Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons.
Hier laten we zien de ontleding van de rivierkreeft buik zenuwkoord. Het preparaat de laatste twee thoracale ganglia (T4, T5) en de keten van abdominale ganglia (A1 tot A6). Deze keten ganglia omvat het deel van het centrale zenuwstelsel (CZS) dat gecoördineerde voortbeweging van de pleopods (swimmerets) aandrijft: het swimmeret systeem. Het staat bekend om meer dan vijf decennia dat in rivierkreeft elke swimmeret wordt aangedreven door zijn eigen onafhankelijke patroon genereren kernel die ritmische afwisselende activiteit 1-3 genereert. De motorische neuronen innerveren de spieren van elk swimmeret bestaan uit twee anatomisch en functioneel verschillende bevolkingsgroepen 4. Men is verantwoordelijk voor het terugtrekken (arbeidsslag, PS) van de swimmeret. De andere drijft de protractie (terugslag, RS) van de swimmeret. Motorneuronen van het swimmeret systeem kunnen spontaan een fictief motor patroon, dat identiek is aan het patroon gevonden in vivo </em> 1.
Het doel van dit rapport is om een interessante en handige model systeem in te voeren voor het bestuderen van ritme genereren netwerken en coördinatie van onafhankelijke microschakelingen praktische practica studenten '. Het protocol voorwaarde bevat stap-voor-stap instructies voor de dissectie van abdominale zenuwkoord de rivierkreeft's, pinning van de geïsoleerde keten van ganglia, desheathing de ganglia en het opnemen van de swimmerets fictieve motor patroon extracellulair uit de geïsoleerde zenuwstelsel.
Bovendien kunnen we de activiteit van neuronen swimmeret intracellulair opgenomen van dendrieten volgen. Hier hebben we ook een korte beschrijving van deze technieken en bieden een aantal voorbeelden. Verder kan de morfologie van neuronen swimmeret beoordeeld worden met verschillende kleuringen. Hier geven we voorbeelden van intracellulaire (door iontoforese) kleurstof gevuld neuronen en backfills zwembaden van swimmeret motorische neuronen. In ons labwe deze preparaat basisfuncties fictieve beweging, het effect van sensorische feedback op de activiteit van het CZS en coördinatie tussen microschakelingen bestuderen op cellulair niveau.
De swimmerets van rivierkreeft serveren een functie in de houding controle en sloeg ritmisch wanneer de dieren zwemmen naar voren, ventileren hun holen of vrouwtjes beluchten hun eieren 5, 6. De swimmerets van de rivierkreeft, Pacifastacus leniusculus, komen in paren van de tweede naar de vijfde abdominale segment, één ledemaat aan elke kant van het abdomen 7. Het centrale zenuwstelsel produceert op zichzelf de ritmische motor babbel die swimmeret beweging in het intacte dier en in de geïsoleerde zenuwkoord bereiding aandrijft. Als er geen zintuiglijke feedback of aflopende ingang aanwezige ritmisch motor patroon geproduceerd wordt fictief voortbeweging 1, 2. In het swimmeret systeem is deze motor patroon in niets parameter van de activiteit van de swimmerets gemeten in het intacte dier.
De beweging van elke swimmeret wordt aangedreven door een microcircuit dat zich in en beperkt tot een corresponding hemiganglion 1 -. 3 In elke microschakelings- er een patroon te genereren kernel die vijf geïdentificeerde niet stekelige interneuronen bestaat. Ze kunnen functioneel worden gekarakteriseerd als zijnde ofwel Inhibitor van Power Stroke (IPS) of Inhibitor van Return Stroke (IRS) 8. Deze IPS en IRS interneuronen zijn niet endogeen oscillatoren, in plaats van hun afwisselende activiteit wordt gedreven door wederzijdse inhibitie 9. Omdat deze interneuronen remmen de swimmeret motorische neuronen rechtstreeks, wordt de afwisselende PS-RS beweging gegenereerd 10. Locomotion echter niet alleen vereist het genereren van de activiteit, maar ook de coördinatie van de verschillende onafhankelijke microschakelingen. In het swimmeret systeem zoals coördinatie door de coördinerende microschakeling die ervoor zorgt dat ledematen actief zijn correct momenten. Dit microcircuit is gebouwd door drie geïdentificeerde neuronen in elk segment 11-15.
Dit protocol voorziet in the eerst stap voor stap dissectie gids voor de keten ganglia (T4 A6, figuur 1) te isoleren. We laten zien hoe u de geïsoleerde abdominale zenuwkoord pin en desheathe elk ganglion. In deze geïsoleerde preparaat zenuwstelsel, de neuronen belast swimmeret beweging zijn gebruiksklaar in elektrofysiologische en morfologische experimenten. Het tweede deel van dit protocol toont de belangrijkste kenmerken van de swimmeret motor patroon. Dit omvat een stap-voor-stap handleiding voor het extracellulair staat de activiteit van swimmeret motorische neuronen. Axonen van RS motorische neuronen projecteren via de voorste tak van zenuw N1, terwijl axonen van PS motorische neuronen projecteren via de achterste tak van dezelfde zenuw (figuur 1) 4. Derhalve hun activiteit kan worden opgenomen van deze takken met differentiële pinelektrodes.
<br/> Figuur 1: Geïsoleerde zenuwstelsel van thoracale ganglion 4 (T4) van de buik ganglion 6 (A6) en een schematisch diagram van het T4. Thoracale ganglion 4; T5: thoracale ganglion 5; A1, A2 … A6 buik ganglion 1, abdominale ganglion 2 … buik ganglion 6; N1: zenuw N1; N2: zenuw N2; N3: zenuw N3; PS: power-slag; RS: return-takt. Directionele afkortingen: A = anterior; P = posterior.
Deze dissectie procedure en de elektrofysiologische techniek gedemonstreerd zijn handig voor studenten en kunnen studenten praktische cursussen aanvullen in de fysiologie. De geïsoleerde keten ganglia is gebruikt in een aantal experimenten zenuwstelsel functie coördinatie of modulatie van swimmeret microcircuits 6 en neuronale controle van adaptief gedrag in beweging 16, 17 bestuderen. De rivierkreeft swimmeret biedt dus een enorme hoeveelheid interessante onderwijs of tregende het kansen die allemaal beginnen met de dissectie van de ventrale zenuw koord van rivierkreeft en extracellulaire van de fictieve motor patroon.
De anatomie van rivierkreeft en hun buik ganglia is eerder beschreven 5, 18, 19, 20 en het wordt aanbevolen om vertrouwd te raken met hen voorafgaand geworden om de dissectie om het snijden van belangrijke zenuwen te voorkomen.
Het is cruciaal om het preparaat bij temperaturen onder 23 ° C houden om afbraak van het geïsoleerde zenuwkoord voorkomen. Dit kan gemakkelijk worden bereikt door vervanging van de badoplossing elke 20-30 min met koude rivierkreeft zoutoplossi…
The authors have nothing to disclose.
Wij bedanken Jos Burgert voor het helpen met een aantal van de cijfers. We zijn dankbaar voor Ingo Selbach (en de groep "Edelkrebsprojekt NRW") voor zijn inspanningen om het lab te voorzien van proefdieren. Wij danken Anna C. Schneider voor proeflezen eerste versies van het manuscript. Dit onderzoek werd gesteund door een Emmy Noether DFG subsidie SM 206 / 3-1 en een startup subsidie van de Universiteit van Keulen voor vrouwelijke docenten.
Name of Material/ Equipment | Tip | Company | Catalog Number | Comments/ Description |
4-channel extracellular amplifier: MA 102 | Amplifier | Elektroniklabor, Zoologie, Universität zu Köln, Germany | for extracellular recording | |
air-table | Technical Manufacturing Corporation (TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA |
63-534 | for intracellular recording | |
Axon Digidata 1440A | Digitizer | Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA | DD1440A | digitizes recorded signals |
big bucket | filled with ice | |||
Clampex & Clampfit | pClamp 10, recording and analysis software | Molecular Devices Design, Union City, CA | pClamps 10 Standard | for extracellular recording |
cold lamp source | with flexible light guide (fiber optic bundle) | Euromex microscopes holland, Arnhem, BD | LE.5211 & LE.5235 | |
computer and monitor | equipped with recording software | for extracellular recording | ||
container and pipette for liquid waste | ||||
crayfish saline | contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4. | always keep at temperatures ~ 4° C | ||
dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable) | fluorescent dye, lysine fixable | Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany | D3328 | for intracellular dyefill of neurons |
differential pin electrodes | made from stainless steel ɸ 0.2 mm | for extracellular recording | ||
dissection dish | (l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone | used in the gross disection | ||
faraday cage | for extracellular recording | |||
fixing pins | for pinning the specimen | |||
forceps (biology, Dumont #5) | Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11252-20 | fine forceps: used to pick nerves |
forceps (biology, Dumont #55) | Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11255-20 | extra fine forceps: used for desheathing |
forceps (electronic, Dumont #5) | Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11251-20 | coarse forceps: used to grab specimen and pins |
intracellular electrode | Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament | Sutter Instruments, Novato, CA | BF100-50-10 | for intracellular recording and dyefill of neurons |
Leica S8 Apo StereoZoom | Dissection Microscope Zoom 1x – 8x | Leica, Germany | 10446298 | for extracellular recording |
microscope table | for extracellular recording | |||
mirror | to illuminate preparation from below | for extracellular recording | ||
modeling clay | for extracellular recording | |||
Olympus SZ61 | Dissection Microscope Zoom 0.67x – 4.5x | Olympus, Germany | for the dissection | |
petri dish | 94 x 16 mm; lined with clear silicone | Greiner bio-one, Germany | 633180 | used to pin the isolated chain of ganglia |
ring scissors | ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 14054-13 | for gross dissection (steps 2.1 – 2.11) |
saline dispenser with a 16 gauge needle (outer ɸ 1.6mm) attached via a flexible tube. | Volume ~ 60ml, | used for exsanguination | ||
spring scissors or alternative: Vannas spring scissors | cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 15024-10 or 15000-08 | for desheathing |
stainless steel wire ɸ 0.125 mm | to cut pins of 4-7 mm length | Goodfellow GmbH, Bad Nauheim, Germany | for pinning of the nerve cord | |
student Vannas spring scissors or alternative: Moria Spring Scissors | cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 91500-09 or 15396-00 | for gross and fine disection (steps 2.11 – 3.14) |
sylgard | 184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon | Dow Corning, Midland, MI, USA | ||
syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip | for extracellular recording |