JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
русский

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

Высококачественная судорожная активность из острых срезов головного мозга с использованием комплементарной системы микроэлектродных матриц высокой плотности металл-оксид-полупроводник

Published: September 27, 2024
doi:
10.3791/67065
, , , , , , , ,
1Department of Cell Biology and Physiology,Brigham Young University, 2Neuroscience Center,Brigham Young University, 3Department of Statistics,Brigham Young University, 4Department of Biology,Brigham Young University, 5Department of Physics and Astronomy,Brigham Young University

Summary

В этой статье мы описываем протокол использования комплементарных систем микроэлектродных матриц высокой плотности (CMOS-HD-MEAs) для регистрации судорожной активности из срезов мозга ex vivo .

Abstract

Комплементарные системы микроэлектродной матрицы высокой плотности металл-оксид-полупроводник (CMOS-HD-MEA) могут регистрировать нейрофизиологическую активность клеточных культур и срезов мозга ex vivo с беспрецедентной электрофизиологической детализацией. КМОП-HD-MEA сначала были оптимизированы для регистрации высококачественной активности нейронных единиц из клеточных культур, но также было показано, что они производят качественные данные из острых срезов сетчатки и мозжечка. Исследователи недавно использовали CMOS-HD-MEA для регистрации локальных полевых потенциалов (LFP) из острых корковых срезов мозга грызунов. Одним из LFP, представляющим интерес, является судорожная активность. В то время как многие пользователи производят кратковременные, спонтанные эпилептиформные разряды с помощью CMOS-HD-MEA, лишь немногие пользователи надежно демонстрируют качественную судорожную активность. Многие факторы могут способствовать этой трудности, в том числе электрический шум, непостоянный характер создания судорожной активности при использовании погружных записывающих камер и ограничение, заключающееся в том, что 2D CMOS-MEA чипы записывают только с поверхности среза мозга. Методы, описанные в этом протоколе, должны позволить пользователям последовательно индуцировать и регистрировать высококачественную судорожную активность из острых срезов мозга с помощью системы CMOS-HD-MEA. Кроме того, в этом протоколе описывается надлежащее обращение с чипами CMOS-HD-MEA, управление растворами и срезами мозга во время экспериментов, а также техническое обслуживание оборудования.

Introduction

Коммерчески доступные системы микроэлектродных матриц высокой плотности (HD-MEA), которые включают в себя чип MEA с тысячами точек записи 1,2 и платформу MEA для усиления и оцифровки данных, являются новым инструментом для электрофизиологических исследований. В этих системах HD-MEA используется комплементарная технология металл-оксид-полупроводник (CMOS) для записи электрофизиологических данных с высокой чувствительностью от клеточных культур и препаратов среза мозга ex vivo. Эти системы MEA обеспечивают беспрецедентное пространственное и временное разрешение нейрофизиологических исследований благодаря высокой плотности электродов и качественному соотношению сигнал/шум3. Эта технология в основном используется для изучения потенциалов внеклеточного действия, но она также может захватывать высококачественные потенциалы локального поля (LFP) из различных препаратов нейронных срезов мозга 4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15 . Благодаря вышеупомянутой возможности записи с высоким разрешением систем CMOS-HD-MEA, пользователи могут отслеживать электрофизиологическую активность с большой пространственной точностью16,17,18. Эта возможность особенно актуальна для отслеживания шаблонов распространения сетевых LFP 5,12,15,19,20,21. Таким образом, системы CMOS-HD-MEA могут обеспечить беспрецедентное понимание закономерностей распространения физиологической и патологической активности из различных клеточных культур и препаратов срезов мозга. Следует особо отметить, что эти возможности систем CMOS-HD-MEA могут позволить исследователям сопоставлять паттерны припадков в разных областях мозга одновременно и анализировать, как различные противоэпилептические соединения влияют на эти паттерны. Таким образом, он предоставляет инновационный метод для изучения иктогенеза и распространения иктала, а также для понимания того, как фармакология нарушает патологическую сетевую активность 7,10,14. Таким образом, эти новые возможности систем CMOS-HD-MEA могут внести значительный вклад в исследование неврологических расстройств, а также помочь в исследованиях по разработке лекарств 5,7,11,22. Мы стремимся предоставить подробную информацию об использовании систем CMOS-HD-MEA для изучения судорожной активности.

При использовании систем CMOS-HD-MEA для изучения LFP, таких как эпилептиформная активность в острых срезах мозга, пользователи могут столкнуться со многими проблемами, включая изнурительный электрический шум, сохранение среза здоровым во время экспериментов и обнаружение качественного сигнала от двумерного (2D) чипа CMOS-MEA, который записывает только с поверхности среза мозга. В этом протоколе описываются основные шаги по правильному заземлению платформы MEA и другого оборудования, используемого в экспериментах, что является важным этапом, который может потребовать индивидуальной настройки для каждой лабораторной установки. Кроме того, мы обсуждаем шаги, которые помогут сохранить срез мозга здоровым во время длительных записей в погружных камерах, используемых с системами CMOS-HD-MEA 23,24,25. Кроме того, в отличие от более распространенных электрофизиологических методов записи, которые записывают из глубины среза мозга, большинство систем CMOS-HD-MEA используют 2D-чипы, которые не проникают в срез. Таким образом, эти системы нуждаются в здоровом внешнем слое нейронов для производства большинства записанных сигналов LFP. Другие проблемы включают в себя визуализацию огромного количества данных, генерируемых тысячами электродов. Чтобы преодолеть эти проблемы, мы рекомендуем простой, но эффективный протокол, который увеличивает вероятность достижения высококачественной сетевой эпилептиформной активности, распространяющейся по всему срезу мозга. Мы также включаем краткое описание общедоступного графического пользовательского интерфейса (GUI), который мы разработали вместе с соответствующими ресурсами для помощи в визуализации данных10.

В предыдущих публикациях были представлены соответствующие протоколы для использования систем регистрации MEA 26,27,28,29. Тем не менее, эта работа направлена на помощь экспериментаторам, использующим системы CMOS-HD-MEA с 2D-чипами, особенно тем, кто стремится изучить высококачественную эпилептиформную активность из срезов мозга. Кроме того, мы сравниваем две наиболее распространенные манипуляции с растворами для индукции судорожной активности, а именно парадигмы 0 мг2+ и 4-AP, чтобы помочь пользователям определить наиболее подходящие конвульсивные среды для их конкретного применения. Хотя протокол ориентирован в первую очередь на генерацию судорожной активности, он может быть модифицирован для изучения других электрофизиологических явлений с использованием срезов мозга.

Protocol

Процедуры с участием мышей были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) в Университете имени Бригама Янга. Самцы и самки (n = 8) мышей C57BL/6 в возрасте не менее P21 использовались в следующих экспериментах. <p class="jove_content biglegend" fo:kee…

Representative Results

Как это обычно бывает при визуализации активности из многих каналов 1,4,5,10, мы считаем целесообразным сначала построить растровый график данных, полученных с помощью CMOS-HD-MEA (рис. 4A,C,E)….

Discussion

Этот протокол включает в себя конкретные рекомендации, связанные с лечением острого среза мозга, которые решают общие проблемы, с которыми сталкиваются пользователи CMOS-HD-MEA, а именно развитие шума под срезом мозга и поддержание здоровой среды для среза мозга. Развитие…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы благодарят бывших и нынешних сотрудников лаборатории Пэрриша за их правки в этой рукописи. Мы также хотели бы поблагодарить Алессандро Маччоне из 3Brain за его отзыв об этой работе. Эта работа была профинансирована премией AES/EF Junior Investigator Award и колледжами естественных наук и физико-математических наук Университета имени Бригама Янга.

Materials

2D Workbench Cloudray LM04CLLD26B
4-Aminopyridine Sigma-Aldrich 275875
Accura Chip 3Brain Accura HD-MEA CMOS-HD-MEA chip
Agarose Thermo Fisher Scientific BP160-100
Vibration isolation table Kinetic Systems 91010124
Beaker for the slice holding chamber, 270 mL VWR 10754-772
BioCam 3Brain BioCAM DupleX CMOS-HD-MEA platform
Brainwave Software 3Brain Version 4 CMOS-HD-MEA software
Calcium Chloride Thermo Fisher Scientific BP510-500
Carbogen Airgas X02OX95C2003102
Carbogen Airgas 12005
Carbogen Stones Supelco 59277
Compresstome Precissionary VF-300-0Z
Computer Dell Precission3650
Crocodile Clip Grounding Cables JWQIDI B06WGZG17W
Detergent Metrex 10-4100-0000
D-Glucose Macron Fine Chemicals 4912-12
Dihydrogen Sodium Phosphate Thermo Fisher Scientific BP329-500
DinoCam Dino-Lite AM73915MZTL
Ethanol Thermo Fisher Scientific A407P-4
Forceps Fine Science Tools 11980-13
Hot plate Thermo Fisher Scientific SP88857200
Ice Machine Hoshizaki F801MWH
Inflow and outflow needles Jensen Global JG 18-3.0X
Inline Solution Heater Warner Instruments SH-27B
Isofluorine Dechra 08PB-STE22002-0122
Kim Wipes Thermo Fisher Scientific 06-666
Magnesium Chloride Thermo Fisher Scientific FLM33500
Micropipets Gilson F144069
Mili-Q Water Filter Mili-Q ZR0Q008WW
Paintbrush Daler Rowney AF85 Round: 0
Paper Filter Whatman EW-06648-24
Parafilm American National Can PM996
Perfusion System Multi Channel System PPS2
Pipetor Thermo Fisher Scientific FB14955202
Platinum Harp 3Brain 3Brain
Potassium Chloride Thermo Fisher Scientific P330-3
Razor blade Personna BP9020
Scale Metter Toledo AB204
Scissors Solingen 92008
Slice Holding Chamber Custom Custom Custom 3D Printer Design, available upon request
Sodium Bicarbonate Macron Fine Chemicals 7412-06
Sodium Chloride Thermo Fisher Scientific S271-3
Temperature Control Box Warner Instruments TC344B
Transfer Pipettes Genesee Scientific 30-200
Tubing Tygon B-44-3 TPE
Vibratome VZ-300 Precissionary VF-00-VM-NC
Weigh Boat Electron Microscopy Sciences 70040
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Obien, M. E. J., Frey, U. Large-scale, high-resolution microelectrode arrays for interrogation of neurons and networks. Adv Neurobiol. 22, 83-123 (2019).
  2. Schroter, M., et al. Functional imaging of brain organoids using high-density microelectrode arrays. MRS Bull. 47 (6), 530-544 (2022).
  3. Miccoli, B., et al. High-density electrical recording and impedance imaging with a multi-modal CMOS multi-electrode array chip. Front Neurosci. 13, 641 (2019).
  4. Emery, B. A., Hu, X., Khanzada, S., Kempermann, G., Amin, H. High-resolution CMOS-based biosensor for assessing hippocampal circuit dynamics in experience-dependent plasticity. Biosens Bioelectron. 237, 115471 (2023).
  5. Ferrea, E., et al. high-resolution electrophysiological imaging of field potentials in brain slices with microelectronic multielectrode arrays. Front Neural Circuits. 6, 80 (2012).
  6. Gagliano, G., et al. Non-linear frequency dependence of neurovascular coupling in the cerebellar cortex implies vasodilation-vasoconstriction competition. Cells. 11 (6), 1047 (2022).
  7. Goodchild, S. J., et al. Molecular pharmacology of selective Na(V)1.6 and dual Na(V)1.6/Na(V)1.2 channel inhibitors that suppress excitatory neuronal activity ex vivo. ACS Chem Neurosci. 15 (6), 1169-1184 (2024).
  8. Hu, X., Khanzada, S., Klutsch, D., Calegari, F., Amin, H. Implementation of biohybrid olfactory bulb on a high-density CMOS-chip to reveal large-scale spatiotemporal circuit information. Biosens Bioelectron. 198, 113834 (2022).
  9. Kim, S., et al. Alteration of neural network and hippocampal slice activation through exosomes derived from 5XFAD nasal lavage fluid. Int J Mol Sci. 24 (18), 14064 (2023).
  10. Mahadevan, A., Codadu, N. K., Parrish, R. R. Xenon LFP analysis platform is a novel graphical user interface for analysis of local field potential from large-scale MEA recordings. Front Neurosci. 16, 904931 (2022).
  11. Medrihan, L., Ferrea, E., Greco, B., Baldelli, P., Benfenati, F. Asynchronous GABA release is a key determinant of tonic inhibition and controls neuronal excitability: A study in the synapsin II-/- mouse. Cereb Cortex. 25 (10), 3356-3368 (2015).
  12. Monteverdi, A., Di Domenico, D., D’Angelo, E., Mapelli, L. Anisotropy and frequency dependence of signal propagation in the cerebellar circuit revealed by high-density multielectrode array recordings. Biomedicines. 11 (5), 1475 (2023).
  13. Obien, M. E. J., Hierlemann, A., Frey, U. Accurate signal-source localization in brain slices by means of high-density microelectrode arrays. Sci Rep. 9 (1), 788 (2019).
  14. Thouta, S., et al. Pharmacological determination of the fractional block of Nav channels required to impair neuronal excitability and ex vivo seizures. Front Cell Neurosci. 16, 964691 (2022).
  15. Tognolina, M., Monteverdi, A., D’Angelo, E. Discovering microcircuit secrets with multi-spot imaging and electrophysiological recordings: The example of cerebellar network dynamics. Front Cell Neurosci. 16, 805670 (2022).
  16. Hierlemann, A., Frey, U., Hafizovic, S., Heer, F. Growing cells atop microelectronic chips: Interfacing electrogenic cells in vitro with CMOS-based microelectrode arrays. Proceedings of the IEEE. 99 (2), 252-284 (2011).
  17. Maccione, A., et al. Experimental investigation on spontaneously active hippocampal cultures recorded by means of high-density MEAs: Analysis of the spatial resolution effects. Front Neuroeng. 3, 4 (2010).
  18. van Vliet, E., et al. Electrophysiological recording of re-aggregating brain cell cultures on multi-electrode arrays to detect acute neurotoxic effects. Neurotoxicology. 28 (6), 1136-1146 (2007).
  19. Emery, B. A., et al. Large-scale multimodal recordings on a high-density neurochip: Olfactory bulb and hippocampal networks. Annu Int Conf IEEE Eng Med Biol Soc. 2022, 3111-3114 (2022).
  20. Veleanu, M., et al. Modified climbing fiber/Purkinje cell synaptic connectivity in the cerebellum of the neonatal phencyclidine model of schizophrenia. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (21), e2122544119 (2022).
  21. Giansante, G., et al. Neuronal network activity and connectivity are impaired in a conditional knockout mouse model with PCDH19 mosaic expression. Mol Psychiatry. , (2023).
  22. Dossi, E., Blauwblomme, T., Nabbout, R., Huberfeld, G., Rouach, N. Multi-electrode array recordings of human epileptic postoperative cortical tissue. J Vis Exp. (92), e51870 (2014).
  23. Hajos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. Eur J Neurosci. 29 (2), 319-327 (2009).
  24. Hill, M. R., Greenfield, S. A. The membrane chamber: a new type of in vitro recording chamber. J Neurosci Methods. 195 (1), 15-23 (2011).
  25. Raimondo, J. V., et al. Methodological standards for in vitro models of epilepsy and epileptic seizures. A TASK1-WG4 report of the AES/ILAE Translational Task Force of the ILAE. Epilepsia. 58 (Suppl 4), 40-52 (2017).
  26. Hales, C. M., Rolston, J. D., Potter, S. M. How to culture, record and stimulate neuronal networks on micro-electrode arrays (MEAs). J Vis Exp. (39), 2056 (2010).
  27. Lin, C. H., Lee, J. K., LaBarge, M. A. Fabrication and use of microenvironment microarrays (MEArrays). J Vis Exp. (68), 4152 (2012).
  28. Panuccio, G., Colombi, I., Chiappalone, M. Recording and modulation of epileptiform activity in rodent brain slices coupled to microelectrode arrays. J Vis Exp. 135, 57548 (2018).
  29. Patel, C., Muthuswamy, J. High efficiency, site-specific transfection of adherent cells with siRNA using microelectrode arrays (MEA). J Vis Exp. 67, e4415 (2012).
  30. Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G. Acute brain slice methods for adult and aging animals: application of targeted patch clamp analysis and optogenetics. Methods Mol Biol. 1183, 221-242 (2014).
  31. Papouin, T., Haydon, P. G. Obtaining acute brain slices. Bio Protoc. 8 (2), e2699 (2018).
  32. Ting, J. T., et al. Preparation of acute brain slices using an optimized N-Methyl-D-glucamine protective recovery method. J Vis Exp. 132, 53825 (2018).
  33. Van Hoeymissen, E., Philippaert, K., Vennekens, R., Vriens, J., Held, K. Horizontal hippocampal slices of the mouse brain. J Vis Exp. (163), 61753 (2020).
  34. . 3Brain Available from: https://www.3brain.com/ (2022)
  35. Bridges, D. C., Tovar, K. R., Wu, B., Hansma, P. K., Kosik, K. S. MEA Viewer: A high-performance interactive application for visualizing electrophysiological data. PLoS One. 13 (2), e0192477 (2018).
  36. Hawrylycz, M., et al. Inferring cortical function in the mouse visual system through large-scale systems neuroscience. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (27), 7337-7344 (2016).
  37. Maccione, A., et al. Microelectronics, bioinformatics and neurocomputation for massive neuronal recordings in brain circuits with large scale multielectrode array probes. Brain Res Bull. 119 (Pt B), 118-126 (2015).
  38. . 3Brain Available from: https://www.3brain.com/products/software/brainwave4 (2022)
  39. Mahadevan, A. . Xenon LFP Analysis. , (2022).
  40. Mahadevan, A. . xenon-lfp-analysis github. , (2022).
  41. Codadu, N. K., et al. Divergent paths to seizure-like events. Physiol Rep. 7 (19), e14226 (2019).
  42. Kirsch, G. E., Drewe, J. A. Gating-dependent mechanism of 4-aminopyridine block in two related potassium channels. J Gen Physiol. 102 (5), 797-816 (1993).
  43. Levesque, M., Salami, P., Behr, C., Avoli, M. Temporal lobe epileptiform activity following systemic administration of 4-aminopyridine in rats. Epilepsia. 54 (4), 596-604 (2013).
  44. Myers, T. L., Gonzalez, O. C., Stein, J. B., Bazhenov, M. Characterizing concentration-dependent neural dynamics of 4-Aminopyridine-induced epileptiform activity. Epilepsy J. 4 (2), 128 (2018).
  45. Perreault, P., Avoli, M. Physiology and pharmacology of epileptiform activity induced by 4-aminopyridine in rat hippocampal slices. J Neurophysiol. 65 (4), 771-785 (1991).
  46. Rutecki, P. A., Lebeda, F. J., Johnston, D. 4-Aminopyridine produces epileptiform activity in hippocampus and enhances synaptic excitation and inhibition. J Neurophysiol. 57 (6), 1911-1924 (1987).
  47. Chen, Y., Chad, J. E., Cannon, R. C., Wheal, H. V. Reduced Mg2+ blockade of synaptically activated N-methyl-D-aspartate receptor-channels in CA1 pyramidal neurons in kainic acid-lesioned rat hippocampus. Neuroscience. 88 (3), 727-739 (1999).
  48. Fujiwara-Tsukamoto, Y., Isomura, Y., Takada, M. Comparable GABAergic mechanisms of hippocampal seizure-like activity in posttetanic and low-Mg2+ conditions. J Neurophysiol. 95 (3), 2013-2019 (2006).
  49. Swartzwelder, H. S., Anderson, W. W., Wilson, W. A. Mechanism of electrographic seizure generation in the hippocampal slice in Mg2+-free medium: the role of GABAa inhibition. Epilepsy Res. 2 (4), 239-245 (1988).
  50. Trevelyan, A. J., Graham, R. T., Parrish, R. R., Codadu, N. K. Synergistic positive feedback mechanisms underlying seizure initiation. Epilepsy Curr. 23 (1), 38-43 (2023).
  51. Croning, M. D., Haddad, G. G. Comparison of brain slice chamber designs for investigations of oxygen deprivation in vitro. J Neurosci Methods. 81 (1-2), 103-111 (1998).
  52. Hajos, N., Mody, I. Establishing a physiological environment for visualized in vitro brain slice recordings by increasing oxygen supply and modifying aCSF content. J Neurosci Methods. 183 (2), 107-113 (2009).
  53. Huang, Y., Williams, J. C., Johnson, S. M. Brain slice on a chip: opportunities and challenges of applying microfluidic technology to intact tissues. Lab Chip. 12 (12), 2103-2117 (2012).
  54. Andrew, R. D., et al. The critical role of spreading depolarizations in early brain injury: Consensus and contention. Neurocrit Care. 37 (Suppl 1), 83-101 (2022).
  55. Devonshire, I. M., Dommett, E. J., Grandy, T. H., Halliday, A. C., Greenfield, S. A. Environmental enrichment differentially modifies specific components of sensory-evoked activity in rat barrel cortex as revealed by simultaneous electrophysiological recordings and optical imaging in vivo. Neuroscience. 170 (2), 662-669 (2010).
  56. Parrish, R. R., Codadu, N. K., Mackenzie-Gray Scott, C., Trevelyan, A. J. Feedforward inhibition ahead of ictal wavefronts is provided by both parvalbumin- and somatostatin-expressing interneurons. J Physiol. 597 (8), 2297-2314 (2019).
  57. Wang, H., Jing, M., Li, Y. Lighting up the brain: genetically encoded fluorescent sensors for imaging neurotransmitters and neuromodulators. Curr Opin Neurobiol. 50, 171-178 (2018).
  58. Yaksi, E., Jamali, A., Diaz Verdugo, C., Jurisch-Yaksi, N. Past, present and future of zebrafish in epilepsy research. FEBS J. 288 (24), 7243-7255 (2021).
  59. He, M. F., et al. Ex vivo calcium imaging for drosophila model of epilepsy. J Vis Exp. 200, 65825 (2023).
  60. Driscoll, N., et al. Multimodal in vivo recording using transparent graphene microelectrodes illuminates spatiotemporal seizure dynamics at the microscale. Commun Biol. 4 (1), 136 (2021).
  61. Parrish, R. R., Grady, J., Codadu, N. K., Trevelyan, A. J., Racca, C. Simultaneous profiling of activity patterns in multiple neuronal subclasses. J Neurosci Methods. 303, 16-29 (2018).
  62. Valderhaug, V. D., et al. Criticality as a measure of developing proteinopathy in engineered human neural networks. bioRxiv. , (2020).
  63. Carleo, G., Lee, Y. -. S., Secondo, A., Miceli, F., Taglialatela, M. Multi-electrode array (MEASs) to investigate pathogenetic disease mechanisms and pharmacological properties in iPSC-derived neurons modelling neuropsychiatric diseases. , 667-672 (2022).
  64. Ruz, I. D., Schultz, S. R. Localising and classifying neurons from high density MEA recordings. J Neurosci Methods. 233, 115-128 (2014).
  65. Franke, F., Natora, M., Boucsein, C., Munk, M. H. J., Obermayer, K. An online spike detection and spike classification algorithm capable of instantaneous resolution of overlapping spikes. J Comput Neurosci. 29 (1-2), 127-148 (2010).
  66. Vollgraf, R., Obermayer, K. Improved optimal linear filters for the discrimination of multichannel waveform templates for spike-sorting applications. IEEE Signal Processing Letters. 13 (3), 121-124 (2006).
  67. Muller, J., et al. High-resolution CMOS MEA platform to study neurons at subcellular, cellular, and network levels. Lab Chip. 15 (13), 2767-2780 (2015).
  68. Mapelli, L., et al. implementation, and functional validation of a new generation of microneedle 3D high-density CMOS multi-electrode array for brain tissue and spheroids. bioRxiv. , (2022).
  69. Reddy, D. S., Kuruba, R. Experimental models of status epilepticus and neuronal injury for evaluation of therapeutic interventions. Int J Mol Sci. 14 (9), 18284-18318 (2013).
  70. Parrish, R. R., Trevelyan, A. J. Stress-testing the brain to understand its breaking points. J Physiol. 596 (11), 2033-2034 (2018).

Tags

Neuroscienceneuroscienceelectrophysiologysubmerged chamberex vivohippocampusneocortex4-aminopyridine0 magnesiumrodent brain sliceslocal field potentialictalHD-MEA

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Blotter, M. L., Stubbs, I. W., Norby, J. H., Holmes, M., Kearsley, B., Given, A., Hine, K., Shepherd, M. R., Parrish, R. R. High-Quality Seizure-Like Activity from Acute Brain Slices Using a Complementary Metal-Oxide-Semiconductor High-Density Microelectrode Array System. J. Vis. Exp. (211), e67065, doi:10.3791/67065 (2024).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image