Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons.
Qui mostriamo la dissezione del cordone nervoso addominale gamberi. La preparazione comprende gli ultimi due gangli toracica (T4, T5) e la catena di gangli addominali (A1 al A6). Questa catena di gangli comprende la parte del sistema nervoso centrale (CNS) che guida locomozione coordinata dei pleopodi (swimmerets): il sistema swimmeret. E 'noto per oltre cinque decenni in gamberi ogni swimmeret è guidato da un proprio kernel generano tracciati indipendenti che genera attività alternanza ritmica 1-3. I motoneuroni che innervano la muscolatura di ogni swimmeret comprendono due anatomicamente e funzionalmente distinte popolazioni 4. Uno è responsabile per la retrazione (corsa di potenza, PS) del swimmeret. Altre unità la protrazione (corsa di ritorno, RS) del swimmeret. Neuroni motori del sistema swimmeret sono in grado di produrre spontaneamente uno schema motorio fittizia, che è identico al modello registrato in vivo </em> 1.
Lo scopo di questo rapporto è quello di introdurre un interessante e conveniente sistema modello per lo studio delle reti di generazione del ritmo e il coordinamento di microcircuiti indipendenti per i corsi di laboratorio pratico degli studenti. Il protocollo fornito include le istruzioni passo-passo per la dissezione del cordone nervoso addominale del gambero di fiume, pinning della catena isolato di gangli, desheathing gangli e registrando il swimmerets fittizia pattern motorio extracellulare dal sistema nervoso isolato.
Inoltre, siamo in grado di monitorare l'attività dei neuroni swimmeret registrati intracellulare di dendriti. Qui abbiamo anche una breve descrizione di queste tecniche e fornire alcuni esempi. Inoltre, la morfologia dei neuroni swimmeret può essere valutata utilizzando varie tecniche di colorazione. Qui forniamo esempi di intracellulare (dalla ionoforesi) tintura piena neuroni e riporti di pool di motoneuroni swimmeret. Nel nostro laboratoriousiamo questa preparazione per studiare le funzioni di base di locomozione fittizia, l'effetto di feedback sensoriale sull'attività del SNC, e il coordinamento tra microcircuiti a livello cellulare.
I swimmerets di gamberi hanno una funzione di controllo della postura e battere ritmicamente quando gli animali nuotano in avanti, ventilare le loro tane o femmine aerare le loro uova 5, 6. I swimmerets del gambero del segnale, Pacifastacus leniusculus, si verificano in coppie dalla seconda alla quinta segmento addominale, con un arto su ciascun lato dell'addome 7. Il sistema nervoso centrale produce propria ticchettio motore ritmica che aziona il movimento swimmeret nell'animale intatto nonché nella preparazione isolato cordone nervoso. Quando non c'è feedback sensoriale o discendente ingresso presente modello motore ritmica prodotta viene chiamato locomozione fittizia 1, 2. Nel sistema swimmeret questo schema motorio non differisce in qualsiasi parametro dall'attività delle swimmerets misurati nell'animale intatto.
Il movimento di ciascun swimmeret è guidato da un microcircuito che si trova dentro e limitato a una corresponding hemiganglion 1 -. 3 In ogni microcircuito c'è un kernel generano tracciati che comprende cinque interneuroni identificati non spike. Essi possono essere funzionalmente caratterizzati come sia Inhibitor of Power Stroke (IPS) o inibitore della corsa di ritorno (IRS) 8. Questi IPS e interneuroni IRS non sono oscillatori endogeni, piuttosto la loro attività di alternanza è guidato da inibizione reciproca 9. Poiché questi interneuroni inibiscono direttamente i motoneuroni swimmeret, il movimento alternato PS-RS è generato 10. Locomotion tuttavia, non solo richiede la generazione di attività, ma anche il coordinamento dei vari microcircuiti indipendenti. Nel sistema swimmeret tale coordinamento è stabilito dal microcircuito coordinamento che assicura che gli arti sono attivi a volte corretti. Questo microcircuito è costruito da tre neuroni identificati in ogni segmento 11-15.
Questo protocollo prevede the prima volta una guida passo-passo dissezione per isolare la catena di gangli (T4 al A6, Figura 1). Mostriamo come al pin isolato cordone nervoso addominale e desheathe ogni ganglio. In questo isolato preparazione del sistema nervoso, i neuroni responsabili del movimento swimmeret sono pronti per l'uso negli esperimenti elettrofisiologici e morfologici. La seconda parte di questo protocollo illustra le caratteristiche principali del modello del motore swimmeret. Ciò include una guida step-by-step per registrare extracellulare l'attività dei motoneuroni swimmeret. Gli assoni dei neuroni motori RS proiettano attraverso il ramo anteriore del nervo N1, mentre assoni dei motoneuroni PS proiettano attraverso il ramo posteriore dello stesso nervo (Figura 1) 4. Quindi la loro attività può essere registrato da questi rami con elettrodi pin differenziali.
<br/> Figura 1: Isolati sistema nervoso dal ganglio toracico 4 (T4) per ganglio addominale 6 (A6) e un diagramma schematico di esso T4:. Ganglio toracico 4; T5: ganglio toracico 5; A1, A2 … A6 ganglio addominale 1, ganglio addominale 2 … ganglio addominale 6; N1: nervo N1; N2: nervo N2; N3: nervo N3; PS: power-stroke; RS: return-stroke. Abbreviazioni direzionali: A = anteriore; P = posteriori.
Questa procedura dissezione e la tecnica dimostrata elettrofisiologico sono convenienti per gli studenti universitari e studenti possono integrare corsi pratici in fisiologia. La catena di gangli isolato è stato utilizzato in una serie di esperimenti per studiare la funzione del sistema nervoso, coordinamento, o la modulazione di microcircuiti swimmeret 6 così come il controllo neuronale del comportamento adattativo in locomozione 16, 17. Il sistema gamberi swimmeret fornisce pertanto una quantità enorme di insegnamento interessanti o tPiove opportunità che iniziano tutti con la dissezione del cordone nervoso ventrale di gamberi e la registrazione extracellulare del pattern motorio fittizia.
L'anatomia di gamberi e la loro gangli addominali è stata descritta in precedenza 5, 18, 19, 20 e si consiglia di acquisire familiarità con essi prima della dissezione, per evitare il taglio dei nervi importanti.
È fondamentale per mantenere il preparato a temperature inferiori a 23 ° C per evitare la degradazione del cordone nervoso isolato. Ciò può essere ottenuto facilmente mediante sostituzione della soluzione di balneazione ogni 20-30 min con soluzione s…
The authors have nothing to disclose.
Ringraziamo Jos Burgert per aiutare con alcune delle figure. Siamo grati a Ingo Selbach (e il gruppo "Edelkrebsprojekt NRW") per i suoi sforzi per fornire il laboratorio con animali da esperimento. Ringraziamo Anna C. Schneider per la correzione prime versioni del manoscritto. Questa ricerca è stata sostenuta da un Emmy Noether DFG concessione SM 206 / 3-1 e una sovvenzione di avvio dell'Università di Colonia per docenti di sesso femminile.
Name of Material/ Equipment | Tip | Company | Catalog Number | Comments/ Description |
4-channel extracellular amplifier: MA 102 | Amplifier | Elektroniklabor, Zoologie, Universität zu Köln, Germany | for extracellular recording | |
air-table | Technical Manufacturing Corporation (TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA |
63-534 | for intracellular recording | |
Axon Digidata 1440A | Digitizer | Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA | DD1440A | digitizes recorded signals |
big bucket | filled with ice | |||
Clampex & Clampfit | pClamp 10, recording and analysis software | Molecular Devices Design, Union City, CA | pClamps 10 Standard | for extracellular recording |
cold lamp source | with flexible light guide (fiber optic bundle) | Euromex microscopes holland, Arnhem, BD | LE.5211 & LE.5235 | |
computer and monitor | equipped with recording software | for extracellular recording | ||
container and pipette for liquid waste | ||||
crayfish saline | contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4. | always keep at temperatures ~ 4° C | ||
dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable) | fluorescent dye, lysine fixable | Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany | D3328 | for intracellular dyefill of neurons |
differential pin electrodes | made from stainless steel ɸ 0.2 mm | for extracellular recording | ||
dissection dish | (l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone | used in the gross disection | ||
faraday cage | for extracellular recording | |||
fixing pins | for pinning the specimen | |||
forceps (biology, Dumont #5) | Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11252-20 | fine forceps: used to pick nerves |
forceps (biology, Dumont #55) | Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11255-20 | extra fine forceps: used for desheathing |
forceps (electronic, Dumont #5) | Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11251-20 | coarse forceps: used to grab specimen and pins |
intracellular electrode | Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament | Sutter Instruments, Novato, CA | BF100-50-10 | for intracellular recording and dyefill of neurons |
Leica S8 Apo StereoZoom | Dissection Microscope Zoom 1x – 8x | Leica, Germany | 10446298 | for extracellular recording |
microscope table | for extracellular recording | |||
mirror | to illuminate preparation from below | for extracellular recording | ||
modeling clay | for extracellular recording | |||
Olympus SZ61 | Dissection Microscope Zoom 0.67x – 4.5x | Olympus, Germany | for the dissection | |
petri dish | 94 x 16 mm; lined with clear silicone | Greiner bio-one, Germany | 633180 | used to pin the isolated chain of ganglia |
ring scissors | ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 14054-13 | for gross dissection (steps 2.1 – 2.11) |
saline dispenser with a 16 gauge needle (outer ɸ 1.6mm) attached via a flexible tube. | Volume ~ 60ml, | used for exsanguination | ||
spring scissors or alternative: Vannas spring scissors | cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 15024-10 or 15000-08 | for desheathing |
stainless steel wire ɸ 0.125 mm | to cut pins of 4-7 mm length | Goodfellow GmbH, Bad Nauheim, Germany | for pinning of the nerve cord | |
student Vannas spring scissors or alternative: Moria Spring Scissors | cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 91500-09 or 15396-00 | for gross and fine disection (steps 2.11 – 3.14) |
sylgard | 184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon | Dow Corning, Midland, MI, USA | ||
syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip | for extracellular recording |