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Bioengineering

Modèle chirurgical pour des tubes urothéliales à ingénierie tissulaire unique chez les miniporcs

Published: July 05, 2024
doi:
10.3791/66936
, , , , , ,
1Division of Pediatric Surgery, Department of Surgery and Transplantation,Copenhagen University Hospital – Rigshospitalet, 2Laboratory of Tissue Engineering, Department of Clinical Medicine,University of Copenhagen, 3Laboratory of Tissue Engineering, Department of Women’s and Children’s Health,Karolinska Institutet, 4Department of Experimental Medicine,University of Copenhagen

Summary

Les implants issus de l’ingénierie tissulaire pour la chirurgie reconstructive dépassent rarement les essais précliniques en raison de la culture ex vivo laborieuse, qui comprend des composants d’échafaudage complexes et coûteux. Ici, nous présentons une procédure en une seule étape conçue pour la dérivation urinaire avec un échafaudage tubulaire accessible à base de collagène contenant des microgreffes autologues.

Abstract

Les chirurgies reconstructives sont souvent mises à l’épreuve par un manque de tissu de greffe. Dans le traitement des malformations urogénitales, la solution conventionnelle a été de prélever du tissu gastro-intestinal pour une reconstruction non orthotopique en raison de son abondance à rétablir une fonction normale chez le patient. Les résultats cliniques après réorganisation des tissus natifs dans le corps sont souvent associés à une morbidité significative ; Ainsi, l’ingénierie tissulaire présente un potentiel spécifique dans ce domaine de la chirurgie. Malgré des progrès substantiels, les échafaudages issus de l’ingénierie tissulaire n’ont pas encore été établis comme une alternative de traitement chirurgical valable, principalement en raison des exigences coûteuses et complexes en matière de matériaux, de production et d’implantation. Dans ce protocole, nous présentons un échafaudage tubulaire simple et accessible à base de collagène intégré avec des particules de tissus autologues spécifiques à un organe, conçu comme un conduit pour la dérivation urinaire. L’échafaudage est construit lors de l’intervention chirurgicale primaire, comprend des matériaux chirurgicaux couramment disponibles et nécessite des compétences chirurgicales conventionnelles. Deuxièmement, le protocole décrit un modèle animal conçu pour évaluer les résultats in vivo à court terme après l’implantation, avec la possibilité de variations supplémentaires de la procédure. Cette publication vise à démontrer la procédure étape par étape, avec une attention particulière à l’utilisation de tissu autologue et d’une forme tubulaire.

Introduction

Dans les malformations urogénitales, une chirurgie reconstructive peut être nécessaire pour restaurer l’anatomie fonctionnelle, souvent sur une indication vitale 1,2. Les approches chirurgicales conventionnelles ont utilisé des tissus natifs d’autres systèmes d’organes (tels que le tractus gastro-intestinal) pour reconstruire les organes malformés ou manquants ; Cependant, souvent avec le risque de complications postopératoires graves 3,4. Dans le cas d’une dérivation urinaire chez les patients atteints d’un dysfonctionnement neurogène de la vessie nécessitant un cathétérisme à long terme, l’appendice ou des segments de l’intestin grêle redimensionnés sont souvent utilisés pour construire un conduit urinaire 5,6. L’ingénierie tissulaire offre une alternative de greffe de tissu qui peut être adaptée pour répondre aux caractéristiques spécifiques d’un organe, minimisant ainsi la morbidité postopératoire pour les patients 7,8. Alors que des échafaudages de différents types peuvent être implantés seuls, il a été démontré que la cellularisation d’échafaudage supplémentaire, de préférence avec des cellules autologues, améliore les résultats régénératifs après l’implantation 9,10,11,12,13,14. Néanmoins, les échafaudages issus de l’ingénierie tissulaire sont souvent composés de composants complexes et coûteux, et deuxièmement, les exigences pour la culture cellulaire ex vivo et l’ensemencement d’échafaudages sont laborieuses et gourmandes en ressources. Ces facteurs ont entravé la traduction clinique des échafaudages issus de l’ingénierie tissulaire malgré plusieurs décennies de recherche dans ce domaine. En réduisant la complexité ainsi que les exigences monétaires et matérielles, les échafaudages issus de l’ingénierie tissulaire pourraient être mis en œuvre dans la chirurgie moderne à grande échelle, en s’attaquant à la fois aux procédures rares et plus courantes.

Le collagène a déjà été établi comme une plate-forme viable pour l’expansion cellulaire et, en outre, agit comme un bio-adhésif favorable lors de la fixation de cellules ou de tissus sur un échafaudage pour l’implantation chirurgicale 15,16,17. La microgreffe autologue périopératoire contourne la nécessité d’une culture cellulaire ex vivo en prélevant le tissu d’intérêt lors de la procédure primaire et en le réimplantant directement. En hachant le tissu réséqué en particules plus petites, la surface et le potentiel de croissance sont augmentés, ce qui permet un taux de dilatation plus important sur l’échafaudage18. L’échafaudage à base de collagène n’adhère pas spécifiquement aux reconstructions urogénitales, mais peut théoriquement s’appliquer à plusieurs zones de reconstruction d’organes creux.

Dans ce manuscrit, nous présentons à la fois un protocole pour la construction d’un échafaudage tubulaire, combinant du collagène avec des microgreffes urothéliales autologues intégrées, et un modèle mini-porc évaluant la faisabilité technique et la sécurité, ainsi que les performances régénératives, de l’échafaudage in vivo. Le modèle a été évalué chez 10 miniporcs femelles adultes à l’aide du protocole et de la méthode présentés ici. Le principal avantage de l’échafaudage est la simplicité de la construction et l’implantation en une seule étape, épargnant au patient plusieurs interventions chirurgicales ultérieures. La procédure peut être effectuée dans des contextes chirurgicaux conventionnels par du personnel chirurgical régulier et nécessite un équipement et des matériaux standard. Le modèle animal permet un environnement contrôlé pour l’étude de l’implantation pendant que l’animal retrouve facilement un comportement normal, avec la possibilité supplémentaire de mettre en œuvre des variations de l’échafaudage et de la procédure.

Protocol

Cette expérience a été réalisée dans un centre expérimental accrédité AAALAC conformément à la législation européenne sur l’utilisation en laboratoire de sujets animaux et après autorisation éthique accordée par le ministère danois de l’Alimentation et de l’Agriculture (Réf. n° 2022-15-0201-01206). 1. Intervention chirurgicale Préparation des animauxJeûnez un mini-cochon de Göttingen adulte femelle pendant au moins 12 h avant l’opération. Préparez la table d’opération avec tous les ustensiles stériles comme décrit ci-dessous. Dans le cas d’un porc miniature adulte de taille standard, mettre l’animal sous sédatif par injection intramusculaire avec 1,0 à 1,4 mL/10 kg avec une solution de 125 mg de zolazépam et 125 mg de tilétamine en suspension dans 1,25 mL de kétamine (100 mg/mL), 6,25 mL de xylazine (20 mg/mL), 1,25 mL de méthadone (10 mg/mL) et 2 mL de butorphanol (10 mg/mL) (ci-après appelé mélange sédatif). Effectuer une intubation endotrachéale guidée visuellement. Confirmer l’anesthésie par les signes vitaux et les tests du réflexe oculaire et interdigital. Appliquez la pommade ophtalmique bilatéralement. Installez des cathéters veineux bilatéraux et maintenez l’anesthésie avec du propofol (10-15 mg/kg/h) et du fentanyl (5-15 mg/kg/h). Insérez une sonde urinaire de 8 Fr et remplissez la vessie avec 250 ml de solution saline isotonique physiologiquement tempérée à l’aide d’une seringue Luer Lock de taille appropriée. Placez le porc en position couchée, puis rasez et frottez l’abdomen. Après deux autres cycles de nettoyage de la peau avec de l’éthanol à 70 %, encadrez le champ opératoire avec un drapé stérile. Prélèvement de tissus et implantation d’échafaudages chirurgicauxEffectuez une laparotomie standard de la ligne médiane inférieure avec un scalpel et un cautérisation, divisant la peau, le muscle et le péritoine, et tirez la vessie intrapéritonéale vers la plaie. Effectuez une hémostase prophylactique sur la paroi antérieure de la vessie et excisez un segment de paroi complète de 2 cm2 , en laissant une ouverture proximale de 1 cm2 tout en fermant la paroi restante de la vessie avec une suture de course tressée rapidement résorbable. Disséquez soigneusement la couche muqueuse de l’échantillon réséqué et hachez un échantillon de muqueuse de 2 cm2 en microgreffes de 1 mm2 pour l’enrobage d’un échafaudage (décrit ci-dessous dans la section 2). Une fois l’échafaudage terminé, anastomose la construction tubulaire jusqu’à l’ouverture restante sur la paroi antérieure de la vessie à l’aide d’une suture monofilament à résorbabilité lente. Utilisez un lambeau péritonéal du ligament pubovéical pour réparer l’échafaudage tubulaire et placez un bouchon de lavement colique antégrade (ACE) intraluminal 14 Fr dans l’échafaudage tubulaire. Lissez l’extrémité distale du conduit avec une suture monofilament 4-0 à résorbable lente pour empêcher l’urine de s’échapper, et injectez un total de 250 ml de solution saline stérile avec des seringues via le cathéter vésical pour confirmer la perméabilité anastomotique. Disséquez brutalement un canal transfascial latéralement jusqu’à la ligne médiane, de 2 à 3 cm caudalement jusqu’à la glande mammaire caudale du côté droit, et placez le conduit dans une poche sous-cutanée. Fixez le conduit distal avec deux sutures monofilaments transcutanées non résorbables pour marquer l’emplacement au niveau de la peau. Fermez le fascia musculaire antérieur du muscle abdominal avec une suture de course monofilament à résorbable lente, adaptez l’endoderme avec une suture de course tressée à résorbable rapidement et fermez la peau avec une suture de course monofilament non résorbable. Après avoir arrêté l’anesthésie, extubez l’animal et observez-le dans les étables jusqu’à ce qu’il soit complètement ambulatoire et capable de boire et de manger en toute sécurité. 2. Construction d’échafaudages Préparation de l’échafaudage compositeAvant l’intervention chirurgicale (maximum 2 h), préparer une solution liquide de collagène de queue de rat de type I comme décrit précédemment17. En bref, ajoutez 4:1 de milieu essentiel minimum (MEM) 10x à la solution de collagène et approximez le pH à 7,4 avec 1 M de NaOH, et enfin ajoutez 1x MEM, en visant une concentration finale de collagène de 1,64 mg / mL. Conservez la solution dans un flacon stérile sur de la glace jusqu’à nouvel ordre. Après la résection et le hachage du tissu chirurgical, placez manuellement les particules de la muqueuse (c’est-à-dire les microgreffes) sur un treillis biodégradable ajusté de 2 cm x 6 cm avec un taux d’expansion de 1:6 (par exemple, un tissu muqueux de 2 cm2 est dilaté en un maillage de 12 cm2 ) à l’aide d’une pince. Préparez un moule rectangulaire stérile en acier de 1 cm x 3 cm x 6 cm (hauteur x largeur x longueur) sur une plaque d’acier stérile et placez le treillis dans le moule en acier avec les microgreffes vers le haut. Versez doucement 20 ml de la solution de collagène dans le moule, en veillant à ne pas rincer les microgreffes du filet. Transférez l’ensemble de la construction dans une chambre de chauffe stérile à 38 °C et laissez-le se solidifier pendant cinq minutes. Après une solidification suffisante, glissez l’hydrogel sur un treillis en nylon reposant sur une plaque d’acier perforée et retirez délicatement le moule. Expulsez l’eau de l’hydrogel en plaçant un treillis en nylon puis une plaque d’acier sur le gel, puis comprimez passivement avec un poids de 120 g (dans ce cas, l’équivalent du moule en acier utilisé pour l’enrobage) placé sur la plaque d’acier pendant 5 min. Après la compression, enroulez l’échafaudage aplati autour d’un stent biodégradable, les microgreffes faisant face au stent, mesurant 5 cm x 0,6 cm (longueur x diamètre intérieur), et suturez l’échafaudage en place longitudinalement avec une suture de course monofilament à résorbable lente. Le conduit terminé est maintenant prêt pour l’implantation chirurgicale. 3. Prise en charge postopératoire Analgésie et antibioprophylaxieAdministrer de la buprénorphine (0,05-0,1 mg/kg/8 h par voie intraveineuse) pendant les 3 premiers jours, du méloxicam (0,4 mg/kg/jour par voie intramusculaire ou orale) pendant les 4 premiers jours, du triméthoprime (2,7 mg/kg/jour par voie intramusculaire ou 4,2 mg/kg/jour par voie orale) et de la sulfadoxine (13,3 mg/kg/jour par voie intramusculaire ou 20,8 mg/kg/jour par voie orale) pendant les 5 premiers jours. Administrer les injections intramusculaires en postopératoire pendant que l’animal est encore anesthésié. Isolez les animaux pour éviter de grignoter les cathéters veineux externes et le matériel de suture. Fournissez un contact visuel avec les mini-porcs voisins à travers des fenêtres en plexiglas et la possibilité d’un contact du museau entre les enclos. Fournissez quotidiennement de la paille et du foin frais, ainsi que des jouets et de l’eau à volonté et de la nourriture deux fois par jour. Surveillez quotidiennement le comportement naturel, les habitudes alimentaires, la production d’urine et de selles, et évaluez le poids corporel chaque semaine. À la fin de la période d’observation (6 semaines), endormir les animaux avec une injection intramusculaire de 1 à 1,4 mL/10 kg de mélange sédatif et terminer l’animal avec une injection létale de pentobarbital (100 mg/kg par voie intraveineuse). 4. Évaluations post-mortem Anatomie généraleAprès l’élimination, disséquez le conduit distal au niveau de la peau et retirez le bouchon ACE. Fermez l’urètre à l’aide d’une pince en plastique et injectez 250 ml d’une solution de contraste 1:20 d’iohexol dans une solution saline isotonique par l’ouverture distale du conduit à l’aide d’un cathéter. Évaluez l’animal à l’aide d’un scanner de tomodensitométrie à 64 coupes. Visualisez des images à l’aide de la reconstruction multiplanaire et analysez toutes les images à l’aide d’un logiciel de traitement d’images médicales. Effectuez un examen endoscopique de la vessie et du conduit lumineux à l’aide d’un cystoscope flexible de 16,2 Fr via l’urètre natif. Réséquez le conduit en bloc tout en évaluant soigneusement tout signe anatomique macroscopique. De plus, réséquez les biopsies de la vessie sur toute la paroi avec une marge de 2 cm jusqu’à l’anastomose du conduit et procédez de la même manière pour les valeurs de référence. Traitement histologiqueFixez l’échantillon excisé dans du formol à 10 % pendant 24 h. Divisez le conduit orthogonalement à l’aide d’un scalpel en sections séparées de taille égale de segments proximal, médial et distal. Déshydratez les échantillons avec des concentrations croissantes d’éthanol et intégrez-les dans de la paraffine avant la section du microtome. Coupes de 5 μm avec de l’hématoxyline et de l’éosine (H&E) et de la pancytokératine CK-AE et balayage avec un scanner de lames d’histologie numérique.

Representative Results

Dans cette étude, l’expansion du tissu urothélial in vivo est réalisée dans un échafaudage tubulaire à base de collagène. En intégrant l’échafaudage avec des particules de tissu autologues, récoltées et traitées en périopératoire, la procédure permet l’implantation d’un échafaudage en une seule étape sans qu’il soit nécessaire de recourir à un traitement immunosuppresseur concomitant en postopératoire. La manipulation chirurgicale est rendue possible par le renforcement de l’échafaudage à l’aide d’un treillis et d’un stent biodégradables (Figure 1). Après 6 semaines d’observation, l’évaluation macroscopique des tissus n’a révélé aucun signe de rejet ou d’infection de l’hôte, et l’échafaudage tubulaire est perméable et non obstrué (Figure 2). D’après les évaluations histologiques, un épithélium luminal stratifié d’origine urothéliale est visible couvrant l’intégralité de l’échafaudage, et des restes de biomatériaux de renforcement sont encore visibles après 6 semaines (Figure 3). Figure 1 : Construction et implantation d’un échafaudage. Le tissu de la vessie est disséqué en périopératoire (en haut à gauche). Les microgreffes de muqueuse hachée sont dilatées sur un treillis chirurgical (en haut au milieu) et noyées dans du collagène solidifié (en haut à droite). Le collagène a été comprimé pour expulser l’eau et un stent est préparé (en bas à gauche). L’échafaudage est tubulaire autour de l’endoprothèse et un bouchon ACE est placé à l’intérieur de l’endoprothèse (en bas au milieu). La vessie est partiellement fermée et la construction est finalement incorporée dans la vessie au site d’origine de l’excision tissulaire (en bas à droite). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 2 : Évaluation macroscopique de l’échafaudage. Après 6 semaines, l’animal est euthanasié, et l’échafaudage (flèche) est disséqué au niveau de la peau (en haut à gauche). La vessie est remplie d’un produit de contraste (jaune) et une tomodensitométrie est effectuée pour évaluer la perméabilité du conduit (flèche) et les signes de formation d’un rétrécissement (en haut à droite). Une cystoscopie est réalisée via l’urètre pour évaluer la vessie et l’anastomose (flèche) après 6 semaines (en bas à gauche). La perméabilité du conduit est à nouveau testée en insérant un cathéter (flèche) par l’ouverture externe et dans la vessie (en bas à droite). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 3 : Évaluation microscopique d’un échafaudage. Le conduit réséqué est fixé et des coupes transversales orthogonales sont réalisées pour évaluer le conduit dans la direction proximale-distale. Après 6 semaines, la lumière du conduit (1) est évaluée pour confirmer l’épithélialisation (agrandie en haut). Des restes de l’endoprothèse biodégradable (2) et des matériaux en maille (fond agrandi) sont encore visibles à ce stade. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Ce protocole présente une technique simple et accessible pour les futures chirurgies reconstructives. Un inconvénient courant de l’ingénierie tissulaire, y compris l’expansion cellulaire autologues, est les étapes préliminaires coûteuses et substantielles requises avant l’implantation chirurgicale. La microgreffe autologue peut simplifier bon nombre de ces étapes et potentiellement permettre des procédures en une seule étape. En auto-transplantant des entités histologiques complexes, la signalisation paracrine pro-régénérative est induite18. Dans des études précédentes, nous avons constaté que les microgreffes seules sont vulnérables aux environnements physiques à moins d’être convenablement attachées à un échafaudage15,19. Le collagène a été étudié comme un environnement viable pour l’expansion tissulaire in vitro et a été choisi pour notre objectif en raison de sa biocompatibilité favorable et de sa disponibilité commerciale. L’échafaudage composite présenté ici a déjà été optimisé lors d’expériences in vitro évaluant les variations d’enrobage des microgreffes et les concentrations de collagène 20,21,22. Avant les tests in vivo, les propriétés de l’échafaudage concernant la perméabilité, la biomécanique et la dégradation ont été évaluées in vitro20. De plus, l’expansion tissulaire basée sur un échafaudage in vivo a déjà été validée dans des modèles de rongeurs et de lapins21,22.

Le modèle chirurgical a été choisi pour évaluer une version tubulaire de l’échafaudage, imitant le cadre clinique d’une dérivation urinaire pour un dysfonctionnement neurogène de la vessie chez des patients pédiatriques ou adolescents. Les étapes critiques comprennent la dissection exacte des microgreffes de muqueuse et le maintien d’un environnement humide depuis le moment de la résection jusqu’à l’enrobage de l’échafaudage. Une autre étape critique comprend une solidification appropriée de l’hydrogel ; Un pipetage minutieux du collagène garantit qu’il n’y a pas de bulles d’air dans le gel, et des réglages de température et des solutions de composants corrects garantissent que le gel se solidifie correctement. L’échec de l’obtention d’un gel solidifié augmentera le risque de délamination du collagène et de détachement de la microgreffe. Pour la partie chirurgicale, une manipulation soigneuse lors de l’implantation est cruciale pour éviter d’endommager les microgreffes en raison d’un traumatisme mécanique ou d’une dissociation. Avant de fermer l’abdomen, la perméabilité des fluides doit être soigneusement traitée en insufflant des liquides dans la vessie.

Les limites de la technique incluent l’épaisseur de l’échafaudage, qui a intuitivement des limites supérieures en ce qui concerne la diffusion des nutriments de l’environnement extérieur vers les microgreffes. D’autre part, une réduction de l’épaisseur de l’échafaudage peut entraîner une perméabilité inappropriée et des fuites d’urine. Notre composition actuelle est basée sur des évaluations in vitro précédentes, où la régénération cellulaire à différentes concentrations de collagène a été comparée20. La microgreffe de tissus autologues repose également sur du tissu greffé sain, ce qui rend la procédure actuelle inadaptée aux maladies malignes où le risque de retransplantation cancéreuse ne peut être correctement exclu23 ; Néanmoins, la technique actuelle a été conçue pour les cas d’incapacités de miction fonctionnelle où cela n’est pas considéré comme un risque. Bien que le modèle imite plusieurs étapes du cadre clinique (c’est-à-dire la procédure d’appendicœsicotomie), cette expérience n’utilise pas une stomie entièrement fonctionnelle pour la dérivation urinaire puisque le conduit est ligaturé distalement. De plus, comme les complications cliniques peuvent survenir tout au long de la vie, une période d’observation de 6 semaines peut fournir des connaissances limitées sur des résultats spécifiques sur les sténoses et la continence. Par conséquent, un suivi supplémentaire de 6 mois pourrait être ajouté à l’étude après l’anastomosation du conduit cicatrisé au niveau de la peau.

La perspective de cette technique est liée à la conception simple, permettant des applications universelles dans le cas où le biomatériau d’origine tissulaire et de soutien de la microgreffe est remplacé par d’autres alternatives pertinentes. Ces composants peuvent être modifiés pour s’adapter à des objectifs spécifiques à l’organe liés à la résistance de l’échafaudage, à l’élasticité et à la biodégradation. Enfin, les dépenses accessibles et peu coûteuses permettent une reproductibilité et une traduction élargie de la technique.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs tiennent à remercier le personnel du Département de médecine expérimentale (AEM) de l’Université de Copenhague pour son aide à la planification et à la réalisation de chirurgies et d’élevages d’animaux, ainsi qu’à ELLA-CS, s.r.o, Hradec Kralove, République tchèque, pour avoir fourni des endoprothèses biodégradables personnalisées utilisées dans l’étude. Le soutien financier a été fourni par la Société suédoise de recherche médicale, la Fondation Promobilia, la Fondation Rydbeck, la Fondation Samariten, la Fondation pour les soins de santé pédiatriques, la Fondation Frimurare Barnhuset à Stockholm et la Fondation Novo Nordisk (NNFSA170030576).

Materials

10x MEM Gibco, Thermo Fisher Scientific, Waltham, US 2517592 Collagen preparation
1x MEM Gibco, Thermo Fisher Scientific, Waltham, US 2508924 Collagen preparation
Ambu aScope 4 Cysto Ambu A/S, Ballerup, DK 1000682507 Cystoscope
Aquaflush ACE stopper Abena, Taastrup, DK ACE12/220501 ACE stopper
Borgal vet inj opl 200 + 40 mg/mL Ceva Animal Health A/S 510460 Sulfonamide/Trimethoprim
Bupaq multidose vet 0.3 mg/mL Salfarm Danmark A/S, DK 502763 Buprenorphin
Butomidor vet inj 10 mg/mL Salfarm Danmark A/S, DK 531943 Buthorphanol
Comfortan vet inj 10 mg/mL Dechra Veterinary Products A/S, DK 492312 Metadone
Ethilon suture 3-0 Ethicon, Johnson & Johnson, New Brunswick, US SGBCXV Monofilament non-resorbable
Fentanyl inj 50 µg/mL(hamel) Hameln Pharma ApS, DK 432520 Fentanyl
Ketador vet inj 100 mg/mL Salfarm Danmark A/S, DK 115727 Ketamine
Metacam inj 20 mg/mL t.cattle/pig/horse Boehringer Ingelheim Animal, DE 6443 Meloxcicam
Metacam oral suspension 15 mg/mL pigs Boehringer Ingelheim Animal, DE 482780 Meloxcicam
Omnipaque GF Healthcare, Oslo, NO 16173849 Contrast for CT
Pancytokeratin CK-AE DAKO Agilent, US GA053 Clone AE1/AE3
PDS suture 3-0 Ethicon, Johnson & Johnson, New Brunswick, US SEMMTQ Monofilament slow-resorbable
Prolene suture 4-0 Ethicon, Johnson & Johnson, New Brunswick, US PGH187 Monofilament non-resorbable
Propolipid t.inj/inf 10 mg/mL Fresenius Kabi, DK 21636 Propofol
Rat-tail collagen type I First Link Ltd, Wolverhampton, UK 60-30-810 2.06 mg/mL protein in 0.6% acetic acid
Suprim vet  20 + 100 mg (Solution for use in drinking water) Dechra Veterinary Products A/S, DK 33661 Sulfonamide/Trimethoprim
SX-ELLA Degradable Biliary DV stent ELLA-CS, Trebes, CZ S23000056-01 ø 6 mm x 60 mm
Vicryl mesh Ethicon, Johnson & Johnson, New Brunswick, US VM1208 Mesh
Vicryl suture 4-0 Ethicon, Johnson & Johnson, New Brunswick, US SMBDGDR0 Braided fast-resorbable
Xysol vet inj 20 mg/mL ScanVet Animal Health A/S, DK 54899 Xylazine
Zoletil 50 vet plv/sol t.inj 25 + 25 mg/mL Virbac Danmark A/S, DK 568527 Tiletamine and Zolazepam
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References

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Juul, N., Willacy, O., Buch Kjeldgaard, A., Rootsi, D., Hammelev, K., Chamorro, C. I., Fossum, M. Surgical Model for Single-Staged Tissue-Engineered Urothelial Tubes in Minipigs. J. Vis. Exp. (209), e66936, doi:10.3791/66936 (2024).
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