Sample Preparation Strategies for Mass Spectrometry Imaging of 3D Cell Culture Models

Dorothy R. Ahlf Wheatcraft; Xin Liu; Amanda B. Hummon

doi:10.3791/52313

JoVE Journal > Bioengineering

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Biyomühendislik

Probenvorbereitung Strategien für Massenspektrometrie Imaging von 3D-Zellkulturmodelle

Published: December 05, 2014

doi:

10.3791/52313

Dorothy R. Ahlf Wheatcraft^1,2, Xin Liu^1,2, Amanda B. Hummon^1,2

¹Department of Chemistry and Biochemistry,Notre Dame Üniversitesi, ²Harper Cancer Research Institute,Notre Dame Üniversitesi

Özet

Verewigt Krebszelllinien können als 3D-Zellkulturen, ein wertvolles Modell für die biologische Forschung angebaut werden. Dieses Protokoll beschreibt Massenspektrometrie Bildgebung von 3D-Zellkulturen, einschließlich Verbesserungen in der Probenzubereitung Plattform. Das Ziel des Protokolls ist es, die Benutzer anweisen, 3D-Zellkulturen für die Massenspektrometrie Bildanalyse vorzubereiten.

Abstract

Three dimensional cell cultures are attractive models for biological research. They combine the flexibility and cost-effectiveness of cell culture with some of the spatial and molecular complexity of tissue. For example, many cell lines form 3D structures given appropriate videodan vitro conditions. Colon cancer cell lines form 3D cell culture spheroids, in vitro mimics of avascular tumor nodules. While immunohistochemistry and other classical imaging methods are popular for monitoring the distribution of specific analytes, mass spectrometric imaging examines the distribution of classes of molecules in an unbiased fashion. While MALDI mass spectrometric imaging was originally developed to interrogate samples obtained from humans or animal models, this report describes the analysis of in vitro three dimensional cell cultures, including improvements in sample preparation strategies. Herein is described methods for growth, harvesting, sectioning, washing, and analysis of 3D cell cultures via matrix-assisted laser desorption/ionization-mass spectrometry (MALDI-MS) imaging. Using colon carcinoma 3D cell cultures as a model system, this protocol demonstrates the ability to monitor analytes in an unbiased fashion across the 3D cell culture system with MALDI-MSI.

Introduction

Mass spectrometry imaging (MSI) is a powerful technique to examine the distribution of molecular species across samples of interest. Researchers have imaged biological samples from whole animals down to single cells with this technique.¹^–⁴ Using MSI hundreds of analytes may be imaged at a single time, rather than single-substrate techniques requiring the development of additional fluorophores for traditional confocal microscopy, or staining for histology.⁵^–⁷ Additionally, MSI can be used in either a targeted or a discovery-based fashion, making it an attractive approach to look at the overlap between the distribution of chemical species. Presented within are methods for the growth, preparation, and matrix assisted laser desorption ionization/desorption (MALDI) imaging of small samples (~1 mm in diameter) of three-dimensional multicellular cell cultures.⁸^–¹¹

3D cell cultures are of particular interest to the biological community as an intermediary between traditional monolayer culture and in vivo tumors. As the name implies, 3D cell cultures are heterogeneous cellular aggregates that contain many of the chemical gradients in the microenvironment observed in small avascular tumor nodules, making them a more realistic model system to the native tumor environment than monolayer culture.¹⁰ Many human cell lines can be grown as 3D cultures, including cell lines derived from colon, breast, ovary, prostate, kidney and lung tissues.¹⁰ There are inherent challenges in imaging three dimensional cell cultures as they are smaller than many samples commonly used for mass spectrometry imaging and therefore require careful sample preparation.⁷ However, the advantages of these tractable model systems include lower cost and faster growth and analysis time compared to animal models. As a result, studies involving three dimensional cell cultures can be higher throughput than traditional animal studies.¹²^–¹⁴

All of these advantages have resulted in increasing popularity for three dimensional cell cultures in biological research; there is a corresponding need to develop new analytical strategies to explore both the composition and spatial distribution of molecules in these systems.^12,15^–²¹ The goal of this manuscript is to describe the adaptation of mass spectrometry imaging methods and sample preparation to three dimensional cell cultures.

Protocol

1. 3D-Zellkultur und Vorbereitung für Imaging Kultur einer geeigneten Zelllinie, dh HCT116 Koloncarcinomzelllinie, in zweidimensionale, Monoschichtkultur. Wachsen HCT 116-Zellen in einem T-25-Kolben mit McCoy 5A Medium + 10% fetales Rinderserum in einer 5% CO 2 kultiviert, bis 50-70% Konfluenz, was im allgemeinen einige Tage. Release-Zellen mit 0,25% Trypsin-EDTA-Lösung und besitzt eine Teil der Zellen mit einer Zählkammer und Trypanblaufärbung für die Zelldichte und die Lebensfähigkeit zu überprüfen. Nach dem Zählen verdünnten Zellen mit vollständigem Medium, um eine geeignete Aussaatdichte von 6.000 Zellen / Vertiefung zu erreichen, oder 30.000 Zellen / ml. 2. Bereiten Agarose Coated 96 Well Platten Hinzufügen 0,19 g Agarose auf 10 ml Standard Medium in einem 50 ml konischen Röhrchen (1,5% Agarose-Lösung in Medien) 10. Achten Sie darauf, die Aufnahme von leichtem Mischen. Autoklavieren der Agarose in einem Wasserbadfür 20 min. Mit einer Mehrkanal-Pipette absaugen 50 ul der Agarose + Medien-Gemisch in den 60 zentralen Vertiefungen der mit flachem Boden 96-Well-Platte Kulturplatte. Als die Löcher an peripheren Kanten der Platte haben etwas höhere Verdampfungsraten, fügen Sie 200 ul 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS), anstatt die Agarose zu diesen Kanten. Nachdem die Agarose-Mischung auf den inneren Brunnen hinzugefügt wurde, stellte den Teller beiseite, um abzukühlen ~ 37 ° C vor der Zugabe der Zellen. 3. Samen und Neigen der dreidimensionalen Kultur HINWEIS: Mehr oder weniger Zellen in Abhängigkeit von den Anforderungen der Kultur verbunden ausgesät werden, aber es ist festgestellt worden, dass diese Bedingungen führen zu 3D-Zellkultur-Strukturen von etwa 1 mm Durchmesser nach 10-14-tägiger Kultur (Daten nicht gezeigt) . Fügen Sie 200 ul der entsprechenden Zelllösung (verdünnt auf ~ 6.000 Zellen enthalten), um die Agarose-beschichteten96-Well-Platte. Die Platte abdecken und in befeuchteten Inkubator mit 5% CO 2 für das Zellwachstum eingestellt auf 37 ° C. Ändern Zellmedien mindestens jede 48 Stunden, oder wenn die Medien scheint sich zu ändern Farbe. Ändern Medien durch vorsichtiges Absaugen des alten Medien aus der Umgebung der kleinen 3D-Zellkultur (mit bloßem Auge von Tag 2) an der Unterseite der Agarose. Fügen Sie 200 ul frisches Medium sanft über die 3D-Zellkultur. (Optionaler Schritt) In diesen Medien ändert, fügen Chemotherapeutika oder anderen Drogen zum Testen. Verdünnen Sie das Mittel der Wahl, um die Endkonzentration mit kompletter Medien und fügen Sie die erforderlichen 200 ul in jede Vertiefung. Überwachen 3D-Zellkulturwachstum mit einem optischen Mikroskop, bis die 3D-Zellkulturen sind etwa 1 mm im Durchmesser. 4. Ernte die 3D-Zellkulturen Verwenden Sie ein 2 ml serologische Pipette vorsichtig die 3D-Zellkultur aus der Agarose Bett. <li> durch vorsichtiges Pipettieren sie in etwa 1 ml PBS in einem wartenden Platte mit 24 Vertiefungen Waschen Sie die 3D-Zellkulturen mit PBS. Über geerntet 3D Zellkulturen über serologische Pipette in Zentrifugenröhrchen für Protein- oder Metaboliten Extraktion oder betten sie in einem Schneidmedium zu schneiden für Imaging-Anwendungen zu unterstützen. 5. Integrieren Sie die 3D-Zellkulturen in Gelatine Bereiten Sie eine Lösung von ~ 175 mg / ml Gelatine in hochreinem Wasser (18 MOhm bevorzugt). 22,23 Mischen Sie die Gelatine kräftig. Beachten Sie die Lösung viskos und schwierig zu handhaben. Setzen Sie den gelatinehaltigen konischen Röhrchen in ein Wasserbad bei ~ 60 ° C warm, bis die Lösung klar und einfach zu saugen. HINWEIS: Die warme Gelatinelösung härtet schnell, wenn sie abkühlt, so führen Sie alle folgenden Schritte schnell vor dem Einfrieren. Nachdem es erhitzt wird, nehmen Sie die Gelatine sofort an die Zellkultur Kapuze. Halten Sie das Röhrchen mit Gelatine in einer beaker mit vorgewärmte Wasser bei etwa 60 ° C, um die Härtung der Gelatinelösung zu vermeiden. Mit einem 2 ml serologische Pipette einzahlen 0,6 ml der warmen Gelatinelösung in die Vertiefung einer Flachbodenplatte 24. Das Volumen ist ausreichend, um den Boden in einer dünnen Schicht zu bedecken. Die 3D-Zellkulturen vorsichtig abzuscheiden unmittelbar auf der Gelatineschicht mit einem anderen 2-ml-Pipette zu vermeiden Zerreißen der 3D-Struktur. HINWEIS: Es muss zu diesem Zeitpunkt treffen nicht auf PBS in die Gelatine platzieren werden. Wenn dies geschieht, aber entfernen PBS von der Oberseite der Gelatine unter Verwendung einer 200 ul-Pipette. Nachdem die 3D-Zellkulturen auf die Oberfläche der Gelatine-Schicht angeordnet ist, sorgfältig zu pipettieren Weitere 0,6 ml der warmen Gelatinemischung in den 3D-Zellkulturen, so dass die Position der Kulturen nicht zu stören. Nachdem die zweite Schicht angeordnet ist, ein Einfrieren der Gelatine eingebettete 3D-Zellkulturen bei 80 ° C. 6. Scheibe und Thaw Berg the Gelatine eingebettete 3D-Zellkulturen für die bildgebenden Massenspektrometrie Entfernen Sie die Platte mit 24 Vertiefungen, die 3D-Zellkulturen aus dem Gefrierschrank enthält. Wärmen Sie die Unterseite der Platte mit der Wärme aus der Hand, bis eine Pinzette oder einem Skalpell wird sanft an der Seite des gut gleiten. Sanft gleiten die Pinzette oder Skalpell, die Befreiung der Gelatine ohne Auftauen der Mitte. Einen Tropfen von Wasser zu dem Kryostaten unterstützt und verwendet dies, um die Gelatineplatte an dem Träger haften. 3D-Zellkulturen in Gelatine eingebettet sind nach ihrer Eignung für das Schneiden bei -30ºC. Reinigen des Kryostaten Klinge und Glas mit 70% igem Ethanol vor der Verwendung. Verwenden einen anderen Teil der Laufschaufel oder eine neue Klinge für jedes 3D-Zellkultur-Gelatinescheibe Abstumpfen der Klinge zu verhindern. Mit dem Kryostaten, sanft Gesicht das überschüssige Gelatine, bis die 3D-Zellkulturen sichtbar werden. An dieser Stelle langsam in Scheiben schneiden 3D-Zellkulturen mit einer gleichmäßigen Bewegung in 12-16 um-Schnitte. HINWEIS: Kritische Faktoren slicing umfassen die Entfernung des Glases an der Klinge, der Klingenwinkel, die Temperatur des Kryostaten und der Winkel der Platte auf dem Träger, so dass alle von ihnen überprüft, um konsistente Ergebnisse sicherzustellen. Vorsichtig auftauen die Scheiben und montieren sie auf Indium-Titan-Oxid (ITO) beschichteten Glasobjektträger entsprechend gekennzeichnet und speichern sie in einem Exsikkator. Nutzen Sie die Scheiben so schnell wie möglich für maximale Qualität. 7. Matrix Anwendung und Probenvorbereitung für MALDI-Imaging Vor der MALDI-Imaging, bereiten Scheiben mit der entsprechenden Matrix. Für kleine Molekülanalyse sind keine Waschschritte benötigt. Für intaktes Protein-Nachweis, wäscht die Scheiben in kaltem 100% Aceton, um Carnoy-Flüssigkeit oder 70% / 95% Isopropanol kleine Moleküle, wie Lipide, die das Signal überdecken könnten, zu entfernen. 24 – 26 Wäsche leicht für nicht mehr als 30 s zu einem Zeitpunkt. Unterlassen Sieum alle Scheiben zu stören. Bereiten Matrix in eine Lösung aus organischem Lösungsmittel und Wasser mit 0,1% TFA. Für kleine Moleküle, wie α-Cyano-4-hydroxyzimtsäure (CHCA) benutzen 60% ACN: 40% H 2 O: 0,1% TFA (10 mg / ml). Für Proteinnachweis wie Sinapinsäure (30 mg / ml), das gleiche Lösungsmittel-Lösung. Für eine optimale Löslichkeit der Sinapinsäure ersten aufzulösen in Acetonitril vor Zugabe des TFA: H 2 O-Lösung. Andere Matrices können gegebenenfalls verwendet werden. HINWEIS: Matrix kann mit verschiedenen Verfahren aufgebracht werden, aber es sollte angemerkt werden einige Matrices gefunden worden, zusammen kristallisieren mit der Gelatine, wie Ferulasäure, wodurch die Probe unbrauchbar werden. Kleinere Kristalle produzieren konsequenter Massenspektren und sorgt für mehr Molekülarten zu erfassen und auf biologische Unterschiede statt Matrixeffekte zurückzuführen. Bewerben Matrix durch handspotting Verfahren. Verwenden Sie einen spitzen Spritze zu 0,5 ul der matr geltenix Lösung auf dem 3D-Zellkultur in Scheiben schneiden und damit die Matrix zu kristallisieren. Alternativ können Sie die Airbrush-Verfahren. Füllen Sie eine handelsübliche Airbrush mit dem Matrix-Lösung. Halten Sie die Spritze 8-12 cm entfernt von dem Objektträger, wollen einen feinen Sprühnebel auf der Scheibe. In zwischen den Durchgängen, damit die Matrix trocknen für 1 min für die beste Kristallbildung zu ermöglichen. Bis zu 10-20 Durchläufe der Airbrush ist erforderlich, um eine optimale Matrixschicht 22 zu erzeugen. Alternativ können Sie die Sublimationsverfahren an anderer Stelle beschrieben. 25,27 Trocken gleitet in einem Exsikkator für mindestens 30 min vor der MALDI-MSI, unabhängig von der Methode der Matrix-Anwendung. 25 8. MALDI-MSI Analyse mithilfe eines MALDI-TOF-System (dh Autoflex III) HINWEIS: Dieser Abschnitt enthält Anweisungen und Ratschläge zum Einstellen von Parametern für eine MALDI-TOF-Imaging-Experiments. In Abhängigkeit von den instrument Hersteller und Software verwendet wird, kann das Verfahren zu variieren. Setzen Sie die Dias in einem Adapter, um sicher zu halten, 75 mm x 25 mm Dias, um Bild die 3D-Zellkulturscheiben auf ITO-beschichtete Objektträger befestigt. Laden Sie den Schiebeadapter in das Gerät. Bereiten Sie das Gerät für MALDI-MSI durch Auswahl eines geeigneten Kalibrierungsstandard für den Massenbereich in Frage. Zur Abfrage von kleinen Molekülen, die erfassten Signale, die auf die Matrix verwendet, α-CHCA entsprechen, sind eine gemeinsame Gruppe von Eichsubstanzen. Für die Analyse von Proteinen, sind bekannte Proteinstandards (dh Ubiquitin, Trypsinogen) im Massenbereich von Interesse ausgewählt und gesichtet benachbart zu den 3D-Zellkulturen als Eichsubstanzen. Kalibrieren Sie das Gerät, bevor Sie mit der Methodenentwicklung voran. Vor der Bildgebung, entwickeln Methoden der Datenerfassung für die Massenbereich bei Verwendung der vom Gerätehersteller zur Verfügung gestellte Software. Siehe Figuren 1 und 2 fürkleinen Molekülen und Proteinen Bildgebung. Für kleine Molekül Bildgebung verwenden Reflektronmodus für die höchste Massenauflösung. Stellen Sie den Massenbereich für kleine Molekül Datenerfassung zwischen 100-1.000 m / z und für Proteine zwischen 8.000 25.000 m / z. Stellen Sie den Massenbereich, die Region der Wahl umfassen, während die höchste Massenauflösung mit dem Gerät möglich. Passen Sie die Laserleistung, Frequenz, Anzahl der Laserschüsse und Spotgröße mit Hilfe der Kalibrierungslösung und eine in der Nähe "Opfer '3D-Zellkultur-Slice. Beachten Sie diese Einstellungen in der Hauptgerätesteuerung Software. Verwenden Sie die folgenden Einstellungen als empfohlene Anfangspunkt: 60% Energie, 400 Laserschüsse, ultra kleinen Spotgröße. Diese Einstellungen werden über Instrumente und Methoden variieren, so optimieren, Geräteparameter, die höchste Qualität Spektren für jede spezifische Instrument geben. Andere Parameter, die eingestellt werden können, umfassen die Detektorverstärkung, die Abtastrate, und elektronische Verstärkung. Save diese Methode für den Einsatz in der Bildbearbeitungssoftware (dh., AutoExecute Methode, dass FlexImaging wird zurückgreifen). HINWEIS: Unterdrücken-Ionen unter dem Massenbereich von Interesse (wieder in der Gerätesteuerung zu finden), um nicht den Nachweis stören. Entwickeln Proteindatenerfassungsmethoden für die Massenbereich der Wahl. Folgen Sie den gleichen oben beschriebenen Schritte, aber für die mittleren bis hohen Massenbereichen, oberhalb von etwa 3 kDa, verwenden linearen Modus. HINWEIS: Die Einstellungen werden von den für kleinmolekularen Methoden abweichen. Setup-spezifische MS Geräteparameter mit Hilfe der Imaging-Software vom Hersteller des Instruments, wie FlexImaging für Bruker MALDI-TOF-Systeme zur Verfügung gestellt. Erstellen Sie eine neue Bilddatei und den Ordner mit den vor entwickelt und gespeicherten Methoden. Wählen Sie die Geräteparameter wie Rasterpunktgröße (Wechsel von der Standard etwa 200 um bis 50 um), die Gerätesteuerung Methode (Setup in Schritt 8.3.2 oder 8.3.3) eingestellt und position, wo man über die 3D-Zellkultur zu scannen. Wählen Sie drei geeignete Teachpunkte auf der Probe, Bewegen des Lasers sich nacheinander. Besorgen Sie sich die optische Fotografie von der MALDI-TOF-Lasersteuerungssoftware mit "Print Screen". HINWEIS: Viele Bildbearbeitungsprogramme erfordern eine optische Fotografie von der Probe zu "lehren" die Software, wo der Laser befindet, die mit einem Scanner oder oft das Instrument Kamera erhältlich ist. Dann starten Sie den Bildgebungsprozess von der Imaging-Software (nicht die Gerätesteuerung) und erwerben Massenspektren von jeder Scheibe. Beachten Sie die meisten Massen über die 3D-Zellkultur und andere auf bestimmte Bereiche lokalisiert. 9. Optional Datenanalysemethoden Für gezielte Analysen, führen Sie eine manuelle Analyse der Spektren, indem Sie auf eine Masse im mittleren Spektrum, oder lassen Sie die Imaging-Software, um automatisch Massen nehmen ab einer bestimmten Schwelle (z. B. Spitzen above die obere Schwelle von 20%). Für die Qualitätskontrolle, die Aufteilung von Matrix-Gipfel oder die mittlere Spektrum. Führen Sie statistische Auswertungen mit extrahierten Datensätzen in der mathematischen Software wie R oder Matlab. Export Einzelspektren im ASCII-Format, eine lesbare Textdatei zum Laden in die Software der Wahl. Konvertieren Sie die Einzelspektren in ASCII, mzXML, der mzML Format zum Lesen von verschiedenen Software-Programme, 28 -. 31 oder die Daten zu exportieren als Analysieren (.img) Format-Datei, ein gemeinsames Muster für andere bildgebende Anwendungen wie MRI verwendet 32 Zwei Open-Source-Optionen für die Analyse sind MSiReader und BioMap 32,33. Sobald die Dateien werden in ein lesbares Format der Software ausgeführt werden, laden Sie die Datenmenge über den Anweisungen in der jeweiligen Software. Nach dem Laden, führen nach dem Erwerb Verarbeitung, wie Basisentfernung und Normalisierung. Mit diesem Datensatz, führen statistical Behandlungen wie Hauptkomponentenanalyse der hierarchischen Cluster entweder benutzerdefinierte Skripts oder Algorithmen in Software integriert wie Matlab 18.

Representative Results

MSI-Bildgebung hat das Potential, offenbaren verschiedene molekulare Verteilung in 3D-Zellkulturen. Verwendung der oben beschriebenen Methode kann Arten von kleinen Molekülen (Abbildung 1), um große Proteine (Abbildung 2) in der Kultur verfolgt werden. Diese Ergebnisse zeigen, Visualisierung eines einzelnen Ions mit dem kostenlosen Tool MSiReader. 32 Die Ergebnisse können für die einzelnen Ionen von Interesse in der 3D-Zellkultur mit Visualisierungs-Software entweder in einer Region von Interesse oder das gesamte gescannte Region analysiert werden. Darüber hinaus die meisten Software-Ionen über eine bestimmte Schwelle durch den Benutzer, die Forschungsbemühungen zu unterstützen kann automatisch eingestellt visualisieren. Sobald Einzelionen Karten erhalten werden, sind die meisten Software die Fähigkeit, um die Bilder zu überlagern, um die Co-Lokalisierung von Ionen zu sehen. Entweder in Discovery-basierte Ansätze oder gezielt, ist die Massenspektrometrie Bildgebung ein leistungsfähiges Werkzeug zur 3D-Zellkulturen zu untersuchen. <p class="jove_content" fo:keep-together.in-page = "always"> Abbildung 1. Repräsentative Ergebnisse der 3D-Zellkulturwachstum und Schnitte. Links) Optisches Bild einer intakten kolorektalen HCT-116-3D-Zellkultur-Struktur am 14. Tag vor der Ernte angesehen. Rechts) Optische Bild eines etwa äquatorialen Scheibe eines kolorektalen 3D Zellkultur Tauwetter auf ein ITO-beschichteten Objektträger für die Bildgebung montiert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen. Abbildung 2. Repräsentative Ergebnisse von Kleinmolekül-MALDI-MSI von einer äquatorialen Abschnitt einer 3D-Zellkultur. Top) Durchschnittliche Massenspektren mit α-CHCA im geringen Masse (kleines Molekül) Bereich erreicht. Bottom) Vertreter Bildereine einzige Masse: 327,8 m / z Wesentlichen auf das Innere des 3D-Zellkultur und lokalisiert 429,7 m / z Wesentlichen auf der Kante des 3D-Zellkultur lokalisiert. Eine gestrichelte Linie zeigt den ungefähren Rand der Sphäroid. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen. Abbildung 3. Repräsentative Ergebnisse von Protein-Bildgebung mittels MALDI-MSI von einer äquatorialen Abschnitt einer 3D-Zellkultur. Top) Durchschnittliche Massenspektren mit Sinapinsäure in der höheren (Protein) Massenbereich erreicht. Unten) Repräsentative Bilder eines einzelnen Masse: 10.871 m / z Wesentlichen auf der Kante des Sphäroids lokalisiert und 12.184 m / z mehr in Richtung des Inneren des Sphäroids lokalisiert. Eine gestrichelte Linie zeigt den ungefähren Kante des Sphäroids. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

Discussion

Unter Verwendung der oben beschriebenen Verfahren kann 3D-Zellkulturen gezüchtet und mit MALDI-MSI analysiert werden. Viele immortalisierte Zelllinien werden 3D-Strukturen zu bilden, wenn kultiviert angemessen. ^9,10 ist darauf zu Zellen, die nicht zu oft übergeben wurden, das heißt, eine geringe Durchgangsnummern pflegen werden. Im Allgemeinen werden Zellen mit Durchgangszahlen von zehn und unteren optimal für wachsenden 3D-Zellkulturen. Wachsende die 3D-Zellkulturen in einem traditionellen Agarose-Unterstützung stellt eine kostengünstige Möglichkeit für Forschungsgruppen, die sich in der 3D-Zellkultur, dieses System zu versuchen. Dieses Verfahren verwendet wenige Komponenten nicht schon in den meisten Säugerzellkulturlaboratorien. Besondere Aufmerksamkeit muss der Vorbereitung der Agaroseplatten Wachstums geachtet werden, dass die 3D-Zellkulturen mit einheitlicher Größe und Form; Einige Aspekte, die besondere Aufmerksamkeit erfordern, schließen die Überprüfung, dass keine Luftblasen in der Mischung, und daß eine richtige Meniskus an dem Boden jedes w gebildeten eingeschlossenenell. Wenn der Meniskus nicht richtig zu bilden, können die Zellen in nicht-kugelförmigen Formen oder in kleine Klumpen wachsen. Auch muss darauf geachtet werden, dass PBS in die Gelatine mit der Sphäroide zu erteilen. Ist dies der Fall, entfernen Sie das PBS von der Spitze der Gelatine mit einer 200 ul Pipette. Wenn die Kosten keine Rolle spielen, sind ultra-geringe Bindungsrundbodenplatten im Handel erhältlich und bieten eine Vereinfachung dieser Schritte. Während andere Gewebeeinbettung Methoden können auch teuer und nicht-Massenspektrometrie kompatibel zu sein, ist Gelatine-Einbettung sich gezeigt, sowohl kostengünstig und vielseitig. Vorbereitung Strategien oben umrissen wurden optimiert für 3D-Zellkulturen, um die hochwertigsten Daten zu erhalten. Während Gelatine-Einbettung ist gezeigt worden, mit Massenspektrometrie-Analyse kompatibel ist, macht diesen Prozess einzugrenzen die verfügbaren Matrizen durch Co-Kristallisation. Wenn sie gefroren ist, werden die 3D-Zellkulturen, solange sie nicht gefriertaut für Monate stabil. Die Gelatine wird undurchsichtig, wenn eingefroren, und der 3D-ZellKulturen sind von einer ähnlichen Farbe, so ist es ratsam, vor dem Einfrieren, die 3D-Zellkultur-Platzierung in Slicing helfen zu dokumentieren ist.

Bei der Herstellung von Folien, kann Matrix mit verschiedenen Verfahren aufgebracht werden, aber es sollte angemerkt werden, dass einige Matrices gefunden worden, zusammen kristallisieren mit der Gelatine, wie Ferulasäure, wodurch die Probe unbrauchbar werden. Kleinere Matrixkristalle erzeugen konsequenter Massenspektren. Während handspotting ist die einfachste Methode der Matrix-Anwendung kann der größeren Lösungsmittelvolumen in größeren Kristallgrößen und bedeutsamen Analyten Migration führen.

Bei dem Massenspektrometer, schreitet in MALDI-MSI Technologien haben die für den Beginn Analysen erforderlichen Fachwissen verringert. Datenerfassung und Analyse ist einfach auf den meisten Systemen, so dass auch ein Anfänger, qualitativ hochwertige Informationen aus ITO-beschichtete Folien zu erhalten. Die sorgfältige Auswahl der Geräteparameter, auf dem nahe gelegenen Nichtbild würdig 3D-Zell cultur optimiertes ist kritisch, um qualitativ hochwertige Daten. So kann beispielsweise zunehmender Laserleistung Spitzenintensität zu erhöhen, aber abnehmende Laserleistung kann die Auflösung zu verbessern und geben mehr symmetrische Peakformen. 3D-Zellkulturen sollten nach dem Schneiden, um eine optimale Qualität zu gewährleisten Probe schnell eingesetzt werden. Der Abbau von Protein-Signal kann in weniger als einer Woche, ohne fachgerechte Lagerung (Exsikkator / -80 ° C Tiefkühlschrank) gesehen werden, vor allem in der hohen Massenbereich (über 20 kDa). Aufgrund der wachsenden Nachfrage haben viele verschiedene Visualisierungs-Software-Programme entwickelt und sind frei, die Forschung der Öffentlichkeit. Die meisten bildgebenden Massenspektrometer haben die erforderlich sind, um einzelne Massen mit den proprietären Formaten auf jedem Instrument visualisieren Software installiert. Diese Software-Programme verwendet werden, um Einzelmassen Bilder die Daten zu erhalten und zu exportieren. Die meisten Software ermöglicht auch die Überlagerung von zwei oder mehr Massen von Interesse. Darüber hinaus haben viele verschiedene Betrachter für MSI Daten können kostenlos heruntergeladen werden, wie zum Beispiel ein MSiReaderd BioMap. ^32,33 Die Massenspektrometrie gewonnenen Daten können auch verarbeitet werden nach der Übernahme mit Leichtigkeit, bringen weitere nützliche Informationen in den Vordergrund.

Von Pharmazeutika an Lipide, Proteine, wobei das System oben beschrieben ermöglicht eine schnelle Erfassung von Daten, um die Verteilung von Molekülen von Interesse in einem 3D-Zellkultur Struktur auszuwerten. Serienschnitte, um die Bild die gesamte 3D-Struktur durch den Bau von jeder 2D-Bild der ein Stück von der 3D-Zellkultur genommen werden. Die Techniken und die Noten im Protokoll von Nutzen Forscher, die dreidimensionale Zellkultur als eine Brücke zwischen einer Monoschichtkultur und Tiermodellen zu beginnen. Einmal gemeistert, können diese Techniken auf mehrere Arten von 3D-Zellkulturen, Geweben und Zellkulturen verwendet werden, so dass die Forscher Bild je nachdem Proben sie wählen.

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by the Walther Cancer Foundation under the Advancing Basic Cancer Research program to the Harper Cancer Research Institute of the University of Notre Dame (DARW) and the 2011 Starter Grant from the Society for Analytical Chemists of Pittsburgh (ABH). Thanks also to the staff of the Mass Spectrometry and Proteomics Facility for useful discussions.

Materials

Name of Material/Equipment	Company	Catalog Number	Yorumlar
HCT116 Cell line	ATCC	ATCC CCL-247	Potential hazard, handle with care
McCoy's 5A media	Gibco	16600-108
Fetal Bovine serum	HyClone	SH30071.03
0.25% Trypsin-EDTA solution	Gibco	25200-056
Agarose	Sigma-Aldrich	A9539
Phosphate Buffered Saline	Gibco	10010049
Gelatin, unflavored	Knox	—	Available at most grocery stores in single-packets
ITO-coated glass slides	Delta Technologies, Limited	CG-90IN-S115
α-Cyano-4-hydroxycinnamic acid (CHCA)	Sigma-Aldrich	C8982
Sinapic Acid	Sigma-Aldrich	85429
0.3mm Gravity Feed Dual-Action Airbrush Paint Spray Gun Kit Set	RoyalMax Airbrush	—	Many options available on sites such as Amazon.com

Referanslar

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3D Cell Culture Mass Spectrometry Imaging MALDI-MSI Sample Preparation Colon Cancer Spheroids Tumor Nodules Spatial Analysis Molecular Distribution

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Ahlf Wheatcraft, D. R., Liu, X., Hummon, A. B. Sample Preparation Strategies for Mass Spectrometry Imaging of 3D Cell Culture Models. J. Vis. Exp. (94), e52313, doi:10.3791/52313 (2014).