatie of langer indien nodig. Routinematig een enkele profylactische dosis antibiotica toe te dienen tijdens de operatie. Bij tekenen van infectie, toedienen cefazoline 1 g iv tweemaal per dag en metronidazol iv eenmaal per dag totklinische verbetering optreedt. Dien Ringer's lactaat tot het varken voldoende water drinkt. 1000 IU heparine kan worden gebruikt om de katheter om stolling te voorkomen vergrendelen. Verzamel veneuze bloedmonsters via de halsader katheter en urine monsters naar de klinische toestand van het varken en de nierfunctie te beoordelen. Voor euthanasie, induceren anesthesie van het varken met propofol iv (5-10 ml) en te onderhouden met isofluraan 5%. Intuberen het varken zoals hierboven beschreven. Na relaparatomy en nierweefsel monstername, veroorzaken hartstilstand door intraveneuze injectie van 40 Mval KCl.

Representative Results

Hieronder zijn de resultaten van renale autotransplantatie experimenten (n = 4) worden aangetoond. Na de eerste transplantaat retrieval, de varkens teruggevonden in hun woongebied. Ondertussen werden de nieren grafts op ijs bewaard gedurende gemiddeld van 7 uur 35 minuten (± 18 min). Na Herstart van de anesthesie en herhaal laparotomie, werden de contralaterale nieren weggesneden en de koude opgeslagen transplantaten heterotoop getransplanteerd zoals beschreven. Na ontwennen van de ventilator werden varkens van een operatie teruggewonnen en dat gedurende 10 dagen (zie figuur 1). Dagelijks (1-4 postoperatieve dag pod) of om de tweede dag (6-10 pod) bloedmonsters werden verzameld om bloed gas analyses uit te voeren; aan de nierfunctie, serum creatinine en bloed ureum stikstof te beoordelen (BUN) waarden werden geschat. Ter vergelijking zijn de resultaten van een allotransplantatie niertransplantaat gepresenteerd. Voor immunosuppressie, ontving deze varken cyclosporine 100 mg po en cortisone 250 mg ivbid De chirurgische techniek was dezelfde als in de autotransplant protocol; geen warme ischemie tijd werd toegepast. Alle varkens waren in goede klinische toestand tijdens de follow-up periode. Het serum creatinine en BUN waarden bleek de grootste stijging op dag na chirurgie (Crea 2,8 ± 0,7 mg / dl BUN 25,3 ± 7 mg / dl) en daalde tot pod 10 (Crea 1,7 ± 0,4 mg / dl BUN 10,7 ± 4 mg / dl) in de buurt van de oorspronkelijke uitgangswaarden. De allotransplantatie niertransplantaat aangetoond hogere creatinine en BUN waarden na goede initiële transplantaatfunctie, in vergelijking met de autografts, waarschijnlijk door afstoting (figuur 2 en 3). Zuur-base hemostase (figuur 4) en elektrolyten (figuur 5) stabiel zonder tussenkomst. Histologisch onderzoek bleek bewaard tubulointerstitium in de nier getransplanteerd (Figure 6) en diffuse interstitiële ontsteking, tubulitis en glomerulitis in de allotransplantatie nier (Figuur 7). Figuur 2. serumcreatininewaarden. Serum creatinine waarden (gemiddelde en standaarddeviatie) voor baseline en 10 na de operatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 3. Serum BUN-waarden. Serum BUN-waarden (gemiddelde en standaarddeviatie) voor baseline en 10 dagen na de operatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. <p class="Jove_content" fo: keep-together.within-page = "1"> Figuur 4. Zuur-base hemostase. Zuur-base hemostase (gemiddelde en standaarddeviatie) voor baseline en 10 dagen na de operatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 5. Elektrolyt niveaus. Elektrolyt niveaus (gemiddelde en standaarddeviatie) voor baseline en 10 dagen na de operatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 6. histologie (H &# 38;.. E), 100X vergroting Normaal tubulointerstitium in de nier getransplanteerd 10 dagen na de operatie Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 7. Histologie (H & E), 100X vergroting. Uitgebreide interstitiële ontsteking, tubulitis en glomerulitis, in overeenstemming met de afwijzing, in de allotransplantatie nier 10 dagen na de operatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussion

Het model van varkens niertransplantatie biedt een unieke kans om het gebied van menselijke transplantatie te bevorderen als gevolg van overeenkomsten in de chirurgische aspecten, fysiologie, biochemie, en immunologie ^14.

Afhankelijk van het doel van de experimentele studie, het model van renale autotransplantatie heeft verscheidene voordelen tegenover allotransplantatiemodel. Hoewel verschillende groepen rapporteren goede niertransplantaatfunctie na allotransplantatie ^28, immunosuppressie bij varkens is een uitdaging, vooral in niertransplantatie. Preoperatieve bloedmonster analyseert om de compatibiliteit voor varkens leukocyten antigeen (SLA) zorgen ervoor haalbaar zijn, maar duur en onpraktisch ^14. Postoperatief, voorgesteld immunosuppressiva zoals tacrolimus en cyclosporine (calcineurineremmers, CNI) oraal of iv ^28. Orale toediening is onpraktisch, zoals varkens meestal weigeren om mondelinge medica slikkentie. Bovendien zou darmobstructies voldoende absorptie van immunosuppressiva en onderhouden therapeutische geneesmiddelniveaus ondervangen. De continue infusie van iv CNI in actieve dieren is technisch veeleisend. Iv bolus toediening leidt tot hoge piekwaarden, waarbij toxiciteit veroorzaken. Aldus voor het onderzoeken van nieuwe conserveringstechnieken, het model van renale autotransplantatie heeft verschillende voordelen. In de representatieve resultaten van de allotransplantated nier transplantaat boven gedemonstreerd, een vertraagde en een grotere piek van creatinine en BUN aangeven afwijzing, die werd aangetoond door histologische evaluatie.

De varkens model van autotransplantatie is eerder gebruikt om nieuwe conserveringstechnieken ^14,18,29 onderzoeken. Echter, variëren de gerapporteerde postoperatieve serumcreatinine en BUN-waarden van getransplanteerd varkens in een heart-beating scenario aanzienlijk afhankelijk van het experimentele systeem ^22,30 </sup>. Het-heart-beating donoren protocol we hier presenteren resulteert in een lage postoperatieve serumcreatinine piek van 2,8 mg / dl (± 0,7) en BUN piek van 25,3 mg / dl (± 7,4). Deze resultaten zijn vergelijkbaar met de lage piekwaarden door Hanto en collega's ²⁸ tr ³¹ Snoeijs en collega's.

Om een succesvolle uitkomst na niertransplantatie in een varkens autotransplantatie model te waarborgen, hebben we een aantal belangrijke technische factoren die de snelheid van bepaalde complicaties te beperken geïdentificeerd. Het gebruik van histidine-tryptofaan-ketoglutaraat oplossing (HTK) vermindert het risico van vasospasme vanwege het lagere gehalte aan kalium in vergelijking met University of Wisconsin (UW) oplossing. Om het risico van vasospasme verder afnemen op het moment van reperfusie, verapamil kan worden geïnjecteerd in de nierslagader en papaverine kunnen topisch worden toegediend tijdens het ophalen en na reperfusie. Bovendien, een continue infuus van noradrenaline getitreerd te handhavende systolische bloeddruk boven 100 mmHg zorgt voor een homogene reperfusie. Het is nuttig om deze bloeddrukmeter ten minste tot de varkens vatbaar is gepositioneerd houden. Bovendien is de positie van de getransplanteerde graft is belangrijk om knikken van de anastomose nieuwe bloedvaten te voorkomen. Daarom is het nuttig om de contralaterale linker nier resectie vóór het naaien van de anastomosen van het transplantaat uitgebreide mechanische manipulatie te vermijden. Na het afronden van de ureteral anastomose, het verpakken dunne darm rond de getransplanteerde graft beveiligt haar positie na sluiting van de buikwand. Complicaties zoals Darmobstructie door knikken van de darm worden zelden waargenomen, maar kan leiden tot ernstige complicaties, waaronder ileus, darmperforatie en de dood. Over het algemeen, nauwkeurige chirurgische techniek, attente anesthesie en nauwgezette controle tijdens de follow-up zorgen voor een goede klinische uitkomst en graft function.

Arteriële en veneuze anastomose kan worden performed met verschillende technieken. Orthotope plaatsing van het implantaat maakt end-to-end anastomose van de nierslagader en ader. Bij heterotopische transplantatie, kan het implantaat worden geplaatst in de contralaterale nier fossa voor end-to-end anastomose, op de darmbeenvaten of het distale aorta direct. Heterotopische transplantatie met anastomosen aorta en cava direct end-to-side techniek de voorkeur in dit model omdat het risico op trombose en vasospasme ³² kan verminderen. Anatomische variaties met een zeer vroege veneuze vertakkingen zou kunnen leiden tot de noodzaak van het naaien van twee aparte veneuze anastomoses. Als de slagader of ader relatief kort, kan het transplantaat worden gedraaid 180 ° lengte van de schepen te verkrijgen. Ureterale side-to-side anastomose kan goede experimentele resultaten te bereiken zonder complicerende vernauwingen of urine lekken.

In het algemeen, het varkensmodel van niertransplantatie biedt voordelen ten opzichte van andere dierlijke modellen. zoals described boven, bepaalde overeenkomsten bestaan tussen de varkens en de menselijke instelling, die relatief snel vertalen van nieuwe technieken in de klinische praktijk mogelijk maakt. De techniek van transplantatie technisch eenvoudiger in vergelijking met knaagdiermodellen. Daarnaast, door plaatsing van veneuze katheters, perifeer bloedmonsters eenvoudig worden verzameld en verwerkt voor verder onderzoek. De collectie van de urine laat nadere beoordeling van nierschade en functie. Urine monsters te nemen, kan een percutane katheter worden ingebracht in de urineblaas. Manipulatie te vermijden door het varken, moet het distale uiteinde subcutaan getunneld om de rug van het dier. Een andere optie voor urine verzamelen is het gebruik van metabolische kooien, waardoor langere perioden collectie de creatinineklaring en concentratie van extra biomarkers in de urine te schatten. Echografie, CT-scans en MRI-beelden zijn mogelijk. Donatie na overlijden bloedsomloop protocollen kunnen worden nagebootst door het toepassen van warmischemie voorafgaand aan ophalen. Bovendien varkens relatief gemakkelijk te hanteren als gecastreerd hun agressief gedrag beperken.

Nadelen zijn de hoge kosten van de aankoop van dieren, huisvesting, chirurgische en andere medische apparatuur en mankracht. Deze factoren betekenen dat het niet mogelijk grote aantallen dieren omvatten in elke onderzoeksgroep. Bovendien in vergelijking met knaagdiermodellen, een beperkt aantal referenties zijn in de literatuur voor varkens normatieve biologische gegevens. Als alternatief voor het beoordelen van nieuwe ontwikkelde technieken, zoals nieuwe conserveringstechnieken zijn andere groepen beschreven normotherme de ex vivo reperfusie als alternatief voor niertransplantatie ^33,34. Deze techniek is makkelijker uit te voeren en goedkoper. Echter, gestandaardiseerd niertransplantaat transplantatie een model meer op de klinische praktijk en maakt langere follow-up periode. Derhalve zorgt het voor een realistischer graft beoordelenment.

Kortom, de varkens model van heterotope renale autotransplantatie biedt een klinisch belangrijke scenario om innovatieve nieuwe benaderingen voor de verbetering van de nieren graft resultaten te onderzoeken. Vooral dit protocol biedt belangrijke technische details die met succes een een renale autotransplantatie model vergemakkelijkt en maakt de snelle vertaling van nieuwe inzichten klinische proeven.

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank the Sorin Group (Milano, Italy), XVIVO Perfusion Inc. (Goteborg, Sweden), and Braun AG (Melsungen, Germany) for their support. We highly appreciate the support of the John David and Signy Eaton Foundation.

Materials

Anesthesia Equipment
Anesthesia Machine, Optimax	Moduflex Anesthesia Equipment	SN5180
Infusion Pump 3,000	SIMS Graseby LTD.	SN300050447
Infusion Pump Line	Smith Medical ASD Inc.	21-0442-25
Intravenous permanent catheter (9.5 Fr)	Cook Medical Company	G01865
Isoflurane Vapor 19.1	Draeger Medical Canada Inc.	N/A
Mallinckrodt, Tracheal Tube, 6.5 mm	Covidien Canada	86449
Temperature Therapy Pad	Gaymar Industries Inc	TP26E
Ventilator, AV 800	DRE Medical Equipment	40800AVV
Warm Touch, Patient Warming System	Nellcor/ Covidien Canada	5015300A
Name	Company	Catalog Number	Yorumlar
Surgical Equipment
Abdominal Retractor	Medite GmbH	07-0001-00
Aorta/vein punch 4.0 mm, round	Scanlan International Inc.	1001-602
De Bakey, Atraumatic Peripheral, Clamp	Aesculap Inc.	FB463R
De Bakey-Beck, Atraumatic Vena Cava, Clamp	Aesculap Inc.	FB519R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Straight	Aesculap Inc.	FB422R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Curved	Aesculap Inc.	FB423R
De Bakey, Atraumatic Coarctation Clamp, Angled	Aesculap Inc.	FB453R
Dissection Blade #11	Feather Safety Razor Co.	089165B
Connector (1/4") with male luer lock	Sorin Group Inc.	AB1452
Liver Admin Set (flush line)	CardioMed Supplies Inc	17175
Maxon, 1	Covidien Canada	606173
Med-Rx Suction Connecting Tube	Benlan Inc.	70-8120
Organ Bag	CardioMed Supplies Inc	2990
Potts – De Martel, Scissors	Aesculap Inc.	BC648R
Renal artery cannula, 1.6"	Sorin Group Inc.	VC-11000
Sofsilk, 2-0	Covidien Canada	S405
Sofsilk, 3-0	Covidien Canada	S404
Satinsky, Suprahepatic Cava Clamp	Aesculap Inc.	FB605R
Suction Tip	Tyco Healthcare Group LP	8888501023
Surgipro II, 6-0	Covidien Canada	VP733X
Valleylab, Cautery Pencil	Covidien Canada	E2515H
Valleylab, Force Tx	Valleylab Inc.	216151480
Valleylab, Patient Return Electrode	Covidien Canada	E7507
Name	Company	Catalog Number	Yorumlar
Medication
Atropine Sulfate 15 mg/30 ml	Rafter 8 Products	238481
Buprenorphine 0.3 mg/ml	RB Pharmaceuticals LDT	N/A
Ceftiofur 3 mg/mL	Pfizer Canada Inc.	11103
Cefazolin 1 g	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2237138
Fentanyl Citrate 0.25 mg/5 ml	Sandoz Canada Inc.	2240434
Heparin 10,000 iU/10 ml	Sandoz Canada Inc.	10750
Histidine-tryptophan-ketoglutarate (HTK) solution	Methapharm	CU001LBG
Isoflurane 99.9%, 250 ml	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2231929
Ketamine Hydrochloride 5000 mg/50 ml	Bimeda-MTC Animal Health Inc.	612316
Lactated Ringer’s + 5% Dextrose 1 L	Baxter Corporation	JB1064
Lactated Ringer’s 1 L	Baxter Corporation	JB2324
Metronidazole 500 mg/100 ml	Baxter Corporation	870420
Midazolam 50 mg/10 ml	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2242905
Norepinephrine 16 mg/250 mL Dextrose 5%	Baxter Corporation	N/A
Pantoprazole 40 mg	Sandoz Canada Inc.	2306727
Papaverine 65 mg/2 mL	Sandoz Canada Inc.	9881
Propofol 1000 mg/100 ml	Pharmascience Inc.	2244379
Saline 0.9%, 1 L	Baxter Corporation	60208
Solu-Medrol 500 mg	Pfizer Canada Inc.	2367963
Verapamil	Sandoz Canada Inc.	2166739
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 ml	AstraZeneca	2003767

Referanslar

Wolfe, R. A., Ashby, V. B., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N Engl J Med. 341 (23), 1725-1730 (1999).
Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis. Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).
Tonelli, M., Wiebe, N., et al. Systematic review: kidney transplantation compared with dialysis in clinically relevant outcomes. Am J Transplant. 11 (10), 2093-2109 (2011).
Matas, A. J., et al. OPTN/SRTR Annual Data Report 2012: Kidney. Am J Transplant. 14, (2014).
. Annual Report 2013 – Eurotransplant International Foundation. Available from: https://www.eurotransplant.org/cms/mediaobject.php?file=AR20135.pdf (2013)
Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
Maggiore, U., Oberbauer, R., et al. Strategies to increase the donor pool and access to kidney transplantation: an international perspective. Nephrol Dial Transplant. 30 (2), 217-222 (2014).
Summers, D. M., Johnson, R. J., Hudson, A., Collett, D., Watson, C. J., Bradley, J. A. Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study. Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).
Wadei, H. M., Heckman, M. G., et al. Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation. Transplantation. 96 (3), 274-281 (2013).
Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).
Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
Bagetti Filho, H. J. S., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127 (2011).
Gallinat, A., Paul, A., et al. Role of oxygenation in hypothermic machine perfusion of kidneys from heart beating donors. Transplantation. 94 (8), 809-813 (2012).
Thuillier, R., Allain, G., et al. Benefits of active oxygenation during hypothermic machine perfusion of kidneys in a preclinical model of deceased after cardiac death donors. J Surg Res. 184 (2), 1174-1181 (2013).
Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Yates, P. J., Snoeijs, M. G. J., van Heurn, E. L. W., Nicholson, M. L. A pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys. J Surg Res. 171 (1), 283-290 (2011).
Delpech, P. O., Thuillier, R., et al. Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model. Br J Surg. 101 (13), 1739-1750 (2014).
Kirk, A. D. Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research. Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).
Golriz, M., Hafezi, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clin Transplant. 27, 6-15 (2013).
He, B., Musk, G. C., Mou, L., Waneck, G. L., Delriviere, L. Laparoscopic surgery for kidney orthotopic transplant in the pig model. JSLS. 17 (1), 126-131 (2013).
Faure, A., Maurin, C., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplant Proc. 45 (2), 672-676 (2013).
Hosgood, S. A., Yates, P. J., Nicholson, M. L. 1400W reduces ischemia reperfusion injury in an ex-vivo porcine model of the donation after circulatory death kidney donor. World J Transplant. 4 (4), 299-305 (2014).
Ghanekar, A., Mendicino, M., et al. Endothelial induction of fgl2 contributes to thrombosis during acute vascular xenograft rejection. J Immunol. 172 (9), 5693-5701 (2004).
Ghanekar, A., Lajoie, G., et al. Improvement in rejection of human decay accelerating factor transgenic pig-to-primate renal xenografts with administration of rabbit antithymocyte serum. Transplantation. 74 (1), 28-35 (2002).
Cowan, P. J., Cooper, D. K. C., d’Apice, A. J. F. Kidney xenotransplantation. Kidney Int. 85 (2), 265-275 (2014).
Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique. Acta radiol. 39 (5), 368-376 (1953).
Hanto, D. W., Maki, T., et al. Intraoperative administration of inhaled carbon monoxide reduces delayed graft function in kidney allografts in Swine. Am J Transplant. 10 (11), 2421-2430 (2010).
Maathuis, M. -. H. J., Manekeller, S., et al. Improved kidney graft function after preservation using a novel hypothermic machine perfusion device. Ann Surg. 246 (6), 982-991 (2007).
Gallinat, A., Paul, A., et al. Hypothermic reconditioning of porcine kidney grafts by short-term preimplantation machine perfusion. Transplantation. 93 (8), 787-793 (2012).
Snoeijs, M. G., Matthijsen, R. A., et al. Autologous transplantation of ischemically injured kidneys in pigs. J Surg Res. 171 (2), 844-850 (2011).
Golriz, M., Fonouni, H., Nickkholgh, A., Hafezi, M., Garoussi, C., Mehrabi, A. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).
Hosgood, S. A., Bagul, A., Yang, B., Nicholson, M. L. The relative effects of warm and cold ischemic injury in an experimental model of nonheartbeating donor kidneys. Transplantation. 85 (1), 88-92 (2008).
Hoyer, D. P., Gallinat, A., et al. Influence of oxygen concentration during hypothermic machine perfusion on porcine kidneys from donation after circulatory death. Transplantation. 98 (9), 944-950 (2014).

Etiketler

Heterotopic Renal Autotransplantation Porcine Model Surgical Procedure Renal Graft Intubation Jugular Vein Catheter Antibiotics Analgesics Midline Incision Ureter Renal Vein Renal Artery Papavarine Vessel Clamps Renal Artery Cannula Organ Preservation Autotransplantation Kidney Transplant

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Bu Makaleden Alıntı Yapın

Kaths, J. M., Echeverri, J., Goldaracena, N., Louis, K. S., Yip, P., John, R., Mucsi, I., Ghanekar, A., Bagli, D., Selzner, M., Robinson, L. A. Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol. J. Vis. Exp. (108), e53765, doi:10.3791/53765 (2016).