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Environment

Un nouveau flux de travail pour l’échantillonnage et la numérisation des carottes d’incrément

Published: September 27, 2024
doi:
10.3791/67098
, ,
1Forest Dynamics/Dendrosciences,Swiss Federal Research Institute WSL

Summary

Nous présentons un protocole permettant d’utiliser des supports imprimés en 3D pour fixer des noyaux d’incréments sur le terrain sans qu’il soit nécessaire de les déballer et de les coller sur des supports en bois. Le nouveau support GSC permet de placer les carottes dans un microtome de carottes pour couper leur surface et les transférer directement sur la capture d’images numériques.

Abstract

Nous présentons ici un nouveau flux de travail allant de la prise de carottes d’accroissement sur le terrain, leur stockage et leur transport au laboratoire, à la numérisation de leurs cernes d’arbres pour des analyses plus approfondies en vue d’analyses dendroécologiques ultérieures. La procédure implique l’utilisation de nouveaux supports d’échantillons pour les carottes d’incrémentation. Ces nouveaux supports Gärtner Schneider Core (GSC) sont conçus à l’aide d’un logiciel de modélisation tridimensionnelle (3D) et enfin imprimés avec une imprimante 3D. En utilisant ces supports dès le début sur le terrain, les carottes peuvent être directement découpées avec un microtome de carotte, et leur surface peut ensuite être numérisée sans autre réarrangement à l’aide d’un nouveau système de capture d’images à haute résolution. Ils sont donc disponibles pour une analyse directe. Ce système permet de numériser les cernes des arbres à partir de noyaux et de disques, ainsi que de prendre des images de longues micro-sections (jusqu’à 40 cm) en utilisant la lumière transmise. Cette caractéristique est d’un intérêt particulier pour les applications dendroécologiques et géomorphologiques afin d’identifier le début de toute perturbation dans des micro-sections coupées avec un noyau-microtome.

Introduction

Le principe de la datation des cernes des arbres par l’application de la technique de la datation croisée a été introduit pour la première fois par le scientifique forestier autrichien Arthur Freiherr von Seckendorff-Gudent en 18811. Dans la première moitié duXXe siècle, cette technique a été réinventée par le « père de la dendrochronologie » Andrew Ellicott Douglass, qui l’a appliquée intensivement pour dater les sites archéologiques et les arbres vivants2.

De nos jours, la dendroécologie, sujet de recherche agissant comme une sorte de cadre environnemental de la dendrochronologie, est définie comme l’étude des cernes des arbres et de leurs variations de croissance inhérentes causées par les changements écologiques et environnementaux dans le temps3. Dans la recherche dendroécologique, de nombreuses autres caractéristiques que les variations de la largeur des anneaux, telles que les isotopes stables, la densité tardive du bois ou les caractéristiques des cellules à l’intérieur d’anneaux uniques, sont utilisées pour corréler ces données aux paramètres environnementaux afin de mieux comprendre l’impact des conditions environnementales sur la croissance des arbres au fil du temps4. Grâce à l’intégration continue des études anatomiques du bois à la recherche dendroécologique, la recherche en dendroécologie a évolué au cours de la dernière décennie et constitue plus que jamais une colonne vertébrale dans la reconstruction des conditions climatiques passées 5,6,7,8.

Bien que le développement technique concernant la préparation et l’analyse des échantillons, en particulier dans le domaine de l’anatomie du bois, ait été fort au cours de la dernière décennie 9,10,11,12,13,14, il n’y a presque pas eu de progrès réel en ce qui concerne la simplification des techniques d’échantillonnage 15. Malgré, par exemple, la technologie des ondes acoustiques16, il n’existe jusqu’à nos jours aucune méthode « non destructive » fiable pour extraire les caractéristiques des cernes des arbres.

Par conséquent, toutes les études relatives aux cernes des arbres reposent toujours sur des échantillons de bois prélevés sur des arbres ou des arbustes prélevés sur les sites d’intérêt. Lorsque l’on se concentre sur les arbres, la procédure standard consiste à prélever des noyaux d’incrément sur les tiges15.

Le prélèvement de carottes à l’aide de carottiers à incrément est souvent exprimé comme une technique « non destructive »17. Par rapport à la prise de disques à partir de stems, c’est correct ; Néanmoins, cette technique d’échantillonnage provoque un trou dans la tige d’environ 1 cm de diamètre, atteignant principalement au-delà de la moelle de la tige3. L’arbre est capable de fermer cette blessure par lui-même, mais ce processus provoque des réactions de croissance, modifiant la structure commune à proximité immédiate de la blessure ainsi qu’une décoloration plus ou moins intense du bois existant autour du trou en raison de maladies fongiques18,19. Il vaudrait donc mieux l’appeler « peu invasif » plutôt que « non destructif ».

La technique de prélèvement de carottes d’incrément a évolué récemment grâce à la possibilité d’utiliser des forets mécaniques, ce qui a permis d’obtenir des échantillons de meilleure qualité, en particulier pour les analyses anatomiques du bois15. Cette procédure permet également un gain de temps considérable sur le terrain par rapport au carottage manuel. Ce qui est resté inchangé, c’est la procédure de manipulation des carottes, depuis l’extraction de l’arbre jusqu’à l’étiquetage, le stockage pour le transport et leur préparation en laboratoire pour diverses techniques d’analyse possibles.

Les noyaux doivent toujours être emballés dans des conteneurs stables, tels que des pailles en plastique ou en papier, pour éviter qu’ils ne se cassent pendant le transport. L’étiquetage des noyaux se fait directement sur le noyau à l’aide de crayons doux ou (plus fréquemment) à l’extérieur de chaque paille. Lors de l’utilisation de récipients en plastique, les noyaux doivent être retirés après une courte période pour éviter la propagation des champignons. Ainsi, les noyaux doivent être à nouveau sortis des conteneurs. Pour stabiliser les noyaux et éviter qu’ils ne se plient lorsqu’ils commencent à sécher, les noyaux doivent être fixés sur un support. Cela permet également de préparer la surface pour des analyses ultérieures. Ce faisant, les étiquettes doivent également être transférées sur les supports respectifs. Une procédure standard consiste à coller les noyaux sur des supports en bois ou à les fixer avec du ruban adhésif dans les rebords des panneaux ondulés. Les coller sur des passe-partout en bois est la technique la plus fréquemment utilisée. Bien que cette procédure soit parfaite pour stabiliser et poncer ou couper les noyaux, elle présente plusieurs inconvénients en ce qui concerne les analyses chimiques potentielles, isotopiques et même anatomiques du bois. Un autre inconvénient, malgré le temps nécessaire, est le transfert sujet aux erreurs des étiquettes pour chaque noyau vers les nouvelles montures.

En dendrochronologie, les mesures de la largeur des anneaux comme base d’une datation précise constituent l’épine dorsale de toutes les études dendroécologiques20. Bien que de nombreux laboratoires s’appuient encore sur des mesures manuelles à l’aide de tables de mesure, par exemple Lintab21 avec des jumelles attachées, il existe une tendance à utiliser des scanners à plat pour numériser les surfaces des carottes et mesurer la largeur de l’anneau à l’aide de logiciels tels que CooRecorder22 ou WinDENDRO23. Malheureusement, ces scanners, par exemple l’Epson Expression 10000XL largement utilisé, n’ont pas une résolution suffisante pour représenter clairement les structures comme des trachéides de bois précoce ou tardif (Figure 1). Pour cette raison, les images résultantes ne sont pas adaptées à la reconnaissance de structures difficiles telles que des anneaux très étroits ou des fluctuations de densité, qui sont essentielles pour une procédure de datation croisée précise sans revenir aux noyaux d’origine à l’aide de jumelles24,25.

Étant donné qu’une haute résolution d’image est une condition préalable indispensable à l’analyse d’images dans la science des cernes d’arbres10, un nouveau système de capture d’images a été développé au WSL (Skippy ; https://www.wsl.ch/en/services-produkte/skippy/) pour numériser les cernes d’arbres sur les surfaces centrales à l’aide d’un appareil photo numérique, ce qui permet d’obtenir des images présentant une résolution supérieure à celle de tous les scanners à plat existants. Ce système était basé sur l’idée du système ATRICS26, développé en 2007. Plus récemment, un système de capture d’images simple mais efficace, comparable au Skippy, a été présenté sous la forme d’un kit à monter soi-même27.

La numérisation des cernes d’arbres, c’est-à-dire la capture d’images en lumière réfléchie, est une étape importante dans la création d’images haute résolution de noyaux ou de disques d’incrément pour prendre en charge une mesure numérique de la largeur de l’anneau efficace et efficace. Le système développé au WSL permet également de prendre des images de longues micro-sections (jusqu’à 40 cm) en utilisant la lumière transmise. Cette caractéristique supplémentaire est, par exemple, intéressante pour les applications dendrogéomorphiques afin d’identifier le début de la réaction du bois dans les micro-sections.

Dans l’étude, nous présentons un protocole pour faciliter le processus de manipulation des carottes sur le terrain et en laboratoire. La base de la nouvelle technique présentée est un support réutilisable ; le nouveau support GSC GärtnerSchneiderCore (GSC) conçu à l’aide d’un logiciel de modélisation 3D et imprimé avec une imprimante 3D. Le support GSC permet une manipulation simple des mandrins prélevés sur le terrain sans les avoir réemballés ou réétiquetés. Nous présentons également un nouveau système efficace pour numériser les surfaces préparées des noyaux. Ce protocole couvre l’ensemble de la procédure, de la prise de carottes sur le terrain à la préparation des échantillons, en passant par la numérisation des surfaces des carottes pour des analyses ultérieures et leur stockage dans des archives.

Protocol

1. Création du titulaire de la GSC Ouvrez le modèle 3D du support dans un programme de découpage compatible avec une imprimante 3D. Créez un fichier d’impression lisible par l’imprimante 3D (dans ce cas, un fichier « *.gcode »).REMARQUE : Le modèle 3D peut être conçu à l’aide de n’importe quel logiciel de modélisation 3D. Transférez le fichier d’impression sur l’imprimante 3D à l’aide d’une carte mémoire ou d’une clé USB et activez le fichier d’impression sur l’imprimante 3D. Dès que le support est imprimé, attendez qu’il soit refroidi à température ambiante (RT). Ensuite, retirez la plaque à laquelle le support se colle de l’imprimante et pliez un peu la plaque jusqu’à ce que la forme se sépare de la surface. Retirez tous les fils ou attaches en excès du support.REMARQUE : Le nombre de supports à imprimer à la fois dépend de la taille de l’imprimante. Sur une imprimante 3D d’une dimension de plaque de 36 cm x 36 cm, on peut imprimer environ 30 supports d’une longueur de 35 cm en un seul passage. Le temps nécessaire à l’impression de 30 supports dépend de l’appareil. En moyenne, cela devrait être fait en environ 8 h (impression de nuit). 2. Extraction, stabilisation et transport des carottes d’accroissement sur le terrain Prenez une perceuse sans fil équipée d’un booster de couple et d’un carottier à incrément, sélectionnez la position de carottage et placez le carottier perpendiculairement à l’axe de croissance de la tige.REMARQUE : La même chose peut être faite manuellement à l’aide du carottier à incrément sans perceuse sans fil. Commencez à carotter jusqu’à ce que le carottier atteigne au moins la moitié du diamètre de la tige. Vérifiez la profondeur comme expliqué ci-dessus en tenant l’extracteur (qui a la même longueur que le carottier) à côté du carottier. Dans le cas de l’utilisation d’une perceuse sans fil, retirez la perceuse, placez la poignée sur le carotier (ce qui est déjà le cas lors de l’utilisation manuelle du carottier à incrément), prenez l’extracteur avec le côté ouvert vers le haut et insérez-le complètement dans le carottier. Tournez le carottier à incrément vers l’arrière (un tour complet) pour casser le noyau de la tige. Retirez l’extracteur, y compris le noyau. Retirez le noyau de l’extracteur. Vérifiez la direction de la fibre du noyau pour assurer une orientation verticale des fibres lorsque vous placez le noyau dans le support.REMARQUE : La direction de la fibre peut être vérifiée aux deux extrémités du noyau ainsi que sur le côté du noyau. Pour cela, tenez le noyau contre la lumière et tournez-le jusqu’à ce qu’un côté brillant soit visible. Cela se produit parce que, de ce côté, les parois cellulaires radiales sont coupées longitudinalement et réfléchissent la lumière différemment du reste du noyau. Placez le noyau sur le dessus du support avec la direction de la fibre à la verticale. Appuyez sur le dessus du noyau avec tous les doigts jusqu’à ce que le noyau glisse dans le support. Étiquetez le noyau sur le côté du support à l’aide d’un crayon doux, ce qui permet d’écrire même sur du verre.REMARQUE : L’écriture peut être enlevée ultérieurement avec un caoutchouc ordinaire. Placez le support avec le noyau dans la boîte de transport et fermez le couvercle. 3. Préparation des carottes montées en laboratoire EN OPTION : Enrobage des noyaux montés dans de la paraffine pour un potentiel micro-sectionnement.Placez une boîte en acier avec un couvercle équipé d’une vanne pour le raccordement d’une pompe à vide sur une plaque chauffante, remplissez-la jusqu’à environ 2 cm de paraffine et attendez qu’elle soit complètement fondue. Sortez les mandrins montés de la boîte de transport. Placez les supports avec les noyaux tels qu’ils sont dans la paraffine liquide et fermez le couvercle. Démarrez la pompe à vide, appliquez un vide constant et léger sur le récipient et attendez environ 2 h. Grâce à la structure ouverte du support, la paraffine peut pénétrer dans les noyaux sans barrières supplémentaires. Arrêtez la pompe à vide et ouvrez le couvercle. Sortez les supports avec les noyaux, placez-les sur une grille et laissez-les refroidir. Si nécessaire, retirez l’excédent de paraffine des côtés du support. Préparation des surfaces centralesSortez les noyaux montés de la boîte de transport ou du bain de paraffine. Placez le support avec la carotte telle qu’elle est dans le porte-échantillon d’une carotte-microtome. Assurez-vous d’orienter le noyau de manière à ce que le bois final des anneaux soit orienté vers la lame. Serrez les vis du porte-échantillon jusqu’à ce que le support de carotte soit complètement fixé. Soulevez le porte-échantillon jusqu’à ce que le noyau touche légèrement la lame. Tirez la lame sur toute l’étendue du noyau pour couper la première partie du haut. Repoussez le couteau derrière le noyau, soulevez le porte-échantillon de quelques microns et répétez la procédure jusqu’à l’obtention d’une surface plane d’au moins 2 à 3 mm de largeur. Dès que la surface est coupée comme prévu, retirez le support de carotte du porte-échantillon du microtome.REMARQUE : Il est recommandé de couper les noyaux avec un microtome à noyaux et de ne pas les poncer car la surface est plus propre et droite, et les cellules ne sont pas remplies de poussière. 4. Numérisation des surfaces centrales Placez le support de noyau avec la surface de noyau lisse sur la table d’un système de capture d’images, comme le système WSL-Skippy est présenté ici. Assurez-vous d’aligner le support de mandrin avec la direction de déplacement de la table ou de la caméra. Positionnez la table avec le support de noyau sous la caméra pour avoir l’anneau le plus externe au centre de la vue sous l’objectif de la caméra. Placez une balance à côté de l’ouverture de la carotte et prenez une image à des fins d’étalonnage.REMARQUE : Cela ne doit être fait qu’une seule fois lorsque vous faites des images de plusieurs noyaux à la suite. Définissez la longueur du noyau dans le logiciel et lancez le processus de capture d’image. Lorsque la dernière image est prise, la table revient à la position de départ. Retirez l’échantillon de la table, placez le support suivant sous la caméra et répétez la procédure décrite précédemment en définissant la longueur de la carotte jusqu’à ce que toutes les carottes soient photographiées. Utilisez un logiciel d’assemblage (sans distorsion), par exemple PTGui, pour combiner les images individuelles en une seule image finale de la surface centrale. 5. Stockage des noyaux Prenez les noyaux analysés dans le support et placez-les dans le rack de stockage portable imprimé avec une imprimante 3D. Étiquetez le rack pour identifier les noyaux de l’extérieur. Rangez le rack sur une étagère ou toute autre archive disponible.

Representative Results

Porte-GSCLes supports de mandrins sont (par défaut) imprimés à une longueur de 35 cm, ce qui correspond presque à la taille d’impression maximale de l’imprimante 3D utilisée (Original Prusa XL, volume d’impression 36 cm × 36 cm × 36 cm). Dans le cas où des mandrins plus longs sont utilisés, le support peut être étendu avec des supports supplémentaires en les reliant avec de petites pièces de connexion à travers les indentations présentes aux deux extrémités de tous les supports (Figure 2A). Lors d’un travail sur le terrain, le temps nécessaire pour stocker les noyaux directement dans le support est comparable à celui nécessaire pour les mettre simplement dans une paille ou un autre matériau d’emballage. Bien qu’il soit nécessaire de respecter la direction de la fibre de chaque noyau avant d’enfoncer le noyau dans le support (Figure 2), ce temps supplémentaire n’est que de quelques secondes et peut être soutenu à l’aide d’une lentille. D’après notre expérience, le temps supplémentaire nécessaire (le cas échéant) s’élève à environ 1 minute pour 10 cœurs. Ce temps supplémentaire minimal se réfère également aux noyaux cassés. Au lieu de prendre les noyaux cassés morceau par morceau dans une paille, ces morceaux sont simplement placés dans le support l’un après l’autre et pressés à l’intérieur. Pour garantir le transport en toute sécurité des carottes sur le terrain et vers le laboratoire, nous avons conçu et imprimé une boîte de transport spéciale pour les supports, y compris les carottes (Figure 3). Les supports peuvent simplement être placés dans la boîte où ils sont stabilisés par de petits renflements qui s’insèrent exactement dans les indentations aux deux extrémités des supports. La boîte peut ensuite être fermée par un couvercle qui est enfoncé dans les rainures latérales de la boîte. Le véritable avantage du nouveau support devient évident en laboratoire. Au lieu de sortir les noyaux de la paille (ou d’autres récipients), de préparer des supports en bois avec des indices, de fixer les noyaux sur le support, de transférer l’étiquette sur le nouveau support et d’attendre au moins quelques heures jusqu’à ce que la colle soit sèche et stable pour un traitement ultérieur, les noyaux dans le support peuvent directement (i) être fixés dans un microtome de noyau pour couper une surface plane ou (ii) peuvent être poncés directement avec un ponçage sans qu’aucun autre processus de préparation ne soit nécessaire. L’élimination de la nécessité de transférer les étiquettes sur d’éventuels nouveaux supports permet notamment d’éviter d’éventuelles erreurs de transmission. Étant donné que les supports peuvent être conçus pour n’importe quel diamètre de carotte, peu importe qu’ils soient nécessaires pour des carottes « standard » de 5 mm ou des carottes de 10 mm ou 12 mm, par exemple pour des analyses isotopiques ou d’autres analyses chimiques. Lié aux analyses isotopiques ou chimiques, l’avantage du support est que les noyaux sont fixés sans avoir besoin de colle ou de support de fixation. Ainsi, les carottes ne sont pas contaminées et peuvent être facilement retirées du support pour des analyses plus spécifiques. De plus, en ce qui concerne les analyses anatomiques du bois, la possibilité de retirer facilement les noyaux du support permet une manipulation simple des noyaux pour la préparation de micro-sections. La possibilité optionnelle d’intégrer des noyaux fixés dans le support permet de stabiliser les structures sensibles, car les cellules à parois cellulaires minces ont tendance à se briser lors de la coupe. Stabiliser le noyau en l’intégrant dans de la paraffine est, dans de nombreux cas, plus efficace que de simplement ajouter une solution de fécule de maïs. Un autre avantage apparaît également lorsque les carottes doivent être stockées pour des inspections ou des réanalyses ultérieures. Les supports peuvent être placés dans des racks spécialement conçus (Figure 4) et également imprimés à l’aide d’une imprimante 3D comparable au stockage dans la boîte de transport. Les supports GSC avec les noyaux sont placés dans le rack tels quels et peuvent ensuite être stockés à n’importe quel endroit. La largeur des racks, c’est-à-dire le nombre de noyaux pouvant être fixés dans un seul rack, dépend de l’espace disponible sur une étagère ou une salle de stockage. Les modèles de porte-bagages peuvent être adaptés à tous les besoins spécifiques et imprimés en conséquence. Numérisation des surfaces des noyaux ou des disquesLe système de capture d’images, développé au WSL (figure 5), permet de numériser les cernes des arbres (capture d’image automatisée) pour créer des images haute résolution de noyaux ou de disques d’incréments afin de prendre en charge une mesure numérique de la largeur des anneaux efficace et efficace. Le système se compose d’une plaque fixée sur une tige filetée déplaçant l’échantillon sous l’objectif (Sony FE 90 mm f/2.8 Macro) d’un appareil photo de 61 MP (Sony Alpha 7R IV) par pas prédéfinis entre 0,1 et 1 cm. Les images sont prises à l’aide du système de mise au point automatique de l’appareil photo pour garantir la mise au point des images uniques. La résolution de l’appareil photo permet une résolution réelle de chaque image de 6500 dpi testée à l’aide d’une cible de résolution SilverFast (USAF 1951). Cela peut sembler un peu faible par rapport à la résolution officielle d’un scanner à plat avec une résolution spécifiée de 4800 dpi. Mais lors du test d’images de la même cible prises avec un scanner Epson XL en utilisant la résolution de 4800 dpi, les images résultantes ont montré une résolution réelle de 1825 dpi uniquement (Figure 6). La haute résolution des images permet une vue claire des cellules individuelles et pour cela, une définition claire des limites de l’anneau capturées dans les images (Figure 7). Si la surface des carottes ou des disques utilisés est bien préparée, il n’est pas nécessaire de revenir à l’échantillon d’origine pour vérifier à nouveau la structure. Après avoir assemblé les images individuelles, les images de base résultantes peuvent être analysées à l’aide du logiciel d’analyse préféré. Le système de capture d’images permet également de prendre des images à partir de micro-sections jusqu’à une longueur de 40 cm en utilisant la lumière transmise. Cette caractéristique est intéressante, par exemple, pour les applications dendrogéomorphologiques afin d’identifier le début de la réaction du bois ou d’autres caractéristiques spécifiques dans des micro-sections de carottes d’arbres entiers (figure 8). Figure 1 : Images numérisées de l’usine de Larix decudia. Cernes d’arbres numérisées à différentes résolutions à l’aide d’un scanner à plat. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 2 : Vue schématique du support GSC. (A) L’ouverture aux deux extrémités du support permet de relier deux supports avec une petite perche pour fixer des noyaux plus longs. Les flèches vertes indiquent la direction de la pression lorsque le support est fixé dans le microtome central. Gauche : Les flèches blanches indiquent les ouvertures qui permettent la circulation de l’air ou du liquide (pour l’encastrement). À droite : le support GSC avec un noyau enfoncé. (B) La direction de la fibre du noyau doit être droite. (C) La ligne blanche indique la surface de coupe du noyau. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 3 : Boîte de transport pour stocker et transporter le support GSC avec les noyaux sur le terrain. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 4 : Cadres de stockage dans lesquels placer les supports GSC pour le stockage final dans une archive. Les cadres peuvent être empilés pour gagner de la place. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 5 : Le système de capture d’images développé au WSL. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 6 : Comparaison de la résolution d’image entre un scanner à plat et le système de capture d’images. (A) SilverFast resolution-target (USAF 1951). (B) Image numérisée à l’aide d’un scanner à plat d’une résolution spécifiée de 4800 ppp (interpolée) et agrandissements de section respectifs ci-dessous. (C) Image prise avec le système de capture d’images et agrandissements des sections respectives ci-dessous. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 7 : Image composite d’un noyau d’accroissement de l’usine Larix decidua (image du haut) et agrandissements des sections respectives ci-dessous. Des images uniques du composite ont été prises avec le système de capture d’images. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 8 : Image composite d’une micro-section d’un noyau d’accroissement entier (Larix decidua Mill.) et agrandissement de section correspondant. Des images uniques du composite ont été prises par le système de capture d’images (lumière transmise). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

L’inclusion de l’anatomie du bois dans les études dendroécologiques a largement ouvert ces études à de nouvelles analyses approfondies des conditions environnementales passées 28,29,30. Ces nouvelles techniques ont également intensifié les efforts d’analyse, c’est-à-dire le temps de laboratoire nécessaire pour générer les données d’intérêt. Il y a eu de nombreuses tentatives pour optimiser le travail de laboratoire et réduire le temps nécessaire en laboratoire en ce qui concerne les techniques anatomiques du bois 9,12,13,15,30. Mais presque aucun effort n’a été fait pour faciliter la procédure courante de manipulation, de préparation et de stockage des carottes prélevées pour ces études.

L’impression 3D offre de nouvelles possibilités à cet égard9. Le nouveau porte-mandrin imprimé en 3D est la première tentative de simplifier l’ensemble de cette procédure, en la rendant moins chronophage et, pour cela, plus efficace.

Alors que les noyaux stockés dans des pailles en plastique31,32 ou des récipients comparables doivent être retirés pour éviter que des champignons ne se développent à l’extérieur (et bientôt aussi à l’intérieur) du noyau, les noyaux fixés dans les supports GSC peuvent rester tels quels. À ce stade, c’est comparable à les stocker dans des pailles en papier33.

L’avantage devient évident dès l’ensemble de la procédure consistant à (i) retirer les noyaux de la paille (ou d’un autre récipient), (ii) les coller sur des supports en bois ou les fixer sur d’autres objets comme supports de câbles, et (iii) le processus éventuellement sujet aux erreurs de transfert du code respectif utilisé pour chaque noyau, car il s’agissait presque d’une norme depuis des décennies maintenant34, devient inutile.

La structure ouverte du support GSC permet de stocker les noyaux sans risque d’infestation fongique, comme ce serait le cas lorsqu’ils sont stockés dans un récipient en plastique. Comme décrit ci-dessus, le support permet également un enrobage dans la paraffine pour stabiliser la structure. Néanmoins, cet enrobage « simple » n’est pas comparable aux procédés d’enrobage courants utilisant des cassettes pour enrober l’échantillon dans un bloc de paraffine comme c’est le cas pour les micro-carottes35. La technique simple est assez comparable à l’application d’amidon de maïs lors de la coupe de micro-sections36. Cela stabilisera mieux les cellules et les empêchera de se casser pendant la procédure de coupe, mais cela prend plus de temps que le simple ajout d’amidon de maïs. Cette forme d’encastrement ne stabilisera pas l’ensemble du noyau comme s’il était encastré dans un bloc. Si le noyau est cassé, les sections se briseront également. Comme le support GSC s’insère dans le microtome37, la préparation de la surface pour le processus de numérisation ultérieur ne prend que quelques minutes.

Pour le processus de numérisation des cernes des arbres, l’application de scanners à plat, fréquemment utilisés pour les mesures de l’intensité du bleu38,39, n’a pas été satisfaisante en ce qui concerne les vues plus détaillées de la structure des anneaux en raison de la qualité plutôt faible des images résultantes. Bien que les limites des anneaux communs (larges) de conifères soient visibles sur ces images, des anneaux étroits, voire des fluctuations de densité, étaient presque impossibles à identifier.

Bien qu’il existe de nouvelles tentatives fascinantes de numérisation des cernes d’arbres en haute résolution, comme les rayons X CT40, l’utilisation d’appareils photo numériques à haute résolution reste le moyen le plus efficace et le plus rentable de produire des images de haute qualité pour des mesures ultérieures.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs souhaitent remercier le professeur Jussi Grießinger d’avoir soutenu l’idée de créer le nouveau titulaire.

Materials

Core-microtome WSL https://www.wsl.ch/en/services-produkte/microtomes/ Microtome to cut micro sections from increment cores
Epson Expression 10000XL  EPSON https://epson.com/Support/Scanners/Expression-Series/Epson-Expression-10000XL—Graphic-Arts/s/SPT_E10000XL-GA flatbed scanner
GSC holder WSL in-house 3D printed mount to fix cores for transport, preparation, analyses, and storage
Skippy image capturing system WSL https://www.wsl.ch/en/services-produkte/skippy/)  Image capturing system developed at WSL equiped with a 61 MP camera (Sony Alpha 7R IV and Sony FE 90mm f/2.8 Macro lens)
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Gärtner, H., Schneider, L., Cherubini, P. A New Workflow for Sampling and Digitizing Increment Cores . J. Vis. Exp. (211), e67098, doi:10.3791/67098 (2024).
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