Er wordt een protocol beschreven voor het voorbereiden van een eenvoudig modelecosysteem dat de methaan-zuurstof-tegengradiënt nabootst die wordt aangetroffen in de natuurlijke habitat van aërobe methaanoxiderende bacteriën, waardoor hun fysiologie in een ruimtelijk opgeloste context kan worden bestudeerd. Modificaties van gangbare biochemische assays voor gebruik met het op agarose gebaseerde modelecosysteem worden ook beschreven.
Aërobe methaanoxiderende bacteriën, bekend als methanotrofen, spelen een belangrijke rol in de biogeochemische cyclus. Methanotrofen bezetten een specifieke milieuniche binnen methaan-zuurstof-tegengradiënten die in bodems en sedimenten worden aangetroffen, wat hun gedrag op individueel en gemeenschapsniveau beïnvloedt. Conventionele methoden om de fysiologie van deze broeikasgasbeperkende micro-organismen te bestuderen, maken echter vaak gebruik van homogene planktonische culturen, die de ruimtelijke en chemische gradiënten die in het milieu worden aangetroffen niet nauwkeurig weergeven. Dit belemmert het begrip van wetenschappers over hoe deze bacteriën zich in situ gedragen. Hier wordt een eenvoudig, goedkoop modelecosysteem beschreven, de gradiëntspuit genaamd, die halfvaste agarose gebruikt om de steile methaan-zuurstof-tegengradiënten na te bootsen die kenmerkend zijn voor de natuurlijke habitats van methanotrofen. De gradiëntspuit maakt het mogelijk om methanotrofe stammen te kweken en gemengde methaanoxiderende consortia te verrijken uit milieumonsters, waardoor fenotypes worden onthuld die alleen zichtbaar zijn in deze ruimtelijk opgeloste context. Dit protocol rapporteert ook verschillende biochemische assays die zijn aangepast om compatibel te zijn met de semi-vaste agarosematrix, wat waardevol kan zijn voor onderzoekers die micro-organismen kweken in andere op agarose gebaseerde systemen.
Micro-organismen die op een anoxisch-oxisch grensvlak leven, vervullen vaak belangrijke ecologische rollen1. Een voorbeeld zijn aërobe methaanoxiderende bacteriën (methanotrofen), die voorkomen in tegengradiënten van methaan en zuurstof in bodems en sedimenten2. Deze micro-organismen bezitten unieke metabolische en fysiologische kenmerken die hen in staat stellen de gasgradiënten in hun omgeving te benutten en zijn al tientallen jaren het onderwerp van lopend onderzoek 3,4,5. Momenteel is het meeste gepubliceerde onderzoek over methanotrofen en methaanoxiderende gemeenschappen gebaseerd op werk met homogene planktonische culturen die er vaak niet in slagen de ruimtelijke en chemische gradiënten vast te leggen die inherent zijn aan hun natuurlijke microbiële habitats. Deze beperking belemmert ons begrip van microbiële fysiologie en ons vermogen om genomische informatie te koppelen aan fenotypische eigenschappen.
Dit protocol rapporteert een eenvoudig, laboratoriumgebaseerd modelecosysteem dat reproduceerbare omstandigheden creëert voor het bestuderen van zowel specifieke methanotrofen, zoals Methylomonas sp. stam LW13, als methaanoxiderende gemeenschappen rechtstreeks uit milieubodemmonsters. Belangrijk is dat de teelt in de gradiëntspuit resulteert in contragradiëntspecifieke fenotypes die niet aanwezig zijn in homogene planktonculturen6, wat het vermogen van het systeem benadrukt om nieuwe aspecten van de methanotrofe fysiologie te onthullen. Geïnspireerd door eerder gepubliceerde modelecosystemen 7,8,9, is de gradiëntspuit een vereenvoudigde methode die kan worden gebruikt om chemische en moleculaire informatie te verzamelen van micro-organismen die met deze benadering zijn gekweekt.
De gerapporteerde procedures voor genetische, chemische en moleculaire analyses zijn aangepast om betrouwbaar te werken op microbiële culturen die worden gekweekt in een halfvaste agarosematrix. Deze procedures kunnen ook nuttig zijn voor het analyseren van bacteriën die worden gekweekt in andere semi-vaste agarose-gebaseerde systemen, zoals die worden gebruikt voor bacteriële zachte agar-zwemtests. Het aanpassen van deze analyses aan ruimtelijk opgeloste contexten kan nieuwe wegen openen voor het bestuderen van microbieel leven in meer ecologisch relevante omgevingen.
Methoden voor methanotrope teelt
Methanotrofen worden al tientallen jaren bestudeerd om inzicht te krijgen in hun fysiologie, hun individuele en gemeenschapsgedrag in de natuurlijke omgeving en hun potentieel voor methaanbeperking in industriële toepassingen. Tijdens deze studies is veel van het uitgevoerde onderzoek uitgevoerd met behulp van homogene planktonculturen waarbij de ruimtelijke context verloren is gegaan. Het ecosysteem van het gradiëntspuitmodel is ontwikkeld om de methaan-zuurstof-tegengradiënt die kenmerkend is voor natuurlijke methanotrofe habitats in het laboratorium na te bootsen, waardoor onderzoekers methanotrofen kunnen bestuderen die groeien in een omgeving die meer lijkt op waar deze organismen zijn geëvolueerd.
In de afgelopen 30 jaar hebben onderzoekers de methaan-zuurstof-tegengradiënt in het laboratorium nagebootst met behulp van verschillende methoden, vaak met als primair doel het isoleren en classificeren van methanotrofen van gemengde methaanoxiderende consortia. Deze methoden kunnen worden onderverdeeld in twee benaderingen, beide met behulp van tegengestelde kamers van methaan en zuurstof: het opschorten van relatief ongestoorde grond op een membraan 16,17,18, of het inoculeren van kleine hoeveelheden grond of pure bacteriecultuur in een minimaal medium in agarose 7,8,19. De gradiëntspuitmethode die hier wordt beschreven, combineert de op spuiten gebaseerde aanpak van Dedysh en collega’s9 met de teelt van methanotrofen uit eerder werk van Amaral en Knowles8, en Schink en collega’s7. De laatste van deze methoden legde de basis voor het kweken van methanotrofen in een methaan-zuurstof-tegengradiënt en gebruikte een continue stroom van methaan en zuurstof aan weerszijden van de agaroseplug. Hoewel dit zorgt voor een constantere omgeving, voegt deze aanpak complexiteit toe aan de experimentele opstelling en zijn speciale gasbronnen nodig.
De hier beschreven gradiëntspuit daarentegen is afhankelijk van dagelijks spoelen van de spuit om vers methaan te leveren, een proces dat minder dan een minuut per spuit duurt, terwijl het continue toegang biedt tot zuurstof uit de atmosfeer via een steriele PTFE-filtertip. Deze eenvoudigere methode kan een bredere acceptatie van dit modelecosysteem mogelijk maken voor het bestuderen van methanotrofen in een ruimtelijk opgeloste context. Het beschreven protocol beschrijft ook analyses op chemisch en moleculair niveau die rechtstreeks kunnen worden uitgevoerd op bacteriën die in de halfvaste agarose zijn geïncubeerd. Als gevolg hiervan hoeven bacteriën vóór analyse niet buiten de agarosematrix te worden weggesneden en gekweekt, waardoor de gasgradiëntomstandigheden op het moment van bemonstering behouden blijven.
Opmerkingen over het protocol
Omdat de bacteriën worden gekweekt in een volumetrische spuit van polypropyleen, kunnen onderzoekers de bijbehorende zuiger van de spuit gebruiken om de agaroseplug nauwkeurig en reproduceerbaar te segmenteren, terwijl de ruimtelijke integriteit van de agarosematrix die nog in de spuitcilinder zit, behouden blijft. Zonder het luchtdichte ontwerp dat inherent is aan de spuit, zouden agarosepluggen uit de cilinder van de spuit moeten worden verwijderd en in plakjes moeten worden gesneden, waardoor onzekerheid ontstaat in het volume van de agarosesegmenten en niet-kwantificeerbare hoeveelheden methaan en opgeloste zuurstof in de atmosfeer vrijkomen. Agarose-extrusie via een steriele naald vereenvoudigt de monstervoorbereiding en helpt geëxtrudeerde segmenten te homogeniseren zonder bacteriële cellen te beschadigen. Deze methode stelt onderzoekers in staat om elke geënte gradiëntspuit in ten minste acht agarosesegmenten te verdelen en parallelle experimenten uit te voeren op methanotrofen die groeien in een reeks zuurstof- en methaanconcentraties.
Bij het optimaliseren van RNA-extractie uit agarose met een hoog polysaccharidegehalte, werd ontdekt dat gewone reagentia zoals guanidiumthiocyanaat en TRIzol leidden tot agarosegelering, die de zuiveringskolommen belemmerde en bestand was tegen pelletvorming door centrifugatie. Lage RNA-opbrengsten en -kwaliteit waren ook een punt van zorg, aangezien grote polysaccharidemoleculen nucleïnezuren kunnen vangen, terwijl kleine polysacchariden samen met RNA20 kunnen neerslaan. In plaats daarvan werd een extractiebuffer gebruikt die de kationische oppervlakteactieve stof CTAB bevatte, die lipidemembranen oplost20; en NaCl, dat de vorming van CTAB-nucleïnezuurcomplexen voorkomt en nucleïnezuren laat neerslaan, maar polysacchariden in oplossing21 houdt. RNases werden gedenatureerd door de opname van β-mercaptoethanol in de CTAB-buffer. Voor het RNA-seq-experiment werd een optionele kolomgebaseerde zuiveringsstap opgenomen om kleine (<200 nucleotiden) RNA's uit te sluiten voordat de bibliotheek werd voorbereid.
Beperkingen en overwegingen
Terwijl het MNS en agarose een minimale mediummatrix bieden voor het kweken van methanotrofe bacteriën, bootst de gradiëntspuit zoals hier beschreven alleen de gasgradiënten van methanotrofe habitats na, maar geen andere gradiënten die in die omgevingen aanwezig zijn, zoals sporenmetalen22, zoutgehalte23 of andere voedingsstoffen24. Het is mogelijk dat deze gradiënten in de toekomst aan een soortgelijk systeem kunnen worden toegevoegd. Bovendien beperkt het volume van de spuit (8 ml agarose) de totale biomassa per spuit, waardoor het nodig is om meerdere spuiten samen te voegen voor sommige analyses (zoals beschreven in stap 5.16). Hoewel de handspuit de agarose handig segmenteert in aliquots van 1 ml, beperkt de grootte ook de hoofdruimte tot ongeveer 4 ml, waardoor de hoeveelheid methaan in bulk die kan worden opgeslagen voor de gekweekte microben wordt beperkt. Aangezien de oxidatiesnelheid van methaan evenredig is met de groeisnelheid van aërobe methanotrofen25, wordt aanbevolen om dagelijks methaan in de hoofdruimte aan te vullen. Hoewel dit nog steeds kan resulteren in perioden van methaanbeperking, zijn deze perioden reproduceerbaar in het laboratorium en bootsen ze waarschijnlijk situaties na die in natuurlijke omgevingen worden aangetroffen.
Tijdens het gebruik van de gradiëntspuit vereist de aanwezigheid van de agarose-polysacchariden enkele aanpassingen aan de tests die worden gebruikt om methanotrofen die in dit systeem worden gekweekt te analyseren. Protocollen die bijvoorbeeld de overdracht van kleine hoeveelheden geëxtrudeerde agarose vereisen, vereisen meerdere verdunningsstappen met een grondige homogenisatie tussen elke verdunning voor nauwkeurig pipetteren. Bovendien is in gevallen zoals de polysaccharide-test waarbij de polysacchariden die inherent zijn aan de agarosematrix zullen reageren met het zwavelzuur-fenolreagens, de opname van een steriele, celvrije agarose-negatieve controle essentieel. Vroege pogingen om deze problemen te verminderen door het agarose-hydrolyserende enzym β-agarase op te nemen, waren niet succesvol en introduceerden een onbekende variabele in de biologische experimenten. Het gebruik van meerdere technische replicaten, grondige verdunning, homogenisatie en het opnemen van controles kan worden gebruikt om de meeste uitdagingen die inherent zijn aan de agarosematrix te verminderen.
Toepassingen
Naast studies met één stam kan de gradiëntspuit de co-cultuur van meerdere stammen ondersteunen en kan aarde worden gebruikt als inoculum in plaats van pure bacteriecultuur. Het eenvoudige ontwerp van het ecosysteem van het gradiëntspuitmodel is geschikt voor de cultuur van andere soorten micro-organismen die bestaan op het grensvlak tussen anoxische en oxische omgevingen door een ander gassubstraat te gebruiken, zoalsH2 of CO, in plaats van methaan. Samenvattend stelt het gebruik van een eenvoudig, ruimtelijk opgelost modelecosysteem onderzoekers in staat om de unieke fysiologie en metabole aanpassingen van zuurstofloze micro-organismen te bestuderen en kan het worden gebruikt om genen te koppelen aan fenotypes van organismen.
The authors have nothing to disclose.
Dit werk werd ondersteund door startfinanciering van het Department of Chemistry van de Universiteit van Utah en NSF CAREER Award #2339190. We danken de leden van het Puri Lab voor de nuttige discussies. We danken Rachel Hurrell (University of Utah) voor de eerste begeleiding bij het flowcytometrie-experiment.
1% Gas mix analytical standard | Supelco | 22561 | 1% each component in nitrogen: carbon monoxide, carbon dioxide, hydrogen, methane and oxygen |
100% Methane | Airgas | ME CP300 | chemically pure grade |
15 ppm Gas mix analytical standard | Supelco | 23470-U | 15 ppm each component in nitrogen: methane, ethane, ethylene, acetylene, propane, propylene, propyne, and n-butane |
1x Nitrate mineral salts | see CAS numbers below | Dissolve the following in Mili-Q water and autoclave: 0.2 g/L MgSO4·7H2O, 0.2 g/L CaCl2·6H2O, 1 g/L KNO3, and 30 μM LaCl3. Before use, add trace elements to a 1X final concentration and phosphate buffer (pH 6.8) to a final concentration of 5.8 mM. | |
23 G needle | BD Biosciences | 305194 | sterile, Luer-Lok |
500x Trace elements | see CAS numbers below | Dissolve the following in Milli-Q water: 1.0 g/L Na2-EDTA, 2.0 g/L FeSO4·7H2O, 0.8 g/L ZnSO4·7H2O, 0.03 g/L MnCl2·4H2O, 0.03 g/L H3BO3, 0.2 g/L CoCl2·6H2O, 0.6 g/L CuCl2·2H2O, 0.02 g/L NiCl2·6H2O, and 0.05 g/L Na2MoO·2H2O. | |
96 Well plate | CELLTREAT | 229596 | sterile |
Acid phenol:chloroform:IAA (125:24:1) | Invitrogen | AM9720 | pH 4.5 |
Agarose | Fisher Scientific | BP160 | molecular biology grade, CAS 9012-36-6 |
Aluminum crimp seals | VWR | 30618-460 | 20 mm |
Bead beater | Qiagen | 9003240 | TissueLyser III |
Butyl rubber stopper | Chemglass Life Science | 50-143-854 | 20 mm, blue |
Chloroform:isoamyl alcohol (24:1) | Millipore Sigma | 25666 | BioUltra, for molecular biology |
Clark-type O2 microelectrode | Unisense | OX-500 | |
DEPC-treated water | Thermo Scientific | R0601 | |
DNase I (Ambion) | Invitrogen | AM2222 | |
Flow cytometer | Beckman Coulter | CytoFLEX | |
Gas chromatograph (flame ionization detection) | Agilent | 6890N | |
Gastight analytical syringe | Hamilton | 81220 | 1750 TLL |
Gastight analytical syringe needle | Hamilton | 7729-07 | 22 G, metal hub needle, 2 in, point style 5 |
Gas-tight vials | Labco | 938W | Exetainer vial: 12 mL, round bottom |
Glass culture tubes | Bellco Glass | 2048-00150 | 18 x 150 mm |
LiCl precipitation solution (7.5 M) | Invitrogen | AM9480 | |
One-way stopcock | VWR | MFLX30600-00 | inlet port: female luer, outlet port: male luer lock |
Petri dish, square | Fisher Scientific | FB0875711A | 100 x 100 mm |
Phosphate buffer, 0.2 M (pH 6.8) | see CAS numbers below | Dissolve the following in Milli-Q water and autoclave: 12.24 g/L KH2PO4, 26.29 g/L Na2HPO4 · 7H2O | |
Pierce BCA Protein Assay Kit | Thermo Scientific | 23225 | |
PTFE syringe filter tip | Thermo Scientific | 03-050-469 | hydrophobic, pore size: 0.2 µm, diameter: 4 mm |
Qubit 1x dsDNA High Sensitivity Assay Kit | Invitrogen | Q33230 | |
Qubit 4 Fluorometer | Invitrogen | Q33238 | |
RNA Clean & Concentrator-5 | Zymo Research | R1013 | |
Serum stopper | Fisher Scientific | 03-340-302 | 20 mm |
Syringe | BD Biosciences | 302995 | Luer-Lock, 10 mL, single use, sterile |
Syringe pump | New Era Pump Systems Inc. | 1000-US | NE-1000 one channel programmable |
SYTO9, propidium iodide, microspheres | Invitrogen | L34856 | LIVE/DEAD BacLight Bacterial Viability Kit |
Zirconia/silica beads | BioSpec Products | 11079101z | 0.1 mm diameter |
Chemical reagents | CAS number | ||
CaCl2·6H2O | 7774-34-7 | ||
CoCl2·6H2O | 7791-13-1 | ||
Concentrated sulfuric acid | 7664-93-9 | ||
CTAB, cetrimonium bromide | 57-09-0 | ||
CuCl2·2H2O | 10125-13-0 | ||
Ethanol | 64-17-5 | ||
FeSO4·7H2O | 7782-63-0 | ||
H3BO3 | 10043-35-3 | ||
Isopropanol | 69-63-0 | ||
KH2PO4 | 7778-77-0 | ||
KNO3 | 7757-79-1 | ||
LaCl3 | 10099-58-8 | ||
MgSO4·7H2O | 10034-99-8 | ||
MnCl2·4H2O | 13446-34-9 | ||
Na2CO3, sodium carbonate | 497-19-8 | ||
Na2-EDTA | 139-33-3 | ||
Na2HPO4 · 7H2O | 7782-85-6 | ||
Na2MoO·2H2O | 10102-40-6 | ||
NaCl, sodium chloride | 7647-14-5 | ||
NiCl2·6H2O | 7791-20-0 | ||
Phenol (90% solution in water) | 108-95-2 | ||
PVP40, polyvinylpyrrolidone | 9003-39-8 | ||
Tris-HCl | 1185-53-1 | ||
ZnSO4·7H2O | 7446-20-0 | ||
β-Mercaptoethanol | 60-24-2 |
.