Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.
Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.
Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.
Kidney transplantation is the treatment of choice for patients with end-stage renal disease, due to associated lower rates of morbidity and mortality when compared to dialysis 1-3. Despite major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, graft shortage still poses a severe challenge worldwide. The number of patients waiting for a kidney transplant by far exceeds the number of organs available 4-6. To increase the number of kidneys available for transplantation and to reduce patient waiting times, further sources of kidney grafts are needed.
Commonly, standard criteria donor (SCD) and extended criteria donor (ECD) kidney grafts from donation after brain death (DBD) as well as kidneys recovered from live donors (LDKT) are utilized. Since the 1990s, an increasing number of kidney grafts have been recovered in a donation after circulatory death (DCD) scenario, to further expand the donor pool 7,8. However, DCD and ECD kidney grafts demonstrate acceptable but decreased outcomes after transplantation, depending on different factors, such as donor age, warm and cold ischemia times, and the preservation technique used 9-11. Thus, additional research is required to improve the outcome of patients receiving marginal kidney grafts and to further increase the donor pool.
The porcine model of renal transplantation is well established and provides a clinical important scenario to investigate innovative approaches for the improvement of marginal kidney graft outcomes. In contrast to rodent and canine kidneys, which are unilobular, porcine and human kidneys are multilobular and are anatomically similar, particularly in regard to the arterial, venous, and urinary collecting systems 12,13. In addition, porcine and human kidneys demonstrate similarities in the pathophysiology of ischemia reperfusion injury (IRI), biochemistry, and immunological parameters 14. Thus, porcine renal transplantation is well-suited to investigate new organ preservation methods for marginal kidney grafts 15-17, model human IRI 18, study immunological pathways and allograft tolerance 19, provide surgical training 20-22, test new pharmacological therapies 23, implement new medical devices, and study new immunological mechanisms in xenotransplantation 24-26.
The renal porcine and human transplantation settings are not completely analogous. This article focuses on important technical details that will facilitate successful establishment of a renal autotransplantation model. Species-adapted pre- and postoperative housing, administration of anesthesia with close monitoring, and matched surgical techniques are described in the protocol and demonstrated in the video. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess the function of the transplanted kidney. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow more in-depth assessment. For studies aimed at investigating alternative graft preservation methods and mechanisms of IRI, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the complications and confounding bias associated with rejection and use of immunosuppressive medications.
ブタ腎臓移植のモデルは、人間の外科の面で類似性に起因する移植、生理学、生化学、および免疫学14の分野を促進するユニークな機会を提供します。
実験的研究の目的に応じて、腎臓の自己移植のモデルは、同種移植モデルと比較していくつかの利点を有します。いくつかのグループは、同種移植28後に良好な腎移植片機能を報告しているが、ブタの免疫抑制は、特に腎移植では、困難です。術前の血液サンプルは、ブタ白血球抗原(SLA)との互換性を確保するために分析可能であるが、高価であり、実用的でない14。術後、このようなタクロリムスおよびシクロスポリン(カルシニューリン阻害剤、CNI)などの提案の免疫抑制剤は、経口投与または静脈28されています。豚は通常、経口MEDICAを飲み込むことを拒否するように経口投与は、非現実的でする。また、腸の障害物は、免疫抑制薬や治療薬のレベルの維持の十分な吸収を回避することがあります。アクティブな動物におけるCNIのIVの連続注入は、技術的に厳しいです。 IVボーラス投与が毒性を引き起こす高いピーク値をもたらします。したがって、新たな保存技術の調査のために、腎臓の自己移植のモデルはいくつかの利点を有します。上記の実証allotransplantated腎臓移植、クレアチニン及びBUNの遅延と増加したピークの代表的な結果では組織学的評価によって実証された拒絶反応を、示しています。
自家移植のブタモデルは、以前に新しい保存技術14,18,29を調査するために使用されてきました。しかし、心臓の拍動シナリオにおける自家移植豚の報告術後の血清クレアチニンとBUN値はかなり実験系22,30によって異なります</sup>。私たちはここに提示心臓鼓動ドナープロトコルは2.8ミリグラム/デシリットル(±0.7)及び(7.4±)25.3ミリグラム/ dlでのBUNピークの低術後の血清クレアチニンピークになります。これらの結果は、Hantoや同僚28とSnoeijsや同僚31によって提示された低ピーク値と同等です。
ブタの自家移植モデルにおける腎移植後の成功した結果を確実にするために、我々はある種の合併症の割合を最小限に抑えるいくつかの重要な技術的な要因を同定しました。ウィスコンシン大学(UW)ソリューションと比較すると、ヒスチジン – トリプトファン – ケトグルタル酸溶液(HTK)の使用は、カリウムのその下の内容に血管攣縮のリスクを低減します。さらに、再灌流の時点で血管痙攣のリスクを減少させるために、ベラパミルは、腎動脈に注入することができ、パパベリン、検索中および再灌流後に局所的に投与することができます。また、ノルエピネフリンの連続点滴を維持するために滴定100 mmHgの上記の収縮期血圧は、均質な再灌流を保証します。ブタの傾向に配置される少なくともまで、この血圧を維持するのに有用です。さらに、移植された移植片の位置決めは、新たに吻合血管のねじれを防止することが重要です。したがって、前に大規模な機械的操作を回避するために、グラフトの吻合を縫製に反対側の左腎臓を切除すると便利です。尿管吻合を終えた後、移植された移植片の周りに小腸をラッピングすることは腹壁の閉鎖後にその位置を確保しています。そのような腸のねじれによる腸閉塞などの合併症はほとんど観察されないが、腸閉塞、腸穿孔、および死亡を含む重篤な合併症につながることができます。良好な臨床転帰および移植片機能を確保フォローアップ中に全体的に、正確な手術手技、気配り麻酔と綿密なモニタリング。
動脈と静脈吻合をperfoすることができます異なる技術を使用してrmed。移植片の同所配置は、腎動脈と静脈のエンドツーエンドの吻合を可能にします。異移植の場合、移植片は、腸骨血管へのエンドツーエンドの吻合のための反対側の腎臓窩、直接遠位大動脈に配置することができます。吻合を有する異移植大動脈すると、それは血栓症および血管痙攣32のリスクを減らすことができるように静脈直接エンド・ツー・サイド手法でこのモデルにおいて好ましいです。非常に初期の静脈分岐部との解剖学的バリエーションは、2つの別々の静脈吻合を縫製の必要性につながる可能性があります。動脈または静脈が比較的短い場合、移植片は、血管の長さを得るために180°回転させることができます。尿管側側吻合は、狭窄または尿漏れを複雑にすることなく、良好な実験結果を得ることができます。
一般的には、腎移植のブタモデルは、他の動物モデルと比べて利点を提供しています。 dと上記の傍接した、特定の類似点は、ブタおよび臨床診療への新技術の比較的高速な翻訳を可能にする人間の設定、間に存在します。移植の技術は、げっ歯類モデルに比べて技術的に容易です。さらに、静脈カテーテルの配置によって、末梢血サンプルを容易に収集することができ、さらなる調査のために処理しました。尿の採取は、腎臓損傷および機能のさらなる評価を可能にします。尿サンプルを採取するために、経皮的カテーテルを膀胱に挿入することができます。豚による操作を回避するために、遠位端は、動物の背中の皮下にトンネルされるべきです。尿収集のための別のオプションは、長期の収集期間は、尿中のクレアチニンクリアランスおよびさらなるバイオマーカーの濃度を推定することを可能にする代謝ケージの使用です。超音波検査、CTスキャン、MRI画像が可能です。循環死のプロトコル後の寄付は暖かい適用することによって模倣することができます前の検索に虚血。また、豚は彼らの攻撃的な行動を制限する去勢場合は取り扱いが比較的容易です。
欠点は、動物の購入、住宅、外科手術などの医療機器、および労働力の高いコストが含まれます。これらの要因は、各試験群の動物の多数を含むことが不可能であることを意味します。また、げっ歯類モデルに比べて、参照の限られた数は、豚規範的、生物学的データについての文献で入手可能です。このような新規保存方法などの新開発技術の評価のための代替として、他のグループは、腎移植33,34の代替として正常体温ex vivoでの再灌流を記載しています。この技術は、実行するのが容易かつ安価です。しかし、標準化された腎臓移植片移植は臨床診療へのより多くの同様のモデルを提供し、長い期間をフォローアップできます。したがって、それは評価するより現実的な移植のために提供していますメント。
結論として、異自家腎移植のブタモデルは、腎臓移植の成果の改善のための革新的な新たなアプローチを調査する臨床の重要なシナリオを提供します。具体的には、このプロトコルは、自家腎移植モデルの成功確立を容易にする重要な技術的な詳細を提供していますし、臨床試験への新たな知見の迅速な翻訳を可能にします。
The authors have nothing to disclose.
We thank the Sorin Group (Milano, Italy), XVIVO Perfusion Inc. (Goteborg, Sweden), and Braun AG (Melsungen, Germany) for their support. We highly appreciate the support of the John David and Signy Eaton Foundation.
Anesthesia Equipment | |||
Anesthesia Machine, Optimax | Moduflex Anesthesia Equipment | SN5180 | |
Infusion Pump 3,000 | SIMS Graseby LTD. | SN300050447 | |
Infusion Pump Line | Smith Medical ASD Inc. | 21-0442-25 | |
Intravenous permanent catheter (9.5 Fr) | Cook Medical Company | G01865 | |
Isoflurane Vapor 19.1 | Draeger Medical Canada Inc. | N/A | |
Mallinckrodt, Tracheal Tube, 6.5 mm | Covidien Canada | 86449 | |
Temperature Therapy Pad | Gaymar Industries Inc | TP26E | |
Ventilator, AV 800 | DRE Medical Equipment | 40800AVV | |
Warm Touch, Patient Warming System | Nellcor/ Covidien Canada | 5015300A | |
Name | Company | Catalog Number | Yorumlar |
Surgical Equipment | |||
Abdominal Retractor | Medite GmbH | 07-0001-00 | |
Aorta/vein punch 4.0 mm, round | Scanlan International Inc. | 1001-602 | |
De Bakey, Atraumatic Peripheral, Clamp | Aesculap Inc. | FB463R | |
De Bakey-Beck, Atraumatic Vena Cava, Clamp | Aesculap Inc. | FB519R | |
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Straight | Aesculap Inc. | FB422R | |
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Curved | Aesculap Inc. | FB423R | |
De Bakey, Atraumatic Coarctation Clamp, Angled | Aesculap Inc. | FB453R | |
Dissection Blade #11 | Feather Safety Razor Co. | 089165B | |
Connector (1/4") with male luer lock | Sorin Group Inc. | AB1452 | |
Liver Admin Set (flush line) | CardioMed Supplies Inc | 17175 | |
Maxon, 1 | Covidien Canada | 606173 | |
Med-Rx Suction Connecting Tube | Benlan Inc. | 70-8120 | |
Organ Bag | CardioMed Supplies Inc | 2990 | |
Potts – De Martel, Scissors | Aesculap Inc. | BC648R | |
Renal artery cannula, 1.6" | Sorin Group Inc. | VC-11000 | |
Sofsilk, 2-0 | Covidien Canada | S405 | |
Sofsilk, 3-0 | Covidien Canada | S404 | |
Satinsky, Suprahepatic Cava Clamp | Aesculap Inc. | FB605R | |
Suction Tip | Tyco Healthcare Group LP | 8888501023 | |
Surgipro II, 6-0 | Covidien Canada | VP733X | |
Valleylab, Cautery Pencil | Covidien Canada | E2515H | |
Valleylab, Force Tx | Valleylab Inc. | 216151480 | |
Valleylab, Patient Return Electrode | Covidien Canada | E7507 | |
Name | Company | Catalog Number | Yorumlar |
Medication | |||
Atropine Sulfate 15 mg/30 ml | Rafter 8 Products | 238481 | |
Buprenorphine 0.3 mg/ml | RB Pharmaceuticals LDT | N/A | |
Ceftiofur 3 mg/mL | Pfizer Canada Inc. | 11103 | |
Cefazolin 1 g | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | 2237138 | |
Fentanyl Citrate 0.25 mg/5 ml | Sandoz Canada Inc. | 2240434 | |
Heparin 10,000 iU/10 ml | Sandoz Canada Inc. | 10750 | |
Histidine-tryptophan-ketoglutarate (HTK) solution | Methapharm | CU001LBG | |
Isoflurane 99.9%, 250 ml | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | 2231929 | |
Ketamine Hydrochloride 5000 mg/50 ml | Bimeda-MTC Animal Health Inc. | 612316 | |
Lactated Ringer’s + 5% Dextrose 1 L | Baxter Corporation | JB1064 | |
Lactated Ringer’s 1 L | Baxter Corporation | JB2324 | |
Metronidazole 500 mg/100 ml | Baxter Corporation | 870420 | |
Midazolam 50 mg/10 ml | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | 2242905 | |
Norepinephrine 16 mg/250 mL Dextrose 5% | Baxter Corporation | N/A | |
Pantoprazole 40 mg | Sandoz Canada Inc. | 2306727 | |
Papaverine 65 mg/2 mL | Sandoz Canada Inc. | 9881 | |
Propofol 1000 mg/100 ml | Pharmascience Inc. | 2244379 | |
Saline 0.9%, 1 L | Baxter Corporation | 60208 | |
Solu-Medrol 500 mg | Pfizer Canada Inc. | 2367963 | |
Verapamil | Sandoz Canada Inc. | 2166739 | |
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 ml | AstraZeneca | 2003767 |