Summary

Attività simile a una crisi epilettica di alta qualità da fette cerebrali acute utilizzando un sistema di array di microelettrodi ad alta densità a semiconduttore di ossido di metallo complementare

Published: September 27, 2024
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Summary

Qui, descriviamo un protocollo per l’utilizzo di sistemi di array di microelettrodi ad alta densità di semiconduttori a ossido di metallo complementare (CMOS-HD-MEAs) per registrare l’attività simile a un sequestro da fette di cervello ex vivo .

Abstract

I sistemi di array di microelettrodi ad alta densità (CMOS-HD-MEA) complementari a base di metallo-ossido-semiconduttore possono registrare l’attività neurofisiologica da colture cellulari e fette di cervello ex vivo con un dettaglio elettrofisiologico senza precedenti. I CMOS-HD-MEA sono stati inizialmente ottimizzati per registrare l’attività delle unità neuronali di alta qualità da colture cellulari, ma hanno anche dimostrato di produrre dati di qualità da sezioni acute di retina e cerebellari. I ricercatori hanno recentemente utilizzato CMOS-HD-MEA per registrare i potenziali di campo locale (LFP) da fette di cervello di roditori corticali acuti. Un LFP di interesse è l’attività simile alle convulsioni. Mentre molti utenti hanno prodotto scariche epilettiformi brevi e spontanee utilizzando CMOS-HD-MEA, pochi utenti producono in modo affidabile un’attività simile a una crisi epilettica. Molti fattori possono contribuire a questa difficoltà, tra cui il rumore elettrico, la natura incoerente della produzione di attività simile a una crisi epilettica quando si utilizzano camere di registrazione sommerse e la limitazione che i chip CMOS-MEA 2D registrano solo dalla superficie della fetta cerebrale. Le tecniche descritte in questo protocollo dovrebbero consentire agli utenti di indurre e registrare costantemente un’attività simile a una crisi epilettica di alta qualità da fette cerebrali acute con un sistema CMOS-HD-MEA. Inoltre, questo protocollo delinea il corretto trattamento dei chip CMOS-HD-MEA, la gestione delle soluzioni e delle fette di cervello durante la sperimentazione e la manutenzione delle apparecchiature.

Introduction

I sistemi HD-MEA (High-Density Microelectrode Array) disponibili in commercio, che includono un chip MEA con migliaia di punti di registrazione 1,2 e una piattaforma MEA per amplificare e digitalizzare i dati, sono uno strumento emergente per la ricerca elettrofisiologica. Questi sistemi HD-MEA utilizzano la tecnologia CMOS (Complementary Metal-Oxide-Semiconductor) per registrare dati elettrofisiologici con elevata sensibilità da colture cellulari e preparazioni di fette di cervello ex vivo. Questi sistemi MEA offrono una risoluzione spaziale e temporale senza precedenti alla ricerca neurofisiologica grazie all’elevata densità di elettrodi e ai rapporti segnale/rumoredi qualità 3. Questa tecnologia è stata utilizzata principalmente per studiare i potenziali d’azione extracellulari, ma può anche catturare potenziali di campo locale (LFP) di alta qualità da varie preparazioni di fette di cervello neuronale 4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15 . Grazie alla già citata capacità di registrazione ad alta risoluzione dei sistemi CMOS-HD-MEA, gli utenti possono monitorare l’attività elettrofisiologica con grande precisione spaziale 16,17,18. Questa capacità è particolarmente rilevante per il monitoraggio dei modelli di propagazione delle LFP di rete 5,12,15,19,20,21. Pertanto, i sistemi CMOS-HD-MEA possono fornire una comprensione senza precedenti dei modelli di propagazione dell’attività fisiologica e patologica da varie colture cellulari e preparazioni di fette di cervello. Di particolare rilievo, queste capacità dei sistemi CMOS-HD-MEA possono consentire ai ricercatori di contrastare i modelli di crisi epilettiche di diverse regioni del cervello contemporaneamente e di valutare come vari composti antiepilettici influenzano questi modelli. In questo modo, fornisce un metodo innovativo per studiare l’ictogenesi e la propagazione ictale e per comprendere come la farmacologia interrompe l’attività patologica della rete 7,10,14. Pertanto, queste nuove capacità dei sistemi CMOS-HD-MEA possono contribuire in modo significativo alla ricerca sui disturbi neurologici, oltre ad aiutare nella ricerca sulla scoperta di farmaci 5,7,11,22. Il nostro obiettivo è fornire dettagli sull’utilizzo dei sistemi CMOS-HD-MEA per studiare l’attività convulsiva.

Quando si utilizzano i sistemi CMOS-HD-MEA per studiare gli LFP, come l’attività epilettiforme nelle fette cerebrali acute, gli utenti possono affrontare molte sfide, tra cui il rumore elettrico debilitante, il mantenimento della salute della fetta durante la sperimentazione e il rilevamento di un segnale di qualità da un chip CMOS-MEA bidimensionale (2D) che registra solo dalla superficie della fetta cerebrale. Questo protocollo descrive i passaggi di base per la corretta messa a terra della piattaforma MEA e di altre apparecchiature utilizzate nella sperimentazione, un passaggio cruciale che può richiedere una personalizzazione individuale per ogni configurazione di laboratorio. Inoltre, discutiamo i passaggi per aiutare a mantenere sana la fetta di cervello durante lunghe registrazioni nelle camere sommerse utilizzate con i sistemi CMOS-HD-MEA 23,24,25. Inoltre, a differenza dei metodi di registrazione elettrofisiologica più comuni, che registrano dalle profondità della fetta cerebrale, la maggior parte dei sistemi CMOS-HD-MEA utilizza chip 2D che non penetrano nella fetta. Pertanto, questi sistemi richiedono uno strato esterno neuronale sano per produrre la maggior parte dei segnali LFP registrati. Altre sfide includono la visualizzazione dell’enorme quantità di dati generati da migliaia di elettrodi. Per superare queste sfide, raccomandiamo un protocollo semplice ma efficace che aumenti la probabilità di ottenere un’attività epilettiforme di rete di alta qualità che si propaga attraverso la fetta di cervello. Includiamo anche una breve descrizione di un’interfaccia utente grafica (GUI) disponibile al pubblico che abbiamo sviluppato con le risorse associate per facilitare la visualizzazione dei dati10.

Pubblicazioni precedenti hanno fornito protocolli correlati per l’uso dei sistemi di registrazione MEA 26,27,28,29. Tuttavia, questo lavoro mira ad assistere gli sperimentatori che utilizzano sistemi CMOS-HD-MEA con chip 2D, in particolare quelli che cercano di studiare l’attività epilettiforme di alta qualità da fette di cervello. Inoltre, confrontiamo due delle più comuni manipolazioni della soluzione per l’induzione di attività convulsive, vale a dire i paradigmi 0 Mg2+ e 4-AP, per aiutare gli utenti a identificare i mezzi convulsivanti più appropriati per la loro specifica applicazione. Sebbene il protocollo sia focalizzato principalmente sulla generazione di attività simile alle convulsioni, può essere modificato per esplorare altri fenomeni elettrofisiologici utilizzando fette di cervello.

Protocol

Le procedure che coinvolgono i topi sono state approvate dall’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) della Brigham Young University. Negli esperimenti successivi sono stati utilizzati topi maschi e femmine (n = 8) C57BL/6 di età almeno pari a P21. Figura 1: Figura schematica della sp…

Representative Results

Come è standard quando si visualizza l’attività da molti canali 1,4,5,10, troviamo vantaggioso generare prima un grafico raster dei dati che acquisiamo con il CMOS-HD-MEA (Figura 4A,C,E). Questo grafico può creare una vista a volo d’uccello dell’attività in tutti i canali di registrazione in ci…

Discussion

Questo protocollo include linee guida specifiche relative alla gestione acuta della fetta cerebrale che affrontano i problemi comuni affrontati dagli utenti di CMOS-HD-MEA, vale a dire lo sviluppo di rumore sotto la fetta cerebrale e il mantenimento di un ambiente sano per la fetta cerebrale. Lo sviluppo di rumore sotto la fetta si verifica quando la fetta non aderisce correttamente all’array; Se la fetta di cervello non aderisce adeguatamente, possono formarsi sacche d’aria sotto la fet…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori ringraziano gli ex e gli attuali membri del Parrish lab per le loro modifiche a questo manoscritto. Ringraziamo anche Alessandro Maccione di 3Brain per il suo feedback su questo lavoro. Questo lavoro è stato finanziato da un AES/EF Junior Investigator Award e dal Brigham Young University Colleges of Life Sciences e of Physical and Mathematical Sciences.

Materials

2D Workbench Cloudray LM04CLLD26B
4-Aminopyridine Sigma-Aldrich 275875
Accura Chip 3Brain Accura HD-MEA CMOS-HD-MEA chip
Agarose Thermo Fisher Scientific BP160-100
Vibration isolation table Kinetic Systems 91010124
Beaker for the slice holding chamber, 270 mL VWR 10754-772
BioCam 3Brain BioCAM DupleX CMOS-HD-MEA platform
Brainwave Software 3Brain Version 4 CMOS-HD-MEA software
Calcium Chloride Thermo Fisher Scientific BP510-500
Carbogen Airgas X02OX95C2003102
Carbogen Airgas 12005
Carbogen Stones Supelco 59277
Compresstome Precissionary VF-300-0Z
Computer Dell Precission3650
Crocodile Clip Grounding Cables JWQIDI B06WGZG17W
Detergent Metrex 10-4100-0000
D-Glucose Macron Fine Chemicals 4912-12
Dihydrogen Sodium Phosphate Thermo Fisher Scientific BP329-500
DinoCam Dino-Lite AM73915MZTL
Ethanol Thermo Fisher Scientific A407P-4
Forceps Fine Science Tools 11980-13
Hot plate Thermo Fisher Scientific SP88857200
Ice Machine Hoshizaki F801MWH
Inflow and outflow needles Jensen Global JG 18-3.0X
Inline Solution Heater Warner Instruments SH-27B
Isofluorine Dechra 08PB-STE22002-0122
Kim Wipes Thermo Fisher Scientific 06-666
Magnesium Chloride Thermo Fisher Scientific FLM33500
Micropipets Gilson F144069
Mili-Q Water Filter Mili-Q ZR0Q008WW
Paintbrush Daler Rowney AF85 Round: 0
Paper Filter Whatman EW-06648-24
Parafilm American National Can PM996
Perfusion System Multi Channel System PPS2
Pipetor Thermo Fisher Scientific FB14955202
Platinum Harp 3Brain 3Brain
Potassium Chloride Thermo Fisher Scientific P330-3
Razor blade Personna BP9020
Scale Metter Toledo AB204
Scissors Solingen 92008
Slice Holding Chamber Custom Custom Custom 3D Printer Design, available upon request
Sodium Bicarbonate Macron Fine Chemicals 7412-06
Sodium Chloride Thermo Fisher Scientific S271-3
Temperature Control Box Warner Instruments TC344B
Transfer Pipettes Genesee Scientific 30-200
Tubing Tygon B-44-3 TPE
Vibratome VZ-300 Precissionary VF-00-VM-NC
Weigh Boat Electron Microscopy Sciences 70040

References

  1. Obien, M. E. J., Frey, U. Large-scale, high-resolution microelectrode arrays for interrogation of neurons and networks. Adv Neurobiol. 22, 83-123 (2019).
  2. Schroter, M., et al. Functional imaging of brain organoids using high-density microelectrode arrays. MRS Bull. 47 (6), 530-544 (2022).
  3. Miccoli, B., et al. High-density electrical recording and impedance imaging with a multi-modal CMOS multi-electrode array chip. Front Neurosci. 13, 641 (2019).
  4. Emery, B. A., Hu, X., Khanzada, S., Kempermann, G., Amin, H. High-resolution CMOS-based biosensor for assessing hippocampal circuit dynamics in experience-dependent plasticity. Biosens Bioelectron. 237, 115471 (2023).
  5. Ferrea, E., et al. high-resolution electrophysiological imaging of field potentials in brain slices with microelectronic multielectrode arrays. Front Neural Circuits. 6, 80 (2012).
  6. Gagliano, G., et al. Non-linear frequency dependence of neurovascular coupling in the cerebellar cortex implies vasodilation-vasoconstriction competition. Cells. 11 (6), 1047 (2022).
  7. Goodchild, S. J., et al. Molecular pharmacology of selective Na(V)1.6 and dual Na(V)1.6/Na(V)1.2 channel inhibitors that suppress excitatory neuronal activity ex vivo. ACS Chem Neurosci. 15 (6), 1169-1184 (2024).
  8. Hu, X., Khanzada, S., Klutsch, D., Calegari, F., Amin, H. Implementation of biohybrid olfactory bulb on a high-density CMOS-chip to reveal large-scale spatiotemporal circuit information. Biosens Bioelectron. 198, 113834 (2022).
  9. Kim, S., et al. Alteration of neural network and hippocampal slice activation through exosomes derived from 5XFAD nasal lavage fluid. Int J Mol Sci. 24 (18), 14064 (2023).
  10. Mahadevan, A., Codadu, N. K., Parrish, R. R. Xenon LFP analysis platform is a novel graphical user interface for analysis of local field potential from large-scale MEA recordings. Front Neurosci. 16, 904931 (2022).
  11. Medrihan, L., Ferrea, E., Greco, B., Baldelli, P., Benfenati, F. Asynchronous GABA release is a key determinant of tonic inhibition and controls neuronal excitability: A study in the synapsin II-/- mouse. Cereb Cortex. 25 (10), 3356-3368 (2015).
  12. Monteverdi, A., Di Domenico, D., D’Angelo, E., Mapelli, L. Anisotropy and frequency dependence of signal propagation in the cerebellar circuit revealed by high-density multielectrode array recordings. Biomedicines. 11 (5), 1475 (2023).
  13. Obien, M. E. J., Hierlemann, A., Frey, U. Accurate signal-source localization in brain slices by means of high-density microelectrode arrays. Sci Rep. 9 (1), 788 (2019).
  14. Thouta, S., et al. Pharmacological determination of the fractional block of Nav channels required to impair neuronal excitability and ex vivo seizures. Front Cell Neurosci. 16, 964691 (2022).
  15. Tognolina, M., Monteverdi, A., D’Angelo, E. Discovering microcircuit secrets with multi-spot imaging and electrophysiological recordings: The example of cerebellar network dynamics. Front Cell Neurosci. 16, 805670 (2022).
  16. Hierlemann, A., Frey, U., Hafizovic, S., Heer, F. Growing cells atop microelectronic chips: Interfacing electrogenic cells in vitro with CMOS-based microelectrode arrays. Proceedings of the IEEE. 99 (2), 252-284 (2011).
  17. Maccione, A., et al. Experimental investigation on spontaneously active hippocampal cultures recorded by means of high-density MEAs: Analysis of the spatial resolution effects. Front Neuroeng. 3, 4 (2010).
  18. van Vliet, E., et al. Electrophysiological recording of re-aggregating brain cell cultures on multi-electrode arrays to detect acute neurotoxic effects. Neurotoxicology. 28 (6), 1136-1146 (2007).
  19. Emery, B. A., et al. Large-scale multimodal recordings on a high-density neurochip: Olfactory bulb and hippocampal networks. Annu Int Conf IEEE Eng Med Biol Soc. 2022, 3111-3114 (2022).
  20. Veleanu, M., et al. Modified climbing fiber/Purkinje cell synaptic connectivity in the cerebellum of the neonatal phencyclidine model of schizophrenia. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (21), e2122544119 (2022).
  21. Giansante, G., et al. Neuronal network activity and connectivity are impaired in a conditional knockout mouse model with PCDH19 mosaic expression. Mol Psychiatry. , (2023).
  22. Dossi, E., Blauwblomme, T., Nabbout, R., Huberfeld, G., Rouach, N. Multi-electrode array recordings of human epileptic postoperative cortical tissue. J Vis Exp. (92), e51870 (2014).
  23. Hajos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. Eur J Neurosci. 29 (2), 319-327 (2009).
  24. Hill, M. R., Greenfield, S. A. The membrane chamber: a new type of in vitro recording chamber. J Neurosci Methods. 195 (1), 15-23 (2011).
  25. Raimondo, J. V., et al. Methodological standards for in vitro models of epilepsy and epileptic seizures. A TASK1-WG4 report of the AES/ILAE Translational Task Force of the ILAE. Epilepsia. 58 (Suppl 4), 40-52 (2017).
  26. Hales, C. M., Rolston, J. D., Potter, S. M. How to culture, record and stimulate neuronal networks on micro-electrode arrays (MEAs). J Vis Exp. (39), 2056 (2010).
  27. Lin, C. H., Lee, J. K., LaBarge, M. A. Fabrication and use of microenvironment microarrays (MEArrays). J Vis Exp. (68), 4152 (2012).
  28. Panuccio, G., Colombi, I., Chiappalone, M. Recording and modulation of epileptiform activity in rodent brain slices coupled to microelectrode arrays. J Vis Exp. 135, 57548 (2018).
  29. Patel, C., Muthuswamy, J. High efficiency, site-specific transfection of adherent cells with siRNA using microelectrode arrays (MEA). J Vis Exp. 67, e4415 (2012).
  30. Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G. Acute brain slice methods for adult and aging animals: application of targeted patch clamp analysis and optogenetics. Methods Mol Biol. 1183, 221-242 (2014).
  31. Papouin, T., Haydon, P. G. Obtaining acute brain slices. Bio Protoc. 8 (2), e2699 (2018).
  32. Ting, J. T., et al. Preparation of acute brain slices using an optimized N-Methyl-D-glucamine protective recovery method. J Vis Exp. 132, 53825 (2018).
  33. Van Hoeymissen, E., Philippaert, K., Vennekens, R., Vriens, J., Held, K. Horizontal hippocampal slices of the mouse brain. J Vis Exp. (163), 61753 (2020).
  34. . 3Brain Available from: https://www.3brain.com/ (2022)
  35. Bridges, D. C., Tovar, K. R., Wu, B., Hansma, P. K., Kosik, K. S. MEA Viewer: A high-performance interactive application for visualizing electrophysiological data. PLoS One. 13 (2), e0192477 (2018).
  36. Hawrylycz, M., et al. Inferring cortical function in the mouse visual system through large-scale systems neuroscience. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (27), 7337-7344 (2016).
  37. Maccione, A., et al. Microelectronics, bioinformatics and neurocomputation for massive neuronal recordings in brain circuits with large scale multielectrode array probes. Brain Res Bull. 119 (Pt B), 118-126 (2015).
  38. . 3Brain Available from: https://www.3brain.com/products/software/brainwave4 (2022)
  39. Mahadevan, A. . Xenon LFP Analysis. , (2022).
  40. Mahadevan, A. . xenon-lfp-analysis github. , (2022).
  41. Codadu, N. K., et al. Divergent paths to seizure-like events. Physiol Rep. 7 (19), e14226 (2019).
  42. Kirsch, G. E., Drewe, J. A. Gating-dependent mechanism of 4-aminopyridine block in two related potassium channels. J Gen Physiol. 102 (5), 797-816 (1993).
  43. Levesque, M., Salami, P., Behr, C., Avoli, M. Temporal lobe epileptiform activity following systemic administration of 4-aminopyridine in rats. Epilepsia. 54 (4), 596-604 (2013).
  44. Myers, T. L., Gonzalez, O. C., Stein, J. B., Bazhenov, M. Characterizing concentration-dependent neural dynamics of 4-Aminopyridine-induced epileptiform activity. Epilepsy J. 4 (2), 128 (2018).
  45. Perreault, P., Avoli, M. Physiology and pharmacology of epileptiform activity induced by 4-aminopyridine in rat hippocampal slices. J Neurophysiol. 65 (4), 771-785 (1991).
  46. Rutecki, P. A., Lebeda, F. J., Johnston, D. 4-Aminopyridine produces epileptiform activity in hippocampus and enhances synaptic excitation and inhibition. J Neurophysiol. 57 (6), 1911-1924 (1987).
  47. Chen, Y., Chad, J. E., Cannon, R. C., Wheal, H. V. Reduced Mg2+ blockade of synaptically activated N-methyl-D-aspartate receptor-channels in CA1 pyramidal neurons in kainic acid-lesioned rat hippocampus. Neuroscience. 88 (3), 727-739 (1999).
  48. Fujiwara-Tsukamoto, Y., Isomura, Y., Takada, M. Comparable GABAergic mechanisms of hippocampal seizure-like activity in posttetanic and low-Mg2+ conditions. J Neurophysiol. 95 (3), 2013-2019 (2006).
  49. Swartzwelder, H. S., Anderson, W. W., Wilson, W. A. Mechanism of electrographic seizure generation in the hippocampal slice in Mg2+-free medium: the role of GABAa inhibition. Epilepsy Res. 2 (4), 239-245 (1988).
  50. Trevelyan, A. J., Graham, R. T., Parrish, R. R., Codadu, N. K. Synergistic positive feedback mechanisms underlying seizure initiation. Epilepsy Curr. 23 (1), 38-43 (2023).
  51. Croning, M. D., Haddad, G. G. Comparison of brain slice chamber designs for investigations of oxygen deprivation in vitro. J Neurosci Methods. 81 (1-2), 103-111 (1998).
  52. Hajos, N., Mody, I. Establishing a physiological environment for visualized in vitro brain slice recordings by increasing oxygen supply and modifying aCSF content. J Neurosci Methods. 183 (2), 107-113 (2009).
  53. Huang, Y., Williams, J. C., Johnson, S. M. Brain slice on a chip: opportunities and challenges of applying microfluidic technology to intact tissues. Lab Chip. 12 (12), 2103-2117 (2012).
  54. Andrew, R. D., et al. The critical role of spreading depolarizations in early brain injury: Consensus and contention. Neurocrit Care. 37 (Suppl 1), 83-101 (2022).
  55. Devonshire, I. M., Dommett, E. J., Grandy, T. H., Halliday, A. C., Greenfield, S. A. Environmental enrichment differentially modifies specific components of sensory-evoked activity in rat barrel cortex as revealed by simultaneous electrophysiological recordings and optical imaging in vivo. Neuroscience. 170 (2), 662-669 (2010).
  56. Parrish, R. R., Codadu, N. K., Mackenzie-Gray Scott, C., Trevelyan, A. J. Feedforward inhibition ahead of ictal wavefronts is provided by both parvalbumin- and somatostatin-expressing interneurons. J Physiol. 597 (8), 2297-2314 (2019).
  57. Wang, H., Jing, M., Li, Y. Lighting up the brain: genetically encoded fluorescent sensors for imaging neurotransmitters and neuromodulators. Curr Opin Neurobiol. 50, 171-178 (2018).
  58. Yaksi, E., Jamali, A., Diaz Verdugo, C., Jurisch-Yaksi, N. Past, present and future of zebrafish in epilepsy research. FEBS J. 288 (24), 7243-7255 (2021).
  59. He, M. F., et al. Ex vivo calcium imaging for drosophila model of epilepsy. J Vis Exp. 200, 65825 (2023).
  60. Driscoll, N., et al. Multimodal in vivo recording using transparent graphene microelectrodes illuminates spatiotemporal seizure dynamics at the microscale. Commun Biol. 4 (1), 136 (2021).
  61. Parrish, R. R., Grady, J., Codadu, N. K., Trevelyan, A. J., Racca, C. Simultaneous profiling of activity patterns in multiple neuronal subclasses. J Neurosci Methods. 303, 16-29 (2018).
  62. Valderhaug, V. D., et al. Criticality as a measure of developing proteinopathy in engineered human neural networks. bioRxiv. , (2020).
  63. Carleo, G., Lee, Y. -. S., Secondo, A., Miceli, F., Taglialatela, M. Multi-electrode array (MEASs) to investigate pathogenetic disease mechanisms and pharmacological properties in iPSC-derived neurons modelling neuropsychiatric diseases. , 667-672 (2022).
  64. Ruz, I. D., Schultz, S. R. Localising and classifying neurons from high density MEA recordings. J Neurosci Methods. 233, 115-128 (2014).
  65. Franke, F., Natora, M., Boucsein, C., Munk, M. H. J., Obermayer, K. An online spike detection and spike classification algorithm capable of instantaneous resolution of overlapping spikes. J Comput Neurosci. 29 (1-2), 127-148 (2010).
  66. Vollgraf, R., Obermayer, K. Improved optimal linear filters for the discrimination of multichannel waveform templates for spike-sorting applications. IEEE Signal Processing Letters. 13 (3), 121-124 (2006).
  67. Muller, J., et al. High-resolution CMOS MEA platform to study neurons at subcellular, cellular, and network levels. Lab Chip. 15 (13), 2767-2780 (2015).
  68. Mapelli, L., et al. implementation, and functional validation of a new generation of microneedle 3D high-density CMOS multi-electrode array for brain tissue and spheroids. bioRxiv. , (2022).
  69. Reddy, D. S., Kuruba, R. Experimental models of status epilepticus and neuronal injury for evaluation of therapeutic interventions. Int J Mol Sci. 14 (9), 18284-18318 (2013).
  70. Parrish, R. R., Trevelyan, A. J. Stress-testing the brain to understand its breaking points. J Physiol. 596 (11), 2033-2034 (2018).

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Blotter, M. L., Stubbs, I. W., Norby, J. H., Holmes, M., Kearsley, B., Given, A., Hine, K., Shepherd, M. R., Parrish, R. R. High-Quality Seizure-Like Activity from Acute Brain Slices Using a Complementary Metal-Oxide-Semiconductor High-Density Microelectrode Array System. J. Vis. Exp. (211), e67065, doi:10.3791/67065 (2024).

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