Construction de tableaux Microdrive pour les enregistrements de neurones chroniques chez la souris Behaving Awake
Özet
La conception et l'assemblage de micromoteurs pour des enregistrements électrophysiologiques in vivo des signaux du cerveau de la souris est décrite. En attachant des faisceaux de microélectrodes aux transporteurs carrossables robustes, ces techniques permettent des enregistrements de neurones à long terme et stable. Le design léger permet une performance comportementale sans restriction par l'animal implantation d'entraînement suivant.
Abstract
Enregistrements électrophysiologiques State-of-the-art des cerveaux des animaux se comportent librement permettent aux chercheurs d'examiner simultanément les potentiels de champ locaux (LFP) à partir de populations de neurones et les potentiels d'action des cellules individuelles, que l'animal se livre à des expérimentalement tâches pertinentes. Microdrive chroniquement implantés permettent des enregistrements du cerveau pour durer sur des périodes de plusieurs semaines. Durs miniaturisés et des composants légers permettent à ces enregistrements à long terme de se produire chez les petits mammifères comme les souris. En utilisant tétrodes, qui sont constitués de faisceaux étroitement tressées de quatre électrodes, dans lequel chaque fil a un diamètre de 12,5 um, il est possible d'isoler des neurones physiologiquement actifs dans des régions du cerveau superficielles telles que le cortex cérébral, l'hippocampe dorsal, et subiculum, ainsi que les régions plus profondes telles que le striatum et l'amygdale. En outre, cette technique assure des enregistrements de neurones stables, de haute fidélité que l'animal est contestée par un varieté de tâches comportementales. Ce manuscrit décrit plusieurs techniques qui ont été optimisés pour enregistrer à partir du cerveau de la souris. Tout d'abord, nous montrons comment fabriquer tétrodes, les charger dans des tubes de rouler, et plaqué or leurs conseils afin de réduire leur impédance de MQ à la gamme de kQ. Deuxièmement, nous montrons comment construire un ensemble de microdrive personnalisé pour porter et déplacer les tétrodes verticalement, avec l'utilisation de matériaux peu coûteux. Troisièmement, nous montrons les étapes de l'assemblage d'un microdrive disponible dans le commerce (Neuralynx VersaDrive) qui est conçu pour transporter tétrodes mobiles indépendamment. Enfin, nous présentons des résultats représentatifs des potentiels de champs locaux et les signaux mono-parts obtenues dans le subiculum dorsal de souris. Ces techniques peuvent être facilement modifiés pour s'adapter à différents types de réseaux d'électrodes et des systèmes d'enregistrement dans le cerveau de souris.
Introduction
L'utilisation de la technique de micro-électrodes pour enregistrer des signaux neuronaux extracellulaires in vivo a une longue et précieuse tradition en neurosciences 1, 2. La capacité d'enregistrer l'activité électrique de plusieurs régions du cerveau chez les animaux se comportent librement est, cependant, une technologie plus récente qui est de plus en plus fréquent que les logiciels pour l'acquisition, l'analyse et la discrimination des signaux neuronaux devient plus sophistiqué et convivial 3, 4. Les avancées technologiques sur le plan logiciel ont également été accompagné par des réductions dans le poids et l'encombrement des dispositifs implantables, qui ont été revus à la baisse suffisamment pour l'enregistrement dans les petits mammifères comme les souris. En utilisant des composants légers (souvent en plastique), les chercheurs sont en mesure de construire des micromoteurs qui permettent de positionnement indépendant des électrodes ou tétrodes pour cibler un large éventail de régions du cerveau 5-7. Même structures cérébrales profondes, telles que l'amygdale 6 et le striatum 5, peuvent être régulièrement pris pour cibles par la sélection d'une vis d'entraînement suffisamment longue. Ces techniques d'enregistrement permettent aux chercheurs d'obtenir des signaux neuronaux de haute fidélité et sont en correspondance avec l'activité électrique de neurones isolés enregistrés intracellulaire 8, 9. L'utilisation de ces types de micromoteurs, nous avons enregistré des succès simples unités de souris jusqu'à deux mois après l'implantation 10. En outre, la nature léger des appareils (environ 1,5-2,0 g) a abouti à la performance comportementale qui est comparable aux souris non implantés dans de nombreuses tâches comportementales. En particulier, nous avons démontré que les souris implantées présentent des performances normales dans le roman tâche de reconnaissance d'objet 10 et le lieu tâche d'objet (données non publiées).
L'utilisation de micromoteurs couplés à de multiples tétrodes permet aux chercheurs de surveiller et d'analyser l'activité neuronale au niveau du réseautout en enregistrant à partir de multiples unités individuelles dans le cerveau. Enregistrement avec ces tétrodes a plusieurs avantages importants à des fins d'identification d'unité et permet l'acquisition de haute précision et de la discrimination de plusieurs unités individuelles 11. Nous décrivons comment fabriquer et faisceaux de tétrodes or plaque, puis charger ensuite dans les supports d'électrodes pouvant être entraînés. Un type de support de disque nous décrivons est disponible dans le commerce et l'autre est une conception simple, mais facilement extensible, un lecteur qui peut accueillir plusieurs transporteurs et les modalités de tétrodes sans un investissement important de ressources.
Protocol
Representative Results
Discussion
Nous avons décrit un ensemble de techniques pour la construction de micromoteurs légers et compacts pour l'enregistrement de l'unité extracellulaire et l'activité de potentiel de champ chez la souris. En construisant des micromoteurs personnalisés avec des bases façonné en verre acrylique (méthacrylate de méthyle), le système de base peut être facilement adapté pour plusieurs lecteurs et pour le ciblage d'un large éventail de régions neurales. Nous avons réussi à modifier le système pour…
Açıklamalar
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous remercions Daniel Carpi pour son aide et des premières contributions à ce projet. Nous remercions également Lucrecia Novoa pour son aide avec des illustrations et des images. Ce travail a été soutenu par le NIH / NIAID programme de subvention 5P01AI073693-03.
Materials
| Name of Reagent/Material | Company | Catalog Number | Yorumlar |
| 0.0005″ (12.5 μM) diameter Platinum-Iridium wire | California Fine Wire | CFW#100-167 | HML VG insulated www.calfinewire.com |
| 0.002″ (50 μM) diameter Stableohm 675 wire | California Fine Wire | CFW# 100-188 | HML insulated Ni-Cr |
| polyamide tubing | Polymicro Technologies | 1068150020 | 99 micron I.D., 166 micron O.D. www.polymicro.com |
| brass guides | World Plastics Inc | 3.3 x 6.6 mm | |
| Delrin blocks | World Plastics Inc | 3.13 x 2.5 mm | |
| Fillister head brass screws | J.I. Morris Co. | 00-90 x 1/2 | drive screw www.jimorrisco.com |
| hex brass nuts | J.I. Morris Co. | 00-90 | |
| Fillister head brass screws | J.I. Morris Co. | 000-120 x 3/32 | EIB mount and ground screw |
| plexiglass acrylic | Canal Street Plastics | 5 mm thick, clear, www.cpcnyc.com | |
| cyanoacrylate | Krazy Glue | 2 g tube | |
| electronic interface board | Neuralynx | EIB-18 | www.neuralynx.com |
| non-cyanide gold solution | SIFCO | SIFCO 5355 | www.sifcoasc.com |
| VersaDrive 4 | Neuralynx | four tetrode model | |
| tetrode assembly station | Neuralynx | ||
| motorized tetrode spinner | Neuralynx | tetrode spinner 2.0 | |
| VersaDrive jig | Neuralynx | ||
| soldering iron | Radio Shack | 64-2802B | www.radioshack.com |
| nanoZ | Neuralynx | ||
| small bit drill/driver | Ram Products | Rampower 35 | with footpedal controller, www.ramprodinc.com |
| drill bits | Small Parts, Inc. | 3/32″ bits, www.smallpartsinc.com | |
| dissecting microscope | Olympus | SZ-60 | www.olympusamerica.com |
| heat gun | Alphawire | Fit gun 3 | use setting “1” only, www.alphawire.com |
| 26 AWG copper wire | Arcor Electronics | F26 | for ground wires, www.arcorelectronics.com |
| soldering flux | Eagle | 2 oz, #205 | |
| 0.02″ diameter solder | Kester | 24-6337-0010 | www.kester.com |
| benchtop vise | Vacu-Vise | Model 300 | |
| fiber optic light | Nikon | MKII | dual light arms, www.nikon.com |
| 5-min epoxy | Allied Electronics | 25 ml, www.alliedelec.com | |
| fine tweezers | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-4907, RS-5010 | INOX material, www.roboz.com |
| micro dissecting scissors | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5880 |
Table 1. Materials and reagents used for constructing tetrodes and microdrives.
Referanslar
- Recce, M. L., O’Keefe, J. The tetrode: a new technique for multi-unit extracellular recording. Soc. Neurosci. Abstr. 15, 1250 (1989).
- O’Keefe, J., Recce, M. Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm. Hippocampus. 3, 317-330 (1993).
- Chen, G., Wang, L. P., Tsien, J. Z. Neural population-level memory traces in the mouse hippocampus. PLoS ONE. 4 (12), e8256 (2009).
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents — EEG, ECoG, LFP, and spikes. Nat. Rev. Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
- Tort, A. B., Kramer, M. A., et al. Dynamic cross-frequency coupling of local field potential oscillations in rat striatum and hippocampus during performance of a T-maze task. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 105 (51), 20517-20522 (2008).
- Seidenbecher, T., Laxmi, R., et al. Amygdalar and hippocampal theta rhythm synchronization during fear memory retrieval. Science. 301 (5634), 846-850 (2003).
- Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. J. Neurophysiol. 100 (4), 2430-2440 (2008).
- Harris, K. D., Henze, D. A., et al. Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements. J. Neurophysiol. 84 (1), 401-414 (2000).
- Henze, D. A., Borhegyi, Z., et al. Intracellular features predicted by extracellular recordings in the hippocampus in vivo. J. Neurophysiol. 84 (1), 390-400 (2000).
- Chang, E. H., Huerta, P. T. Neurophysiological correlates of object recognition in the dorsal subiculum. Front. Behav. Neurosci. 6, 46 (2012).
- Gray, C. M., Maldonado, P. E., et al. Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex. J. Neurosci. Methods. 63 (1-2), 43-54 (1995).
- O’Keefe, J., Dostrovsky, J. The hippocampus as a spatial map. Preliminary evidence from unit activity in the freely-moving rat. Brain Res. 34 (1), 171-175 (1971).
- Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261 (5124), 1055-1058 (1993).
- Buzsáki, G. . Rhythms of the Brain. , (2006).
- McHugh, T. J., Blum, K. I., et al. Impaired hippocampal representation of space in CA1-specific NMDAR1 knockout mice. Cell. 87 (7), 1339-1349 (1996).
- Resnik, E., McFarland, J. M., et al. The effects of GluA1 deletion on the hippocampal population code for position. J. Neurosci. 32 (26), 8952-8968 (2012).
- Cacucci, F., Yi, M., et al. Place cell firing correlates with memory deficits and amyloid plaque burden in Tg2576 Alzheimer mouse model. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105 (22), 7863-7868 (2008).
- Sigurdsson, T., Stark, K. L., et al. Impaired hippocampal-prefrontal synchrony in a genetic mouse model of schizophrenia. Nature. 464 (7289), 763-767 (2010).
- Engel, A. K., Moll, C. K., et al. Invasive recordings from the human brain: clinical insights and beyond. Nat. Rev. Neurosci. 6 (1), 35-47 (2005).
- Cash, S. S., Halgren, E., et al. The human K-complex represents an isolated cortical down-state. Science. 324 (5930), 1084-1087 (2009).
