Özet

טיהור של כלי מוח עכבר

Published: November 10, 2015
doi:

Özet

We describe a protocol allowing the purification of the mouse brain’s vascular compartment. Isolated brain vessels include endothelial cells linked by tight junctions and surrounded by a continuous basal lamina, pericytes, vascular smooth muscle cells, as well as perivascular astroglial membranes.

Abstract

במוח, רוב מערכת כלי הדם מורכב ממחסום בררני, מחסום דם-המוח (BBB) ​​המסדיר את חילופי מולקולות ותאי מערכת חיסון בין המוח והדם. יתר על כן, הדרישה המטבולית העצבית הענק דורשת רגולציה רגע לרגע של זרימת דם. יש לציין, חריגות של תקנות אלה הם סימני ההיכר של etiological ביותר פתולוגיות המוח; כולל גליובלסטומה, שבץ מוחי, בצקת, אפילפסיה, מחלות ניווניות (לשעבר: מחלת פרקינסון, מחלת אלצהיימר), גידולים במוח, כמו גם מחלות דלקתיות כגון טרשת נפוצה, דלקת קרום מוח ותפקוד מוח הנגרם על-אלח דם. לפיכך, הבנת אירועי איתות ויסות הפיסיולוגיה כלי הדם במוח הוא אתגר גדול. תובנה הרבה לתוך המאפיינים התאיים ומולקולריים של סוגי התאים השונים המרכיבים את מערכת כלי הדם במוח יכולה להיות שנרכשו מהתרבות העיקרית או מיון תא מרקמת המוח טרי ניתק. למרות זאת,מאפיינים כגון קוטביות תא, מורפולוגיה ויחסים בין תאית אינם מתוחזקים בהכנות כאלה. הפרוטוקול שאנו מתארים כאן נועד לטהר שברי כלי מוח, תוך שמירה על שלמות מבנית. אנו מראים כי כלי מבודדים מורכבים מתאי האנדותל החתומים על ידי צמתים הדוקים שמוקפים lamina בסיס מתמשך. Pericytes, תאי שריר חלק, כמו גם את קרומי endfeet astrocyte perivascular נשארים צמודים לשכבת האנדותל. לבסוף, אנו מתארים כיצד לבצע ניסויי immunostaining על כלי מוח מטוהרים.

Introduction

תפקוד תקין של מערכת העצבים המרכזית (CNS) דורש סביבה תאית פיקוח הדוק, והדרישות מטבולים שלה הן עצומות בהשוואה לאיברים אחרים 1. מערכת העצבים המרכזית היא גם מאוד רגישה למגוון רחב של כימיקלים, בדרך כלל לא מזיק לאיברים היקפיים אבל לזה, רעיל למערכת עצבים. כדי להבטיח תפקוד נכון, רוב כלי הדם "של מערכת העצבים המרכזית מהווה מחסום אנדותל; את מחסום דם-המוח (BBB), אשר שולט על הזרימה של מולקולות ויונים, כמו גם המעבר של תאי מערכת חיסון בין הדם והמוח, ובכך שמירה על הומאוסטזיס נכון 2, אבל גם מגביל את הכניסה של תרופות טיפוליות, טיפולים ובכך פוגעים הפרעות נוירולוגיות של 3. ברמה התאית, BBB הוא בעיקר שנגרם צמתים הדוקים נרחבים בין תאי האנדותל, ביטוי מקוטב של מובילי זרימה וקצב transcytosis נמוך מאוד 4. מאפיינים ופונקציות של BBB בעיקר נגרמים על ידי neתאי ighboring 4. בפרט, pericytes לשחק תפקיד חשוב בגרימה ושמירה על BBB 5,6. להיות תאי התכווצות, pericytes גם לווסת את זרימת דם 7 כפי שעושה תאי שריר החלק סביב כלי גדול. לבסוף, האסטרוציטים, תאי גלייה העיקריים של המוח, לשלוח תהליכים גדולים בשם endfeet סביב ביותר של כלי הדם במוח ולווסת 8 שלמות BBB וקפאון חיסוני 9, העברת מטבוליטים לנוירונים 10, ולגרום לצימוד ההדוק בין פעילות העצבית ו זרימת דם 11,12.

היכולת ללמוד את המאפיינים המולקולריים ותאיים של מערכת כלי הדם במוח היא קריטית כדי לאפיין טובים יותר את תרומתה לפיזיולוגיה של המוח וphysiopathology. כדי להתמודד עם שאלה זו, אסטרטגיות לבודד את מערכת כלי הדם במוח של המוח פותחו, המאפשרים להכנה של שברי כלי המוח שלמים. עמ 'כלי המוחיurification תחילה תאר באמצעות מוח שור 13 ומשופרים ומותאם למינים אחרים, במכרסמים בפרט 14. במחקר האחרון, השימוש במסננים בגדלים שונים הוצג להפריד כלי מוח לשברים מועשרים בכלי בקטרים ​​שונים. מעניין לציין, בהכנות כגון, תאי האנדותל שמרו את הנכסים שלהם מטבולי 15, פונקציונלי טרנספורטר 16 וקיטוב 17. כאן, אנו מתארים בפירוט פרוטוקול זה ולהפגין עוד כי כלי מבודדים לשמר רובם במבנים באתר. תאי האנדותל להישאר מקושרים על ידי צמתים הדוקים ומוקפים lamina בסיס מתמשך. Pericytes ותאי שריר חלק נשארים צמודים לשכבת האנדותל, כמו גם קרומי astrocyte perivascular. עם זאת, האסטרוציטים, תאי microglial, תאי עצב וoligodendrocytes בוטלו. לבסוף, אנו מתארים הליך לביצוע immunostaining על כלי מוח מבודדים. </p>

עד עכשיו רוב המחקרים המולקולריים ותאיים הנוגעים למערכת כלי הדם במוח בוצעו על תאי מוח כלי מטוהרים ניתקו באמצעות זני תא ספציפיים עכבר כתב או נהלים מבוססי immunostaining 18,19 מיון תאים. למרות שטכניקות אלו מאפשרת הבידוד של אוכלוסיות תאי כלי דם במוח כמעט טהורות, תאים מבודדים לאבד לחלוטין באתר המורפולוגיה שלהם ואינטראקציות, אשר בתורו, במידה רבה משפיעה על התכונות מולקולריות ותאיות שלהם. הפרוטוקול מתואר כאן, המאפשר לבידוד של שברי כלי דם במוח כולו ללא צורך בנוגדנים ספציפיים או כתמי עכבר מהונדסים, מציע אלטרנטיבה טובה כמו המבנה הכללי של כלי מוח מבודדים נשמרת, כך, הפחתת השלכות על המאפיינים המולקולריים שלהם. כלי מבודדים עשויים לשמש ללימוד פעילות גן, סינתזת חלבון ורגולציה בBBB כלאחרונה תיארו 20,21 </sup>. לבסוף, בהשוואה לmicrodissection ללכוד לייזר 22,23 הפרוטוקול הנוכחי הוא זול, קל לביצוע ומהירות להתאמה לכל מעבדה.

Protocol

1. פתרונות וחומרים הכן את פתרונות כלי בידוד: B1, להוסיף 1.5 מיליליטר של HEPES 1M 150 מיליליטר של HBSS; B2, להוסיף 3.6 גרם של Dextran 20 מיליליטר של B1; B3, להוסיף 1 גרם של BSA לשל B1 100 מיליליטר. שנה את בעל מסנן על ידי חי…

Representative Results

כאן, אנו מתארים פרוטוקול המאפשר לבידוד המכני של כלי מוח 14. איור 1 מסכם את השלבים העיקריים של טכניקה זו. הארכיטקטורה של כלי מוח היא מורכבת וכוללת מספר סוגי תאים, כלומר, תאי האנדותל חתום על ידי צמתים הדוקים ומוקף pericytes, תאי שריר חלק, ותהליכי רגל astrocyte <sup…

Discussion

מחסום דם-המוח מסדיר את המעבר של חומרים פיסיולוגיים ולצאת של מערכת העצבים המרכזית ומגן עליו מפני חומרים מזיקים הנמצאים בדם. הוא מעורב במספר פתולוגיות של מערכת העצבים המרכזית, כוללים מחלות ניווניות 2 וגידולים במוח 28. החדירות נמוכות מאוד של BBB פוגעות גם המעב?…

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי MemoLife Labex ועל ידי ARSEP (Fondation לשפוך עוזר l'à la משוכלל ונדיר sur la sclérose en לוחות)

Materials

Tissue Grinder Size C Thomas scientific 3431E25
centrifuge 5415 R Eppendorf
centrifuge 5810 R Eppendorf 5811000320
High-performance, Modular Stereomicroscope Leica MZ6
Compact System Provides High Quality Leica LED1000 Leica LED1000
low binding tips (P1000) Sorenson BioScience 14200T
Swinnex 47mm filter holder PP 8/Pk Millipore SX0004700
Nylon net filter disc Hydrophilic 20µm 47mm 100/Pk Millipore NY2004700
Nylon net filter disc Hydrophilic 100µm 47mm 100/Pk Millipore NY1H04700
Standard Wall Borosilicate Tubing Sutter Instrument B150-86-7.5
Microscope Slides Thermo Scientific 1014356290F
Cover Slips, Thickness 1 Thermo Scientific P10143263NR1
0,2 ml Thin-walled tubes and domed cap Thermo Scientific AB-0266
 PARAFILM® M (roll size 4 in. × 125 ft) Sigma P7793-1EA
HBSS, no calcium, no magnesium, no phenol red Life technology 14175-129
HEPES (1M) Life technology 15630056
Dextran from Leuconostoc spp. Mr ~70,000 Sigma 31390
Bovine serum albumin Sigma A2153
PBS 10X Euromedex ET330
16% Formaldehyde (w/v), Methanol-free  Thermo Scientific 28908
Triton X-100 Sigma X100
bisBenzimide H 33342 trihydrochloride (Hoechst) Sigma 14533
Mounting medium Fluoromount-G Southern Biotech 0100-01
Isolectin GS-IB4 From Griffonia simplicifolia, Alexa Fluor® 488 Conjugate; Dilution 1/100 Life technology I21411
Agrin (rabbit) ; dilution 1/400 kindly provided by Dr Markus A Ruegg
Anti ZO-1 (mouse, clone 1A12) Life technology 33-9100 dilution 1:500
Anti Smooth Muscle Actin (mouse, clone 1A4) Sigma A2547  dilution 1:500
Anti GFAP (mouse, clone GA5) Sigma G3893  dilution 1:500
Anti AQP4 (rabbit) Sigma A5971  dilution 1:500
Anti Cx43 (mouse, Clone  2) BD Biosciences 610061  dilution 1:500
Anti Olig2 (rabbit) Millipore AB9610  dilution 1:200
Anti NF-M (mouse) provided by Dr Beat M. Riederer, University of Lausanne, Switzerland.  dilution 1:10
Anti Iba1 (rabbit) Wako 019-19741  dilution 1:400
Alexa Fluor® 488 Goat Anti-Mouse IgG (H+L) Antibody Life technology A11029  dilution 1:2000
Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor® 488 conjugate Life technology A11034  dilution 1:2000
Alexa Fluor® 555 Goat Anti-Mouse IgG (H+L) Antibody Life technology A21424  dilution 1:2000
Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor® 555 conjugate Life technology A21429  dilution 1:2000

Referanslar

  1. Rolfe, D. F., Brown, G. C. Cellular energy utilization and molecular origin of standard metabolic rate in mammals. Physiological Reviews. 77 (3), 731-758 (1997).
  2. Zlokovic, B. V. The Blood-Brain Barrier in Health and Chronic Neurodegenerative Disorders. Neuron. 57 (2), 178-201 (2008).
  3. Pardridge, W. M. Blood-brain barrier delivery. Drug Discovery Today. 12 (1-2), 54-61 (2007).
  4. Abbott, N. J., Patabendige, A. A. K., Dolman, D. E. M., Yusof, S. R., Begley, D. J. Structure and function of the blood-brain barrier. Neurobiology of Disease. 37 (1), 13-25 (2010).
  5. Daneman, R., Zhou, L., Kebede, A. A., Barres, B. A. Pericytes are required for blood-brain barrier integrity during embryogenesis. Nature. 468 (7323), 562-566 (2010).
  6. Armulik, A., Genové, G., et al. Pericytes regulate the blood-brain barrier. Nature. 468 (7323), 557-561 (2010).
  7. Hall, C. N., Reynell, C., et al. Capillary pericytes regulate cerebral blood flow in health and disease. Nature. 508 (7494), 55-60 (2014).
  8. Mathiisen, T. M., Lehre, K. P., Danbolt, N. C., Ottersen, O. P. The perivascular astroglial sheath provides a complete covering of the brain microvessels: an electron microscopic 3D reconstruction. Glia. 58 (9), 1094-1103 (2010).
  9. Abbott, N. J., Rönnbäck, L., Hansson, E. Astrocyte-endothelial interactions at the blood-brain barrier. Nature Reviews Neuroscience. 7 (1), 41-53 (2006).
  10. Allaman, I., Brain Magistretti, P. J. Energy Metabolism: Focus on Astrocyte-Neuron Metabolic Cooperation. Cell Metabolism. 14 (6), 724-738 (2011).
  11. Attwell, D., Buchan, A. M., Charpak, S., Lauritzen, M., MacVicar, B. A., Newman, E. A. Glial and neuronal control of brain blood flow. Nature. 468 (7321), 232-243 (2010).
  12. Iadecola, C., Nedergaard, M. Glial regulation of the cerebral microvasculature. Nature Neuroscience. 10 (11), 1369-1376 (2007).
  13. Brendel, K., Meezan, E., Carlson, E. C. Isolated brain microvessels: a purified, metabolically active preparation from bovine cerebral cortex. Science (New York, N.Y.). 185 (4155), 953-955 (1974).
  14. Yousif, S., Marie-Claire, C., Roux, F., Scherrmann, J. -. M., Declèves, X. Expression of drug transporters at the blood-brain barrier using an optimized isolated rat brain microvessel strategy. Brain Research. 1134, 1-11 (2007).
  15. Dallaire, L., Tremblay, L., Béliveau, R. Purification and characterization of metabolically active capillaries of the blood-brain barrier. Biochemical Journal. 276 ((Pt 3)), 745 (1991).
  16. Boado, R. J., Pardridge, W. M. The brain-type glucose transporter mRNA is specifically expressed at the blood-brain barrier. Biochemical and Biophysical Research Communications. 166 (1), 174-179 (1990).
  17. Betz, A. L., Firth, J. A., Goldstein, G. W. Polarity of the blood-brain barrier: Distribution of enzymes between the luminal and antiluminal membranes of brain capillary endothelial cells. Brain Research. 192 (1), 17-28 (1980).
  18. Daneman, R., Zhou, L., Agalliu, D., Cahoy, J. D., Kaushal, A., Barres, B. A. The Mouse Blood-Brain Barrier Transcriptome: A New Resource for Understanding the Development and Function of Brain Endothelial Cells. PLoS ONE. 5 (10), e13741 (2010).
  19. Zhang, Y., Chen, K., et al. An RNA-Sequencing Transcriptome and Splicing Database of Glia, Neurons, and Vascular Cells of the Cerebral Cortex.. The Journal of Neuroscience. 34 (36), 11929-11947 (2014).
  20. Boulay, A. -. C., Saubaméa, B., et al. The Sarcoglycan complex is expressed in the cerebrovascular system and is specifically regulated by astroglial Cx30 channels. Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 9 (2015).
  21. Boulay, A. -. C., Mazeraud, A., et al. Immune quiescence of the brain is set by astroglial Connexin 43. The Journal of Neuroscience. 35 (10), 4427-4439 (2015).
  22. Ball, H. J., McParland, B., Driussi, C., Hunt, N. H. Isolating vessels from the mouse brain for gene expression analysis using laser capture microdissection. Brain Research Protocols. 9 (3), 206-213 (2002).
  23. Murugesan, N., Macdonald, J., Ge, S., Pachter, J. S. Probing the CNS microvascular endothelium by immune-guided laser-capture microdissection coupled to quantitative RT-PCR. Methods Mol Biol. 755, 385-394 (2011).
  24. Okada, S. L. M., Stivers, N. S., Stys, P. K., Stirling, D. P. An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time. Journal of Visualized Experiments. (93), (2014).
  25. Winkler, E. A., Bell, R. D., Zlokovic, B. V. Central nervous system pericytes in health and disease. Nature Neuroscience. 14 (11), 1398-1405 (2011).
  26. Ezan, P., André, P., et al. Deletion of astroglial connexins weakens the blood-brain barrier. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. , (2012).
  27. Simard, M., Arcuino, G., Takano, T., Liu, Q. S., Nedergaard, M. Signaling at the gliovascular interface. The Journal of neuroscience. 23 (27), 9254-9262 (2003).
  28. Dubois, L. G., Campanati, L., et al. Gliomas and the vascular fragility of the blood brain barrier. Frontiers in Cellular Neuroscience. 8, 418 (2014).
  29. Goldstein, G. W., Wolinsky, J. S., Csejtey, J., Diamond, I. Isolation of metabolically active capillaries from rat brain1,2. Journal of Neurochemistry. 25 (5), 715-717 (1975).
  30. Hjelle, J. T., Baird-Lambert, J., Cardinale, G., Specor, S., Udenfriend, S. Isolated microvessels: the blood-brain barrier in vitro. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 75 (9), 4544 (1978).
  31. Head, R. J., Hjelle, J. T., Jarrott, B., Berkowitz, B., Cardinale, G., Spector, S. Isolated brain microvessels: preparation, morphology, histamine and catecholamine contents. Blood Vessels. 17 (4), 173-186 (1980).
  32. Pardridge, W. M., Sakiyama, R., Coty, W. A. Restricted transport of vitamin D and A derivatives through the rat blood-brain barrier. Journal of neurochemistry. 44 (4), 1138-1141 (1985).
  33. Gerhart, D. Z., Broderius, M. A., Drewes, L. R. Cultured human and canine endothelial cells from brain microvessels. Brain Res Bull. 21 (5), 785-793 (1988).
  34. Luo, J., Yin, X., Sanchez, A., Tripathy, D., Martinez, J., Grammas, P. Purification of endothelial cells from rat brain. Methods Mol Biol. 1135, 357-364 (2014).
  35. Munikoti, V. V., Hoang-Minh, L. B., Ormerod, B. K. Enzymatic digestion improves the purity of harvested cerebral microvessels. J Neurosci Methods. 207 (1), 80-85 (2012).
  36. Weidenfeller, C., Schrot, S., Zozulya, A., Galla, H. J. Murine brain capillary endothelial cells exhibit improved barrier properties under the influence of hydrocortisone. Brain Res. 1053 (1-2), 162-174 (2005).
  37. Bowman, P. D., Betz, A. L., et al. Primary culture of capillary endothelium from rat brain. In Vitro. 17 (4), 353-362 (1981).
  38. Bowyer, J. F., Thomas, M., Patterson, T. A., George, N. I., Runnells, J. A., Levi, M. S. A Visual Description of the Dissection of the Cerebral Surface Vasculature and Associated Meninges and the Choroid Plexus from Rat Brain. Journal of Visualized Experiments. (69), (2012).
  39. Ohtsuki, S., Yamaguchi, H., Asashima, T., Terasaki, T. Establishing a Method to Isolate Rat Brain Capillary Endothelial Cells by Magnetic Cell Sorting and Dominant mRNA Expression of Multidrug Resistance-associated Protein 1 and 4 in Highly Purified Rat Brain Capillary Endothelial Cells. Pharmaceutical Research. 24 (4), 688-694 (2007).
  40. Warren, M. S., Zerangue, N., et al. Comparative gene expression profiles of ABC transporters in brain microvessel endothelial cells and brain in five species including human. Pharmacological Research. 59 (6), 404-413 (2009).
  41. Geier, E. G., Chen, E. C., et al. Profiling Solute Carrier Transporters in the Human Blood-Brain Barrier. Clinical Pharmacology and Therapeutics. 94 (6), 636-639 (2013).
  42. Seetharaman, S., Barrand, M. A., Maskell, L., Scheper, R. J. Multidrug Resistance-Related Transport Proteins in Isolated Human Brain Microvessels and in Cells Cultured from These Isolates. Journal of Neurochemistry. 70 (3), 1151-1159 (1998).
  43. Urich, E., Patsch, C., Aigner, S., Graf, M., Iacone, R., Freskgard, P. O. Multicellular self-assembled spheroidal model of the blood brain barrier. Sci Rep. 3, 1500 (2013).

Play Video

Bu Makaleden Alıntı Yapın
Boulay, A., Saubaméa, B., Declèves, X., Cohen-Salmon, M. Purification of Mouse Brain Vessels. J. Vis. Exp. (105), e53208, doi:10.3791/53208 (2015).

View Video