Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

J. Moritz Kaths; Juan Echeverri; Nicolas Goldaracena; Kristine S. Louis; Paul Yip; Rohan John; Istvan Mucsi; Anand Ghanekar; Darius Bagli; Markus Selzner; Lisa A. Robinson

doi:10.3791/53765

JoVE Journal > Medicine

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Tıp

Bir Domuz Modeli heterotopik Böbrek Ototransplantasyon: Bir Adım-Adım Protokolü

Published: February 21, 2016

doi:

10.3791/53765

J. Moritz Kaths^1,2, Juan Echeverri^1,3, Nicolas Goldaracena¹, Kristine S. Louis¹, Paul Yip⁴, Rohan John⁴, Istvan Mucsi⁵, Anand Ghanekar¹, Darius Bagli⁶, Markus Selzner¹, Lisa A. Robinson²

¹Multi Organ Transplant Program, Department of Surgery,Toronto General Hospital, ²Division of Nephrology,The Hospital for Sick Children, ³Programa de Doctorat en Medicina,La Universitat Autónoma de Barcelona, ⁴Laboratory Medicine and Pathobiology,Toronto General Hospital, ⁵Tıp Fakültesi,Toronto General Hospital, ⁶Departments of Surgery (Urology) & Physiology, Developmental & Stem Cell Biology,The Hospital for Sick Children

Özet

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Abstract

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.

Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Introduction

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients with end-stage renal disease, due to associated lower rates of morbidity and mortality when compared to dialysis ^1-3. Despite major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, graft shortage still poses a severe challenge worldwide. The number of patients waiting for a kidney transplant by far exceeds the number of organs available ^4-6. To increase the number of kidneys available for transplantation and to reduce patient waiting times, further sources of kidney grafts are needed.

Commonly, standard criteria donor (SCD) and extended criteria donor (ECD) kidney grafts from donation after brain death (DBD) as well as kidneys recovered from live donors (LDKT) are utilized. Since the 1990s, an increasing number of kidney grafts have been recovered in a donation after circulatory death (DCD) scenario, to further expand the donor pool ^7,8. However, DCD and ECD kidney grafts demonstrate acceptable but decreased outcomes after transplantation, depending on different factors, such as donor age, warm and cold ischemia times, and the preservation technique used ^9-11. Thus, additional research is required to improve the outcome of patients receiving marginal kidney grafts and to further increase the donor pool.

The porcine model of renal transplantation is well established and provides a clinical important scenario to investigate innovative approaches for the improvement of marginal kidney graft outcomes. In contrast to rodent and canine kidneys, which are unilobular, porcine and human kidneys are multilobular and are anatomically similar, particularly in regard to the arterial, venous, and urinary collecting systems ^12,13. In addition, porcine and human kidneys demonstrate similarities in the pathophysiology of ischemia reperfusion injury (IRI), biochemistry, and immunological parameters ¹⁴. Thus, porcine renal transplantation is well-suited to investigate new organ preservation methods for marginal kidney grafts ^15-17, model human IRI ¹⁸, study immunological pathways and allograft tolerance ¹⁹, provide surgical training ^20-22, test new pharmacological therapies ²³, implement new medical devices, and study new immunological mechanisms in xenotransplantation ^24-26.

The renal porcine and human transplantation settings are not completely analogous. This article focuses on important technical details that will facilitate successful establishment of a renal autotransplantation model. Species-adapted pre- and postoperative housing, administration of anesthesia with close monitoring, and matched surgical techniques are described in the protocol and demonstrated in the video. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess the function of the transplanted kidney. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow more in-depth assessment. For studies aimed at investigating alternative graft preservation methods and mechanisms of IRI, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the complications and confounding bias associated with rejection and use of immunosuppressive medications.

Protocol

Bütün hayvanlar insancıl bakım ve Hayvan Bakımı Kanada Konseyi politikaları ve kurallarına uygun olarak yürütülen tüm çalışmaları aldı. Tüm işlemler Üniversitesi Sağlık Ağı Kurumsal Hayvan Bakım Komitesi tarafından onaylandı Hayvan Kullanım Protokolleri altında gerçekleştirilmiştir. Not: Çalışma protokolü şematik genel görünüşü Şekil 1'de gösterilmiştir. Şekil 1. Çalışma protokolü. Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız. 1. Hayvanlar Bu protokolde erkek Yorkshire domuzları (30 kg) kullanın. 2. Böbrek Greft Alma Ameliyat öncesi Prosedür Ev erkek Yorkshiren az bir hafta için bir araştırma tesisi e domuz onları iklime alıştırmak için. Streptococcus suis ve Salmonella ile enfeksiyonların riskini azaltmak için 3 gün boyunca, örneğin sefapirin'nin olarak, bir üçüncü kuşak sefalosporin kas içine enjeksiyon kullanın. aspirasyonu önlemek için anestezi verilmeden önce 6 saat en az domuz oruç. ketamin (20 mg / kg), atropin (0,04 mg / kg) ve midazolama (0,3 mg / kg) içeren bir intramüsküler enjeksiyon ile domuz anesthetization başlatın. Daha sonra, ameliyathane (OR) konut tesisinden hayvan taşıma. YA masaya yatar pozisyonda domuz yerleştirin. Domuz kendiliğinden izofluran% 5 oksijen 2 L nefes almasını sağlar. Bir laringoskop ile ses telleri ortaya çıkarmak ve entübasyon kaynaklı laringospazm önlemek için% 2 lidokain topikal solüsyonu ile onları püskürtün. 6.5 mm tüp ile entübasyon sonrası, hava 3-5 ml manşeti engeller. Not: Kapnometri doğru positio teyittrakeal tüpün n. % 2.5 izofluran gaz azaltın. 14-16 nefes / dk ve 10-15 ml / kg vücut ağırlığı tidal hacim ventilatörü ayarlayın. yakından domuz izleyin. Kalp hızı ve oksijen satürasyonu puls oksimetre ile kaydedilir. azaltılmış kalp hızı ile doğru anesthetization onaylayın ve domuz hareketlerin kan (100 mmHg sistolik değerlerin altında) basınç yanı sıra yokluğunda (kas gevşetici bir kullanımı) (150 atım / dk altında). steril koşullar altında, bir 9,5 Fr. tanıtmak Seldinger tekniği 27 kullanılarak internal juguler ven içine tek lümen kalıcı kateter. Kısaca, damar delinme bir iğne kullanın. kılavuz tel sürdükten sonra vasküler kateter ile tel yerine ardından soyma koyma introduser iğne değiştirin. 3-0 ipek veya emilemeyen monofilament sütür kullanılarak deriye kateter sabitleyin. metronidazol, 500 mg, sefazolin, 1 g, ve pantoprazol, 20 mg yönetmek. ilanBakan% 5 dekstroz (D5W), intravenöz ameliyat boyunca saatte 1 mi fentanil sitrat ile laktatlı Ringer solüsyonu 200 mi. anestezi altında iken kuruluğunu önlemek için gözleri veteriner oftalmik merhem sürün. Ameliyat prosedürü Steril dezenfeksiyon ve cerrahi alanı içerisinde sonra, uzunluğu 25 cm ensizyon gerçekleştirin. retractor yerleştirin. Bir havlu ile büyük ve küçük bağırsakları Kapak ve sağ böbrekte optimal erişim için sol tarafına onları konumlandırmak. üreter ve koter kullanılarak herhangi yapışık dokudan sağ böbreği kendisini özgür. inferior vena kava ve aorta kökenlerine kadar koter kullanılarak sağ renal ven ve arter teşrih, sırasıyla, ücretsizdir. arteryel vazospazm önlemek için, papaverin 30-65 mg verilmesini dikkate alınmalıdır. tam böbrek diseksiyon, kravat (ipek, 3-0) sonra ve distal üreter kesti. preparbuz ea kase ve steril bir organ çantası. Birincisi, yakın aorta ve ikinci renal arter kelepçe damar kelepçeler kullanarak vena kava yakın renal ven kelepçe. Sonraki, böbrek greft rezeke ve hemen bir renal arter kanül ile renal arter kanüle. kan dışarı atılması için buz soğukluğunda histidin-triptofan-ketoglutarat (HTK) çözeltisi 500 ml kullanın. Transplantasyon kadar buz üzerinde böbrek saklayın. İn situ, bir ligasyonu (ipek, 2-0) ve bir çalışan sütür (prolen, 6-0) ile renal ven kalan renal arter kapatın. Kanama için disseke alan kontrol ettikten sonra, bir çalışan sütür (monofil, 1) ve 3-0 ipek veya emilemeyen monofilament sütür ile cilt ile karın duvarı kapatmak .. ameliyat sonrası Prosedürü İstenmeyen manipülasyonu önlemek için domuz arkasına bir sütür (ipek, 3-0) ve tünel bunu venöz kateter subkutan sabitleyin. eğilimli domuz yerleştirdikten sonra, suture (ipek, 3-0) cilde sıkıca kateter. ventilatörden domuz vazgeçirmek ve ekstübasyon sonra konut alanında kurtarmanızı sağlar. hacim genişlemesi için intravenöz Ringer laktat yönetmek ve analjezi için 0.3 mg buprenorfin yönetmek. sternal yatma korumak için yeterli bilinci yerine kadar gözetimsiz bir hayvan bırakmayın. 3. Böbrek Greft Nakli Ameliyat öncesi Prosedür 50-100 mg / sa'lik bir oranda propofol sürekli bir infüzyon izlemektedir propofol intravenöz enjeksiyon (1-2 mg / kg vücut ağırlığı) ile domuz anestezisi. Adım 2.1.3 ve 2.1.4 de açıklandığı gibi domuz yeniden entübe ve% 3-4 izofluran gaz ayarlayın. Ameliyat sırasında sefazolin 1 g pantoprazol iv, 20 mg yönetme 2.1.4 tarif edildiği gibi anestezi yöntemi kullanır. Steril dezenfeksiyon ardından, trakea yanında 4 cm kesim yapmak. ti teşrihkarotis arter ortaya çıkarmak için ssue. aşırı holt forseps ve arter etrafında bir ipek kravat (2-0) geçirin. sürekli ameliyat boyunca arter basıncını ölçmek için plastik bir kateter tanıtmak için Seldinger tekniği kullanın. Alternatif olarak, non-invazif kan basıncı ölçüm teknikleri kullanılabilir. Ameliyat prosedürü Steril dezenfeksiyon sonra, deri ve fasya sütür dikiş keserek karın boşluğuna yeniden karın boşluğuna maruz cerrahi retraktörü reintroduce ve infrarenal gemilere daha iyi erişime izin vermek için sol tarafa bağırsak yerleştirin. korunmuş böbrek greft uçtan yan infrarenal vena kava ve aorta nakli. Bu nedenle, alıcılar ve koter kullanılarak iliak bifurkasyon üzerinde 5-8 cm üzerinde vena kava ve aorta teşrih. Mümkünse, lenf damarlarına rahatsız etmeyin; Mümkün değilse, 5-0 prolen sütür ile kapatın. diseksiyon tamamladıktan sonra, fo kontrolkanama r ve gemilerin kalan doku kaldırmak. Bir Satinsky kelepçe ile vena kava ve aorta bu tam sıkıştırma mümkün olduğundan emin olun. Sonraki kontralateral (solda) böbrek rezeke. Bunu yapmak için, sağa bağırsak pozisyon; üreter, böbrek kendisi renal ven ve yapışık doku renal arter teşrih. üreter ve kan damarları Kravat ve böbrek rezeke. Kanama kontrol edin. infrarenal aorta ve vena kava maruz sola bağırsak yerleştirin. heparin (100 lU / kg vücut ağırlığı) enjekte edilir ve en az 2 dakika bekleyin. Venöz Anastomoz: tamamen vena kava kelepçe ve bir 11 bıçak kullanarak, renal ven açılması boyutuna uyan bir yarık kesi yapmak için bir Satinsky kelepçe kullanın. Pott makas daha da yarık uzatmak için kullanılabilir. Steril buz içeren bir bez içine böbrek tamamlamasından sonra, buz çıkarın ve cerrahi alan içine yerleştirin. Kullanan iki çift silahlı 6-0kranial ve kaudal köşe dikiş gerçekleştirmek için dikişlerle prolen. , Böbrek yaklaştığı üst köşesini kravat ve arka duvarı ile başlayan 6-0 prolen kullanarak çalışan bir dikiş gerçekleştirin. 2/3 bittikten sonra, ön tarafta dikiş tamamlamak için kravat diğer ucunu kullanın. kranial dikiş bağlama sonra kaudal köşesinde dikiş kravat. renal ven bir buldog kelepçe yerleştirin ve Satinsky kelepçeyi açın. kanama anastomoz edin. Arter Anastomoz: Tamamen aorta kelepçe Satinsky tekrar kelepçe kullanın. Renal arter açılmasını eşleşen bir yarık kesi yapmak için bir 11 bıçak kullanın. Temiz bir açılış güvenliğini sağlamak için bir 4,0 mm yuvarlak yumruk kullanın. Alıcı tarafında başlayan, arteriyel anastomoz gerçekleştirmek için bir 6-0 prolen sütür kullanın. arteriyel endotel bir diseksiyon önlemek için her sütür dahil olduğundan emin olun. Bu arada, norepinephr 10 ml devam eden bir damlatma başlatmakpiridin (16 mg / 250 mi) Ringer laktat, 500 ml seyreltilmiş ve 100 mm Hg sistolik basınç üzerindeki tutmak için titre edilir. arteriyel anastomoz tamamlanmasından önce verapamil intraartenyel enjekte edilir ve vazospazm önlemek için geminin dışına topikal papaverin yönetmek. Renal arter üzerinde bir buldog kelepçe yerleştirin ve Satinksy kelepçeyi açın. kanama anastomoz edin. bez gelen böbrek paketini ve buzu. arteriyel bulldog kelepçe ile takip ilk venöz bulldog kelepçe, açın. reperfüzyon sonrası, idrar üretimi derhal başlamalıdır. Nakledilen greft için elverişli bir pozisyon sağlamak ve homojen bir reperfüzyon korumak için bez kullanın. Üreter anastomoz: greftten üreter ve 0.5 cm'lik bir uzunlamasına uzunluğu boyunca alıcı açmak için Pott makas kullanın. İki 6.0 polyester, poli (p-dioksanon) kullanarak yan-yan ure için sütürteral anastomoz. Daha sonra, ön duvar ile, ardından takip eden kesintisiz bir şekilde arka duvar, çalıştırın her bir tarafında bir köşe Teyel gerçekleştirin. Kanama kontrol ettikten sonra, bez kaldırmak ve konumda tutmak için böbrek etrafında ince barsak bazı sarın. İki monofilin 1 sütür ile karın duvarı kapatın. 3-0 ipek veya emilemeyen monofilament sütür ile cilt kapatın. domuz yüzüstü pozisyona yerleştirilen kadar dikkatlice norepinefrin infüzyon titre edilerek sürekli 100 mmHg üzerinde sistolik basıncı koruyun. ameliyat sonrası Prosedürü Yukarıda da belirtildiği gibi karın kapatıldıktan sonra, domuz bir ısıtma yastığı ve ısı dolaşan battaniye kullanarak sıcak tutmak. Arter hattını sökün 6-0 prolen Stich ile arterdeki delinme deliği kapatın ve kesi siteyi kapatın. , Yüzüstü pozisyonda üzerine domuz çevirin norepinefrin damla durdurmak ve ventilatör domuz vazgeçirmek. AlDüşük domuz, konut alanında kurtarmak ve prosedürden pürüzsüz bir iyileşme sağlamak için yakından izlemek. kan gazı numuneleri implante juguler kateter yoluyla her saat atın. yerine birime Ringer laktat sağlamak ve analjezi için 0.3 mg buprenorfin yönetmek. kendiliğinden içmek mümkün olana kadar ekstübasyon sonrasında yakından domuz izlemek. sternal yatma korumak için yeterli bilinci yerine kadar gözetimsiz bir hayvan bırakmayın. Tamamen iyileşene kadar diğer hayvanların şirkete ameliyat geçirmiş bir hayvan iade etmeyin. 4. Cerrahi sonrası Takibi Gerekirse en az 2 gün cerrahi sonrası veya daha uzun süre 0.3 mg buprenorfin içerisinde iv her 8 saat yönetme. Rutin ameliyat sırasında antibiyotik tek bir profilaktik dozunu. enfeksiyon belirtileri durumunda, günde bir kez gün ve metronidazol iv başına iki kez kadar sefazolin 1 gr iv yönetmekklinik iyileşme meydana gelir. domuz yeterli miktarda su içiyor kadar Ringer laktat yönetme. 1000 IU heparin pıhtılaşmasını önlemek için kateter kilitlemek için kullanılabilir. domuz klinik durumu ve böbrek fonksiyonlarını değerlendirmek için juguler kateter ve idrar örneklerinde yoluyla venöz kan örnekleri toplamak. Ötenazi için, propofol iv (5-10 ml) ile domuz anestezi neden ve izofluran% 5 ile korumak. yukarıda tarif edildiği gibi domuz entübe. relaparotomi ve renal doku numunesi toplanmasından sonra, 40 mval KCI damardan enjeksiyon ile kardiyak tutulma neden olur.

Representative Results

Aşağıda, renal ototransplantasyon deneylerin sonuçları (n = 4) gösterilmiştir. İlk greft alma sonra, domuzlar konut alanında iyileşti. Bu arada, böbrek greft 7 saat 35 dakika (± 18 dakika) 'in bir ortalama süre boyunca buz üzerinde depolandı. anestezi ve tekrar laparotomi hastalara reindüksiyon sonra kontralateral böbrekler rezeke ve tarif edildiği gibi soğuk saklanan greftler heterotopically nakledildi. Ventilatörden sütten sonra, domuzlar cerrahi kurtarıldı ve 10 gün (Şekil 1) takip. Günlük (1-4 post-operatif günü; pod) ya da ikinci hergün (6-10 pod) kan örnekleri kan gazı analizleri gerçekleştirmek için toplandı; böbrek fonksiyonu, serum kreatinin ve kan üre azotu değerlendirmek için (BUN) değerleri tahmin edilmiştir. Karşılaştırma için, bir allotransplanted böbrek greft sonuçları sunulmuştur. immunsupresyona için, bu domuz siklosporin 100 mg po ve co aldıototransplant protokolü ile aynı kullanılan cerrahi teknik ivbid 250 mg rtisone vardı; Hiçbir sıcak iskemi süresi uygulandı. Tüm domuzlar takip döneminde iyi klinik durumda idi. serum kreatinin ve BUN değerlerinin BUN 10.7 ± 4, (Crea 2.8 ± 0.7 mg / dl, BUN 25.3 ± 7 mg / dl) ameliyattan bir gün sonra en fazla artış gösterdi ve bakla 10 (Crea 1.7 ± 0.4 mg / dl kadar azaldı ilk başlangıç değerlerine yakın mg / dl). Allotransplanted böbrek greft yüksek kreatinin ve BUN değerleri gösterdi iyi başlangıç greft fonksiyonu sonra nedeniyle reddedilmesine büyük olasılıkla otogreftlere, karşılaştırıldığında (Şekil 2 ve 3). Asit-baz hemostaz (Şekil 4) ve elektrolit düzeyleri (Şekil 5) müdahalesi olmadan stabil idi. Histolojik inceleme ototransplantasyon böbrekte korunmuş tubulointerstitium (Figür gösterdie 6) ve allotransplanted böbrekte geçiş enflamasyon, tübülit ve glomerülit diffüz (Şekil 7). Şekil 2. Serum kreatinin değerleri. Serum kreatinin başlangıçta değerleri (ortalama ve standart sapma) ve 10 ameliyat sonrası. Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız. Şekil 3. Serum BUN değerleri. Başlangıca için serum BUN değerleri (ortalama ve standart sapma) ve 10 gün ameliyattan sonra. Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız. <p class="fo" "jove_content": keep-together.within-page = "1"> Şekil 4. Asit-baz hemostaz. Başlangıca için Asit-baz hemostaz (ortalama ve standart sapma) ve 10 gün ameliyattan sonra. Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız. Şekil 5. elektrolit düzeyleri. Elektrolit düzeyleri (ortalama ve standart sapma) başlangıçta ve 10 gün ameliyattan sonra. Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız. Şekil 6. Histoloji (H &# 38;.. E), 100X büyütme 10 gün ameliyattan sonra ototransplantasyon böbrekte normal tubulointerstitium bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız. Şekil 7. Histoloji (H & E), 100X büyütme. Geniş interstisyel inflamasyon, tübülit ve glomerülit ret ile tutarlı, ameliyattan 10 gün sonra allotransplanted böbrekte. Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.

Discussion

Domuz böbrek nakli modeli nedeniyle cerrahi yönleri, fizyoloji, biyokimya ve immünoloji ¹⁴ benzerlikler insan transplantasyon alanında ilerletmek için eşsiz bir fırsat sunuyor.

Deneysel çalışmada amacına bağlı olarak, böbrek ototransplantasyonunun modeli allotransplantasyon modeline kıyasla birçok avantajı vardır. Çeşitli gruplar allotransplantasyona ²⁸ sonra iyi böbrek greft fonksiyonu rapor olmasına rağmen, domuzlarda immünosupresyon özellikle böbrek naklinde, güçtür. Ameliyat öncesi kan örneği domuz lökosit antijeni (SLA) için uyumluluğu sağlamak mümkün, ama pahalı ve ¹⁴ pratik değildir analizleri. Ameliyat sonrası, örneğin takrolimus ve siklosporin olarak önerilen immünosüpresif ajanlar (kalsinörin inhibitörleri, CNI) oral veya iv ^28. domuzlar genellikle oral medica yutmak reddetme olarak Oral uygulama, pratik değildiryon. Ayrıca, bağırsak tıkanıklıkları immünosüpresif ilaçlar ve terapötik ilaç düzeylerinin bakım yeterli emilimini önlemek olabilir. Aktif hayvanlarda CNI en iv sürekli infüzyon teknik talep ediyor. IV bolus tatbikatı toksisiteye neden yüksek tepe değerlerine yol açar. Böylece, yeni koruma teknikleri araştırılması için, böbrek Ototransplantasyon modeli birçok avantajı vardır. Yukarıda gösterildiği allotransplantated böbrek greft, kreatinin ve BUN bir gecikmiş ve artan zirve temsilcisi sonuçları histolojik değerlendirilmesi ile gösterilmiştir reddi, gösterir.

Ototransplantasyonunun domuz modeli önceden yeni koruma teknikleri ^14,18,29 araştırmak için kullanılır olmuştur. Ancak, kalp-yenerek senaryoda ototransplantasyon domuz bildirilen postoperatif serum kreatinin ve BUN değerlerinin oldukça deneysel sistemde ^22,30 bağlı olarak değişir </sup>. Burada mevcut kalp-yenerek donör protokolü 2.8 mg / dl (± 0.7) ve (7.4 ±) 25.3 mg / dl BUN tepe düşük postoperatif serum kreatinin tepe sonuçlanır. Bu sonuçlar hanto ve arkadaşları ^{28 ve} Snoeijs ve arkadaşları ³¹ tarafından sunulan düşük tepe değerleri ile karşılaştırılabilir.

Bir domuz ototransplantasyonu modelinde böbrek nakli sonrası başarılı sonuçların elde edilmesi için, belli komplikasyon oranını en aza indirmek birkaç temel teknik faktörler belirledik. Wisconsin (UW) çözeltiye University göre histidin-triptofan-ketoglutarat çözeltisi (HTK) kullanımının, potasyum, alt içeriğine vazospazm riskini azaltır. daha reperfüzyon noktasında vazospazm riskini azaltmak için, verapamil renal arter içine enjekte edilebilir ve papaverin alma sırasında ve reperfüzyon sonrası topik olarak uygulanabilir. Buna ek olarak, norepinefrin devam eden bir damlatma korumak için titre100 mmHg üzerinde sistolik kan basıncı homojen reperfüzyon sağlar. Domuz eğilimli konumlandırılmış en azından kadar bu kan basıncını muhafaza etmek yararlıdır. Ayrıca, nakledilen greft yerleştirme yeni anastomoz kan damarlarının bükülmesini önlemek için önemlidir. Nedenle, önce geniş mekanik manipülasyon önlemek için greft anastomoz dikiş kontralateral sol böbrek rezeke etmek yararlı olacaktır. nakledilen greft etrafında ince bağırsak, üreter anastomozu tamamladıktan tamamlamasından sonra karın duvarı kapanmasından sonra konumunu korur. Bu tür bağırsak dolaşmasının nedeni barsak engel gibi komplikasyonlar nadir görülür ancak ileus, barsak perforasyonu ve ölüm dahil ciddi komplikasyonlara yol açabilir. Genel olarak, doğru cerrahi teknik, özenli anestezi ve takibi iyi klinik sonuç ve greft fonksiyonu sağlamak sırasında yakından takip edilmelidir.

Arter ve venöz anastomozlar perfo edilebilirFarklı teknikler kullanılarak rmed. greft Ortotopik yerleştirme renal arter ve ven uçtan uca anastomoz sağlar. heterotopik transplantasyon durumunda, greft iliak damarlar üzerine, uçtan uca anastomoz için kontralateral böbrek fossada konumlandırılmış veya doğrudan uzak aort edilebilir. Anastomoz ile heterotopik transplantasyon aorta ve tromboz ve vazospazm ³² riskini azaltabilir olarak kava doğrudan uç-yan tekniği bu modelde tercih edilmektedir. Çok erken venöz çatallaşmaların anatomik varyasyonlar iki ayrı venöz anastomoz dikiş ihtiyacına neden olabilir. arter veya ven nispeten kısa ise, greft damarlarının uzunluğu kazanmak için 180 ° döndürülebilir. Üreter yan-yan anastomoz darlıkları veya idrar sızıntısı komplike olmadan iyi deneysel sonuçlar elde edebilirsiniz.

Genel olarak, böbrek nakli domuz modeli diğer hayvan modelleri ile karşılaştırıldığında avantajlar sunuyor. D olarakYukarıda escribed, bazı benzerlikler domuz ve klinik uygulamaya yeni tekniklerin nispeten hızlı çeviri sağlar insan ayarı, arasında mevcut. nakli tekniği kemirgen modelleri ile karşılaştırıldığında teknik kolaydır. Buna ek olarak, venöz kateter yerleştirme, periferal kan örnekleri kolayca toplanabilir ve daha ileri araştırmalar için işlenir. idrar toplanması, böbrek hasarı ve işlevinin daha fazla değerlendirme sağlar. idrar örnekleri toplamak için bir perkütan kateter idrar mesane içine sokulabilir. domuz tarafından manipülasyon önlemek için, uzak uç hayvanın sırtına deri altından tünel gerekir. İdrar toplama için bir başka seçenek, uzun toplama süreleri idrarda kreatinin klirensi ve ek biyolojik belirteçler konsantrasyonunu tahmin etmek için izin metabolik kafesler, kullanılmasıdır. Sonografi, CT taramaları ve MRI görüntüleri mümkündür. dolaşım ölüm protokolleri sonra Bağış sıcak uygulanarak taklit edilebiliriskemi alımı için önce. Ayrıca, domuz onların saldırgan davranışlarını sınırlamak için hadım eğer işlemek için nispeten kolaydır.

Dezavantajları hayvan alım, konut, cerrahi ve diğer tıbbi malzeme ve insan gücü yüksek maliyetleri içerir. Bu faktörler, her deney grubunda çok sayıda yer verilmesi mümkün olmadığı anlamına gelir. Ayrıca, kemirgen modellere göre, başvurular sınırlı sayıda domuz normatif biyolojik veriler için literatürde mevcuttur. Bu tür yeni bir koruma yöntemleri gibi yeni geliştirilen teknikler değerlendirilmesi için bir alternatif olarak, diğer gruplar böbrek nakli ^33,34 alternatif olarak normotermik ex vivo reperfüzyon tanımlamışlardır. Bu teknik, gerçekleştirmek için daha kolay ve daha az pahalıdır. Ancak, standart böbrek greft nakli klinik uygulamaya daha benzer bir model sağlar ve daha uzun süre takip sağlar. Daha gerçekçi bir greft değerlendirmek için Bu nedenle, hizmet ederment.

Sonuç olarak, heterotopik böbrek ototransplantasyonunun domuz modeli böbrek greft sonuçlarının iyileştirilmesi için yenilikçi yeni yaklaşımlar araştırmak için bir klinik önemli senaryo sağlar. Özellikle, bu protokol bir böbrek ototransplantasyonu modelinin başarılı kurulmasını kolaylaştıracak önemli teknik detaylara sahiptir ve klinik çalışmalarda yeni bulgular hızla çeviri sağlar.

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank the Sorin Group (Milano, Italy), XVIVO Perfusion Inc. (Goteborg, Sweden), and Braun AG (Melsungen, Germany) for their support. We highly appreciate the support of the John David and Signy Eaton Foundation.

Materials

Anesthesia Equipment
Anesthesia Machine, Optimax	Moduflex Anesthesia Equipment	SN5180
Infusion Pump 3,000	SIMS Graseby LTD.	SN300050447
Infusion Pump Line	Smith Medical ASD Inc.	21-0442-25
Intravenous permanent catheter (9.5 Fr)	Cook Medical Company	G01865
Isoflurane Vapor 19.1	Draeger Medical Canada Inc.	N/A
Mallinckrodt, Tracheal Tube, 6.5 mm	Covidien Canada	86449
Temperature Therapy Pad	Gaymar Industries Inc	TP26E
Ventilator, AV 800	DRE Medical Equipment	40800AVV
Warm Touch, Patient Warming System	Nellcor/ Covidien Canada	5015300A
Name	Company	Catalog Number	Yorumlar
Surgical Equipment
Abdominal Retractor	Medite GmbH	07-0001-00
Aorta/vein punch 4.0 mm, round	Scanlan International Inc.	1001-602
De Bakey, Atraumatic Peripheral, Clamp	Aesculap Inc.	FB463R
De Bakey-Beck, Atraumatic Vena Cava, Clamp	Aesculap Inc.	FB519R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Straight	Aesculap Inc.	FB422R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Curved	Aesculap Inc.	FB423R
De Bakey, Atraumatic Coarctation Clamp, Angled	Aesculap Inc.	FB453R
Dissection Blade #11	Feather Safety Razor Co.	089165B
Connector (1/4") with male luer lock	Sorin Group Inc.	AB1452
Liver Admin Set (flush line)	CardioMed Supplies Inc	17175
Maxon, 1	Covidien Canada	606173
Med-Rx Suction Connecting Tube	Benlan Inc.	70-8120
Organ Bag	CardioMed Supplies Inc	2990
Potts – De Martel, Scissors	Aesculap Inc.	BC648R
Renal artery cannula, 1.6"	Sorin Group Inc.	VC-11000
Sofsilk, 2-0	Covidien Canada	S405
Sofsilk, 3-0	Covidien Canada	S404
Satinsky, Suprahepatic Cava Clamp	Aesculap Inc.	FB605R
Suction Tip	Tyco Healthcare Group LP	8888501023
Surgipro II, 6-0	Covidien Canada	VP733X
Valleylab, Cautery Pencil	Covidien Canada	E2515H
Valleylab, Force Tx	Valleylab Inc.	216151480
Valleylab, Patient Return Electrode	Covidien Canada	E7507
Name	Company	Catalog Number	Yorumlar
Medication
Atropine Sulfate 15 mg/30 ml	Rafter 8 Products	238481
Buprenorphine 0.3 mg/ml	RB Pharmaceuticals LDT	N/A
Ceftiofur 3 mg/mL	Pfizer Canada Inc.	11103
Cefazolin 1 g	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2237138
Fentanyl Citrate 0.25 mg/5 ml	Sandoz Canada Inc.	2240434
Heparin 10,000 iU/10 ml	Sandoz Canada Inc.	10750
Histidine-tryptophan-ketoglutarate (HTK) solution	Methapharm	CU001LBG
Isoflurane 99.9%, 250 ml	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2231929
Ketamine Hydrochloride 5000 mg/50 ml	Bimeda-MTC Animal Health Inc.	612316
Lactated Ringer’s + 5% Dextrose 1 L	Baxter Corporation	JB1064
Lactated Ringer’s 1 L	Baxter Corporation	JB2324
Metronidazole 500 mg/100 ml	Baxter Corporation	870420
Midazolam 50 mg/10 ml	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2242905
Norepinephrine 16 mg/250 mL Dextrose 5%	Baxter Corporation	N/A
Pantoprazole 40 mg	Sandoz Canada Inc.	2306727
Papaverine 65 mg/2 mL	Sandoz Canada Inc.	9881
Propofol 1000 mg/100 ml	Pharmascience Inc.	2244379
Saline 0.9%, 1 L	Baxter Corporation	60208
Solu-Medrol 500 mg	Pfizer Canada Inc.	2367963
Verapamil	Sandoz Canada Inc.	2166739
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 ml	AstraZeneca	2003767

Referanslar

Wolfe, R. A., Ashby, V. B., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N Engl J Med. 341 (23), 1725-1730 (1999).
Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis. Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).
Tonelli, M., Wiebe, N., et al. Systematic review: kidney transplantation compared with dialysis in clinically relevant outcomes. Am J Transplant. 11 (10), 2093-2109 (2011).
Matas, A. J., et al. OPTN/SRTR Annual Data Report 2012: Kidney. Am J Transplant. 14, (2014).
. Annual Report 2013 – Eurotransplant International Foundation. Available from: https://www.eurotransplant.org/cms/mediaobject.php?file=AR20135.pdf (2013)
Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
Maggiore, U., Oberbauer, R., et al. Strategies to increase the donor pool and access to kidney transplantation: an international perspective. Nephrol Dial Transplant. 30 (2), 217-222 (2014).
Summers, D. M., Johnson, R. J., Hudson, A., Collett, D., Watson, C. J., Bradley, J. A. Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study. Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).
Wadei, H. M., Heckman, M. G., et al. Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation. Transplantation. 96 (3), 274-281 (2013).
Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).
Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
Bagetti Filho, H. J. S., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127 (2011).
Gallinat, A., Paul, A., et al. Role of oxygenation in hypothermic machine perfusion of kidneys from heart beating donors. Transplantation. 94 (8), 809-813 (2012).
Thuillier, R., Allain, G., et al. Benefits of active oxygenation during hypothermic machine perfusion of kidneys in a preclinical model of deceased after cardiac death donors. J Surg Res. 184 (2), 1174-1181 (2013).
Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Yates, P. J., Snoeijs, M. G. J., van Heurn, E. L. W., Nicholson, M. L. A pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys. J Surg Res. 171 (1), 283-290 (2011).
Delpech, P. O., Thuillier, R., et al. Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model. Br J Surg. 101 (13), 1739-1750 (2014).
Kirk, A. D. Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research. Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).
Golriz, M., Hafezi, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clin Transplant. 27, 6-15 (2013).
He, B., Musk, G. C., Mou, L., Waneck, G. L., Delriviere, L. Laparoscopic surgery for kidney orthotopic transplant in the pig model. JSLS. 17 (1), 126-131 (2013).
Faure, A., Maurin, C., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplant Proc. 45 (2), 672-676 (2013).
Hosgood, S. A., Yates, P. J., Nicholson, M. L. 1400W reduces ischemia reperfusion injury in an ex-vivo porcine model of the donation after circulatory death kidney donor. World J Transplant. 4 (4), 299-305 (2014).
Ghanekar, A., Mendicino, M., et al. Endothelial induction of fgl2 contributes to thrombosis during acute vascular xenograft rejection. J Immunol. 172 (9), 5693-5701 (2004).
Ghanekar, A., Lajoie, G., et al. Improvement in rejection of human decay accelerating factor transgenic pig-to-primate renal xenografts with administration of rabbit antithymocyte serum. Transplantation. 74 (1), 28-35 (2002).
Cowan, P. J., Cooper, D. K. C., d’Apice, A. J. F. Kidney xenotransplantation. Kidney Int. 85 (2), 265-275 (2014).
Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique. Acta radiol. 39 (5), 368-376 (1953).
Hanto, D. W., Maki, T., et al. Intraoperative administration of inhaled carbon monoxide reduces delayed graft function in kidney allografts in Swine. Am J Transplant. 10 (11), 2421-2430 (2010).
Maathuis, M. -. H. J., Manekeller, S., et al. Improved kidney graft function after preservation using a novel hypothermic machine perfusion device. Ann Surg. 246 (6), 982-991 (2007).
Gallinat, A., Paul, A., et al. Hypothermic reconditioning of porcine kidney grafts by short-term preimplantation machine perfusion. Transplantation. 93 (8), 787-793 (2012).
Snoeijs, M. G., Matthijsen, R. A., et al. Autologous transplantation of ischemically injured kidneys in pigs. J Surg Res. 171 (2), 844-850 (2011).
Golriz, M., Fonouni, H., Nickkholgh, A., Hafezi, M., Garoussi, C., Mehrabi, A. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).
Hosgood, S. A., Bagul, A., Yang, B., Nicholson, M. L. The relative effects of warm and cold ischemic injury in an experimental model of nonheartbeating donor kidneys. Transplantation. 85 (1), 88-92 (2008).
Hoyer, D. P., Gallinat, A., et al. Influence of oxygen concentration during hypothermic machine perfusion on porcine kidneys from donation after circulatory death. Transplantation. 98 (9), 944-950 (2014).

Etiketler

Heterotopic Renal Autotransplantation Porcine Model Surgical Procedure Renal Graft Intubation Jugular Vein Catheter Antibiotics Analgesics Midline Incision Ureter Renal Vein Renal Artery Papavarine Vessel Clamps Renal Artery Cannula Organ Preservation Autotransplantation Kidney Transplant

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Bu Makaleden Alıntı Yapın

Kaths, J. M., Echeverri, J., Goldaracena, N., Louis, K. S., Yip, P., John, R., Mucsi, I., Ghanekar, A., Bagli, D., Selzner, M., Robinson, L. A. Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol. J. Vis. Exp. (108), e53765, doi:10.3791/53765 (2016).