Summary

השתלת תאים ברזולוציה גבוהה בדגי זברה עובריים וזחלים

Published: July 05, 2024
doi:

Summary

כאן אנו מציגים פרוטוקול להשתלת תאים ברזולוציה מרחבית וזמנית גבוהה בעוברים ובזחלים של דגי זברה בכל שלב בין יום אחד לשבעה ימים לפחות לאחר ההפריה.

Abstract

התפתחות והתחדשות מתרחשות בתהליך של אינטראקציות תאיות מרחביות-זמניות דינמיות מקודדות גנטית. השימוש בהשתלת תאים בין בעלי חיים כדי לעקוב אחר גורל התא ולגרום לאי-התאמות בתכונות הגנטיות, המרחביות או הטמפורליות של תאי התורם והמאכסן הוא אמצעי רב עוצמה לבחון את טבען של אינטראקציות אלה. אורגניזמים כמו אפרוחים ודו-חיים תרמו תרומה מכרעת להבנתנו את ההתפתחות וההתחדשות, בהתאמה, במידה רבה בגלל יכולתם להשתלה. כוחם של מודלים אלה, עם זאת, הוגבל על ידי גמישות גנטית נמוכה. כמו כן, לאורגניזמי המודל הגנטי העיקריים יש יכולת נמוכה יותר להשתלה.

דג הזברה הוא מודל גנטי מרכזי להתפתחות והתחדשות, ובעוד שהשתלת תאים נפוצה בדגי זברה, היא מוגבלת בדרך כלל להעברת תאים לא ממוינים בשלבי ההתפתחות המוקדמים של הבלסטולה והגסטרולה. במאמר זה אנו מציגים שיטה פשוטה וחזקה המרחיבה את חלון ההשתלה של דגי זברה לכל שלב עוברי או זחל בין יום אחד לשבעה ימים לפחות לאחר ההפריה. הדיוק של גישה זו מאפשר השתלה של תא אחד בלבד ברזולוציה מרחבית וזמנית כמעט מושלמת הן בבעלי חיים תורמים והן במארחים. בעוד אנו מדגישים כאן את השתלת נוירונים עובריים וזחלים לחקר התפתחות עצבית והתחדשות, בהתאמה, גישה זו ישימה למגוון רחב של סוגי תאים אבותיים ומובחנים ושאלות מחקר.

Introduction

להשתלת תאים יש היסטוריה ארוכה ורבת קומות כטכניקה בסיסית בביולוגיה התפתחותית. בסביבות תחילת המאהה-20, גישות המשתמשות במניפולציות פיזיות כדי להפריע לתהליך ההתפתחותי, כולל השתלות, הפכו את האמבריולוגיה ממדע תצפיתי למדע ניסיוני 1,2. בניסוי פורץ דרך אחד, הנס ספמן והילדה מנגולד השתילו באופן אקטופי את שפת הבלסטופור הגבי של עובר סלמנדרה בצד הנגדי של עובר פונדקאי, וגרמו לרקמה הסמוכה ליצור ציר גוף משני3. ניסוי זה הראה כי תאים יכולים לגרום לתאים אחרים לאמץ גורלות מסוימים, וכתוצאה מכך, ההשתלה התפתחה כשיטה רבת עוצמה לחקר שאלות קריטיות בביולוגיה התפתחותית לגבי כשירות וקביעת גורל התא, שושלת תאים, יכולת השראתית, פלסטיות ועוצמת תאי גזע 1,4,5.

התפתחויות מדעיות עדכניות יותר הרחיבו את כוחה של גישת ההשתלה. בשנת 1969, תגליתה של ניקול לה דוארין כי צביעת גרעין יכולה להבחין בין מינים של מוצא בכימרות שליו וגוזלים אפשרה מעקב אחר תאים מושתלים וצאצאיהם6. רעיון זה הועצם מאוחר יותר על ידי הופעתם של סמנים פלואורסצנטיים טרנסגניים וטכניקות הדמיה מתקדמות5, והוא מונף כדי לעקוב אחר גורל התא 6,7, לזהות תאי גזע ואת עוצמתם 8,9, ולעקוב אחר תנועות תאים במהלך התפתחות המוח10. בנוסף, עליית הגנטיקה המולקולרית אפשרה השתלות בין מארחים ותורמים של גנוטיפים שונים, ותמכה בדיסקציה מדויקת של פונקציות אוטונומיות ולא אוטונומיות של גורמים התפתחותיים11.

השתלות תרמו גם תרומות חשובות לחקר ההתחדשות, במיוחד באורגניזמים בעלי יכולות התחדשות חזקות כגון פלנרים ואקסולוטלים, על ידי הבהרת הזהויות התאיות והאינטראקציות המווסתות את הצמיחה והדפוס של רקמות מתחדשות. מחקרי השתלות גילו עקרונות של עוצמה12, תבניות מרחביות 13,14, תרומות של רקמות ספציפיות 15,16, ותפקידים לזיכרון תאי 12,17 בהתחדשות.

דגי זברה הם מודל חולייתי מוביל לחקר התפתחות והתחדשות, כולל במערכת העצבים, בשל התוכניות הגנטיות השמורות שלהם, יכולת גנטית גבוהה, הפריה חיצונית, גודל מצמד גדול ובהירות אופטית 18,19,20. דגי זברה גם נוחים מאוד להשתלה בשלבים התפתחותיים מוקדמים. הגישה הבולטת ביותר היא השתלת תאים מעובר תורם מסומן לעובר פונדקאי בשלב הבלסטולה או הגסטרולה ליצירת חיות פסיפס. תאים שהושתלו בשלב הבלסטולה יתפזרו ויתפזרו עם תחילת האפיבולי, וייצרו פסיפס של תאים ורקמות מסומנים על פני העובר21. השתלות גסטרולה מאפשרות מיקוד מסוים של תאים מושתלים על פי מפת גורל גסה כאשר המגן נוצר וניתן לקבוע את צירי A-P ו- D-V21. הפסיפסים שנוצרו היו בעלי ערך בקביעה אם גנים פועלים באופן אוטונומי של התא, בבדיקת מחויבות התא ובמיפוי תנועת רקמות ונדידת תאים במהלך ההתפתחות 5,11. דגי זברה פסיפס יכולים להיווצר במספר דרכים, כולל אלקטרופורציה22, רקומבינציה23, טרנסגנזה F024 ומוטגנזה25, אך השתלה מספקת את המניפולציה והדיוק הגדולים ביותר במרחב, בזמן ובמספר וסוגי התאים. המצב הנוכחי של השתלת דגי זברה מוגבל במידה רבה לתאי אב בשלבים מוקדמים, עם כמה יוצאים מן הכלל, כולל השתלת נוירונים מוטוריים בעמוד השדרה26,27, תאי גנגליון רשתית28,29, ותאי פסגה עצבית ב-10-30 השעות הראשונות לאחר ההפריה (HPF)30, ושל תאים המטופויטיים וגידוליים בדגי זברה בוגרים 5,31. הרחבת שיטות ההשתלה לטווח רחב של גילאים, שלבי התמיינות וסוגי תאים תשפר מאוד את כוחה של גישה זו לספק תובנות לגבי תהליכים התפתחותיים ומתחדשים.

כאן, אנו מדגימים טכניקה גמישה וחזקה להשתלת תאים ברזולוציה גבוהה יעילה בעוברים וזחלים של דגי זברה עד לפחות 7 ימים לאחר ההפריה. ניתן להשתמש בדגים פונדקאים ותורמים טרנסגניים המבטאים חלבונים פלואורסצנטיים ברקמות המטרה כדי לחלץ תאים בודדים ולהשתיל אותם ברזולוציה מרחבית וזמנית כמעט מושלמת. הבהירות האופטית של עוברים וזחלים של דגי זברה מאפשרת לצלם את התאים המושתלים בשידור חי בזמן שהחיה המארחת מתפתחת או מתחדשת. גישה זו שימשה בעבר כדי לבחון כיצד דינמיקת איתות מרחבית-זמנית משפיעה על הזהות העצבית ועל הנחיית האקסון בעובר32, ולבחון את ההיגיון שבאמצעותו גורמים פנימיים וחיצוניים מקדמים הנחיית אקסונים במהלך התחדשות בדגי זחל33. בעוד אנו מתמקדים כאן בהשתלת נוירונים ממוינים, השיטה שלנו ישימה באופן נרחב הן לסוגי תאים לא ממוינים והן לסוגי תאים ממוינים על פני שלבים ורקמות רבים כדי לענות על שאלות בהתפתחות והתחדשות.

Protocol

כל ההיבטים של הליך זה הנוגעים לעבודה עם דגי זברה חיים אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים באוניברסיטת מינסוטה (IACUC) ומבוצעים בהתאם להנחיות IACUC. 1. הקמה ראשונית חד-פעמית של מנגנון השתלה (איור 1) הרכיבו א…

Representative Results

תוצאות ניסויי ההשתלה נצפות ישירות על ידי הדמיה של תאי תורם המסומנים באופן פלואורסצנטי בבעלי חיים מארחים בנקודות זמן מתאימות לאחר ההשתלה באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי. כאן, השתלנו נוירונים תועה קדמיים בודדים ב 3 dpf. חיות מארחות הודגרו במשך 12 או 48 שעות, הורדמו, הורכבו ב-LMA ע…

Discussion

ביולוגיה התפתחותית ורגנרטיבית מסתמכת כבר למעלה ממאה שנה על ניסויי השתלות כדי לבחון עקרונות של איתות תאי וקביעת גורל התא. מודל דג הזברה כבר מייצג מיזוג רב עוצמה של גישות גנטיות והשתלות. השתלה בשלבי בלסטולה וגסטרולה ליצירת חיות פסיפס היא נפוצה אך מוגבלת באילו סוגי שאלות ה…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

אנו מודים לססיליה מואנס על הכשרתה בהשתלת דגי זברה; מארק טיי לטיפול מעולה בדגים; ואמה קרלסון על משוב על כתב היד. עבודה זו נתמכה על ידי NS121595 המענקים של ה-NIH ל-A.J.I.

Materials

10 mL "reservoir syringe" Fisher Scientific 14-955-459
150 mL disposable vacuum filter, .2 µm, PES Corning 431153
20 x 12 mm heating block Corning 480122
3-way stopcock Braun Medical Inc. 455991
3 x 1 Frosted glass slide VWR 48312-004
40x water dipping objective Nikon MRD07420
Calcium chloride dihydrate Sigma-Aldrich C3306
Coarse Manipulator Narishige MN-4
Custom microsyringe pump University of Oregon N/A Manufactured by University of Oregon machine shop (tsa.uoregon@gmail.com). A commercially available alternative is listed below.
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 1129500
Eclipse FN1 "Transplant Microscope" Nikon N/A
electrode handle World Precision Instruments 5444
Feather Sterile Surgical Blade, #11 VWR 21899-530
Fine micromanipulator, Three-axis Oil hydraulic  Narishige MMO-203
HEPES pH 7.2 Sigma-Aldrich H3375-100G
High Precision #3 Style Scalpel Handle Fisher Scientific 12-000-163
Kimble Disposable Borosilicate Pasteur Pipette, Wide Tip, 5.75 in DWK Life Sciences 63A53WT
KIMBLE Chromatography Adapter  DWK Life Sciences 420408-0000
Kimwipes Kimberly-Clark Professional 34120
Light Mineral Oil Sigma-Aldrich M3516-1L
LSE digital dry bath heater, 1 block, 120 V Corning 6875SB
Manual microsyringe pump World Precision Instruments MMP Commercial alternative to custom microsyringe pump
Microelectrode Holder World Precision Instruments MPH310
MicroFil Pipette Filler World Precision Instruments MF28G67-5
Nail Polish Electron MIcroscopy Sciences 72180
Nuclease-free water VWR 82007-334
P-97 Flaming/Brown Type Micropipette Puller Sutter Instruments P-97
Penicillin-streptomycin Sigma-Aldrich p4458-100ML 5,000 units penicillin and 5 mg streptomycin/mL
pipette pump 10 mL Bel-Art 37898-0000
Potassium chloride Sigma-Aldrich P3911
Professional Super Glue Loctite LOC1365882
Round-Bottom Polystyrene Test Tubes Falcon 352054
Sodium chloride Sigma-Aldrich S9888
Stage micrometer Meiji Techno America MA285
Syringes without Needle, 50 mL BD Medical 309635
Tricaine Methanosulfonate Syndel USA SYNCMGAUS03
Trilene XL smooth casting Fishing line Berkley XLFS6-15
Tubing, polyethylene No. 205 BD Medical 427445
UltraPure Low Melting Point Agarose Invitrogen 16520050
Wiretrol II calibrated micropipettes Drummond 50002010

References

  1. Solini, G. E., Dong, C., Saha, M. Embryonic transplantation experiments: Past, present, and future. Trends Dev Biol. 10, 13-30 (2017).
  2. Gilbert, S. F. . A Conceptual History of Modern Embryology. , (1991).
  3. Spemann, H., Mangold, H. Induction of embryonic primordia by implantation of organizers from a different species. 1923. Int J Dev Biol. 45 (1), 13-38 (2001).
  4. Kretzschmar, K., Watt, F. M. Lineage Tracing. Cell. 148 (1), 33-45 (2012).
  5. Gansner, J. M., Dang, M., Ammerman, M., Zon, L. I. Chapter 22 – Transplantation in zebrafish. Methods in Cell Biol. 138, 629-647 (2017).
  6. Le Douarin, N. Details of the interphase nucleus in Japanese quail (Coturnix coturnix japonica). Bull Biol Fr Belg. 103 (3), 435-452 (1969).
  7. Ho, R. K. Cell movements and cell fate during zebrafish gastrulation. Dev Suppl. , 65-73 (1992).
  8. Le Douarin, N. M. Developmental patterning deciphered in avian chimeras. Development, Growth & Differentiation. 50 (s1), S11-S28 (2008).
  9. Wagner, D. E., Wang, I. E., Reddien, P. W. Clonogenic neoblasts are pluripotent adult stem cells that underlie planarian regeneration. Science. 332 (6031), 811-816 (2011).
  10. Balaban, E., Teillet, M. A., Le Douarin, N. Application of the quail-chick chimera system to the study of brain development and behavior. Science. 241 (4871), 1339-1342 (1988).
  11. Carmany-Rampey, A., Moens, C. B. Modern mosaic analysis in the zebrafish. Methods. 39 (3), 228-238 (2006).
  12. Kragl, M., et al. Cells keep a memory of their tissue origin during axolotl limb regeneration. Nature. 460 (7251), 60-65 (2009).
  13. Rojo-Laguna, J. I., Garcia-Cabot, S., Saló, E. Tissue transplantation in planarians: A useful tool for molecular analysis of pattern formation. Semin Cell Dev Biol. 87, 116-124 (2019).
  14. Tanaka, E. M. The molecular and cellular choreography of appendage regeneration. Cell. 165 (7), 1598-1608 (2016).
  15. Hu, Y., et al. Muscles are barely required for the patterning and cell dynamics in axolotl limb regeneration. Front Genet. 13, 1036641 (2022).
  16. Wells, K. M., Kelley, K., Baumel, M., Vieira, W. A., McCusker, C. D. Neural control of growth and size in the axolotl limb regenerate. Elife. 10, e68584 (2021).
  17. Otsuki, L., Tanaka, E. M. Positional memory in vertebrate regeneration: a century’s insights from the salamander limb. Cold Spring Harb Perspect Biol. 14 (6), a040899 (2022).
  18. de Abreu, M. S., et al. Zebrafish as a model of neurodevelopmental disorders. Neuroscience. 445, 3-11 (2020).
  19. Alper, S. R., Dorsky, R. I. Unique advantages of zebrafish larvae as a model for spinal cord regeneration. Front Mol Neurosci. 15, 983336 (2022).
  20. Blader, P., Strähle, U. Zebrafish developmental genetics and central nervous system development. Hum Mol Genet. 9 (6), 945-951 (2000).
  21. Kemp, H. A., Carmany-Rampey, A., Moens, C. Generating chimeric zebrafish embryos by transplantation. J Vis Exp. (29), 1394 (2009).
  22. Boulanger-Weill, J., et al. Functional interactions between newborn and mature neurons leading to integration into established neuronal circuits. Curr Biol. 27 (12), 1707-1720.e5 (2017).
  23. Dong, J., Stuart, G. W. Transgene manipulation in zebrafish by using recombinases. Methods Cell Biol. 77, 363-379 (2004).
  24. Kawakami, K., Shima, A., Kawakami, N. Identification of a functional transposase of the Tol2 element, an Ac-like element from the Japanese medaka fish, and its transposition in the zebrafish germ lineage. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (21), 11403-11408 (2000).
  25. Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nat Biotechnol. 31 (3), 227-229 (2013).
  26. Elsen, J. S. Determination of primary motoneuron identity in developing zebrafish embryos. Science. 252 (5005), 569-572 (1991).
  27. Elsen, J. Chapter 5 – Cellular methods: detailed procedure for transplanting single cells. The Zebrafish Book. , (2000).
  28. Poulain, F. E., Gaynes, J. A., Stacher Hörndli, C., Law, M. -. Y., Chien, C. -. B. Analyzing retinal axon guidance in zebrafish. Methods Cell Biol. 100, 3-26 (2010).
  29. Masai, I., et al. N-cadherin mediates retinal lamination, maintenance of forebrain compartments and patterning of retinal neurites. Development. 130 (11), 2479-2494 (2003).
  30. Raible, D. W., Elsen, J. S. Regulative interactions in zebrafish neural crest. Development. 122 (2), 501-507 (1996).
  31. White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2 (2), 183-189 (2008).
  32. Barsh, G. R., Isabella, A. J., Moens, C. B. Vagus motor neuron topographic map determined by parallel mechanisms of hox5 expression and time of axon initiation. Curr Biol. 27 (24), 3812-3825.e3 (2017).
  33. Isabella, A. J., Stonick, J. A., Dubrulle, J., Moens, C. B. Intrinsic positional memory guides target-specific axon regeneration in the zebrafish vagus nerve. Development. 148 (18), dev199706 (2021).
  34. Westerfield, M. Chapter 1: General methods for zebrafish care. The Zebrafish Book. , (2000).
  35. Grant, P. K., Moens, C. B. The neuroepithelial basement membrane serves as a boundary and a substrate for neuron migration in the zebrafish hindbrain. Neural Dev. 5 (1), 9 (2010).
  36. Konantz, J., Antos, C. L. Reverse genetic morpholino approach using cardiac ventricular injection to transfect multiple difficult-to-target tissues in the zebrafish larva. J Vis Exp. (88), 51595 (2014).
  37. Novoa, B., Figueras, A. Zebrafish: model for the study of inflammation and the innate immune response to infectious diseases. Adv Exp Med Biol. 946, 253-275 (2012).
  38. Speirs, Z. C., et al. What can we learn about fish neutrophil and macrophage response to immune challenge from studies in zebrafish. Fish Shellfish Immunol. 148, 109490 (2024).
  39. Trede, N. S., Langenau, D. M., Traver, D., Look, A. T., Zon, L. I. The use of zebrafish to understand immunity. Immunity. 20 (4), 367-379 (2004).
  40. Lam, S. H., Chua, H. L., Gong, Z., Lam, T. J., Sin, Y. M. Development and maturation of the immune system in zebrafish, Danio rerio: a gene expression profiling, in situ hybridization and immunological study. Dev Comp Immunol. 28 (1), 9-28 (2004).
  41. Wienholds, E., Schulte-Merker, S., Walderich, B., Plasterk, R. H. A. Target-selected inactivation of the zebrafish rag1 gene. Science. 297 (5578), 99-102 (2002).
  42. Petrie-Hanson, L., Hohn, C., Hanson, L. Characterization of rag1 mutant zebrafish leukocytes. BMC Immunol. 10, 8 (2009).
  43. Roh-Johnson, M., et al. Macrophage-dependent cytoplasmic transfer during melanoma invasion in vivo. Dev Cell. 43 (5), 549-562.e6 (2017).
  44. Bukrinsky, A., Griffin, K. J. P., Zhao, Y., Lin, S., Banerjee, U. Essential role of spi-1-like (spi-1l) in zebrafish myeloid cell differentiation. Blood. 113 (9), 2038-2046 (2009).
This article has been published
Video Coming Soon
Keep me updated:

.

Cite This Article
Qian, L. S., Ibrahim, R., Isabella, A. J. High-resolution Cell Transplantation in Embryonic and Larval Zebrafish. J. Vis. Exp. (209), e67218, doi:10.3791/67218 (2024).

View Video