In dieser Arbeit wird eine Pipeline für hochwertige Einzelzell- und Zellkernsuspensionen von gastrulierenden Mausembryonen für die Sequenzierung von Einzelzellen und Zellkernen etabliert.
In den letzten zehn Jahren haben sich Einzelzellansätze zum Goldstandard für die Untersuchung der Genexpressionsdynamik, der Zellheterogenität und des Zellzustands in Proben entwickelt. Vor der Weiterentwicklung von Einzelzellen war die Machbarkeit, die dynamische zelluläre Landschaft und schnelle Zellübergänge während der frühen Entwicklung zu erfassen, begrenzt. In dieser Arbeit wurde eine robuste Pipeline entwickelt, um Einzelzell- und Zellkernanalysen an Mausembryonen vom Embryonaltag E6,5 bis E8 durchzuführen, was dem Beginn und Abschluss der Gastrulation entspricht. Die Gastrulation ist ein grundlegender Prozess während der Entwicklung, bei dem die drei Keimblätter Mesoderm, Ektoderm und Endoderm etabliert werden, die für die Organogenese unerlässlich sind. Es gibt umfangreiche Literatur über Einzelzell-Omics, die auf perigastrulierende Wildtyp-Embryonen angewendet werden. Die Einzelzellanalyse mutierter Embryonen ist jedoch noch selten und oft auf FACS-sortierte Populationen beschränkt. Dies ist zum Teil auf die technischen Einschränkungen zurückzuführen, die mit der Notwendigkeit einer Genotypisierung, zeitlich begrenzten Schwangerschaften, der Anzahl der Embryonen mit den gewünschten Genotypen pro Schwangerschaft und der Anzahl der Zellen pro Embryo in diesen Stadien verbunden sind. Hier wird eine Methodik vorgestellt, die darauf ausgelegt ist, diese Einschränkungen zu überwinden. Diese Methode legt Zucht- und zeitlich begrenzte Trächtigkeitsrichtlinien fest, um eine höhere Chance auf synchronisierte Schwangerschaften mit den gewünschten Genotypen zu erreichen. Optimierungsschritte bei der Isolierung des Embryos in Verbindung mit einem Genotypisierungsprotokoll am selben Tag (3 Stunden) ermöglichen die Durchführung von Mikrotröpfchen-basierten Einzelzellen am selben Tag, wodurch die hohe Lebensfähigkeit der Zellen und robuste Ergebnisse gewährleistet werden. Diese Methode enthält auch Richtlinien für optimale Zellkernisolierungen aus Embryonen. Somit erhöhen diese Ansätze die Machbarkeit von Einzelzellansätzen von mutierten Embryonen im Gastrulationsstadium. Wir gehen davon aus, dass diese Methode die Analyse erleichtern wird, wie Mutationen die zelluläre Landschaft der Gastrula prägen.
Die Gastrulation ist ein grundlegender Prozess, der für die normale Entwicklung erforderlich ist. Dieser schnelle und dynamische Prozess tritt auf, wenn pluripotente Zellen in linienspezifische Vorläufer übergehen, die die Organbildung definieren. Jahrelang wurde Gastrulation lange Zeit als die Bildung von drei weitgehend homogenen Populationen definiert: Mesoderm, Ektoderm und Endoderm. Hochauflösende Technologien und eine neue Anzahl embryonaler Stammzellmodelle 1,2 offenbaren jedoch eine noch nie dagewesene Heterogenität unter den frühen Keimblättern 3,4. Dies deutet darauf hin, dass über die Mechanismen, die die unterschiedlichen Zellpopulationen der Gastrula regulieren, noch viel mehr geklärt werden muss. Die Embryonalentwicklung von Mäusen war eines der besten Modelle, um frühe Entscheidungen über das Schicksal von Zellen während der Gastrulationzu untersuchen 3,5. Die Gastrulation bei Mäusen ist schnell, da der gesamte Prozess der Gastrulation innerhalb von 48 Stunden vom Embryonaltag E6.5 bis E85 stattfindet.
Jüngste Fortschritte in der Einzelzelltechnologie haben eine detaillierte Kartierung der Embryonalentwicklung von Wildtyp-Mäusen ermöglicht und einen umfassenden Überblick über die zellulären und molekularen Landschaften von Embryonen während der Gastrulation gegeben 3,4,6,7,8. Die Analyse mutierter Embryonen in diesen Stadien ist jedoch weniger verbreitet und oft auf FACS-sortierte Populationen beschränkt 9,10. Die spärliche Literatur spiegelt die technischen Herausforderungen wider, die mit der Manipulation und Einzelzellpräparation von gastrulierenden Embryonen verbunden sind, die eine Genotypisierung erfordern. Die Erfassung des dynamischen Prozesses der Gastrulation kann aufgrund seiner Schnelligkeit eine Herausforderung darstellen, insbesondere für das Verständnis mutierter Embryonen. Der Zeitpunkt und die Synchronisation von Schwangerschaften sind von entscheidender Bedeutung, da bereits geringe Unterschiede zwischen zeitlich begrenzten Schwangerschaften als Entwicklungsphänotyp fehlinterpretiert werden können, der aus dem mutierten Gen resultiert. Dies ist besonders wichtig, wenn das mutierte Gen den Prozess der Gastrulation beeinflusst13,14. In dieser Studie werden Richtlinien aufgestellt, um synchronisierte Schwangerschaften durch Visualisierung von Vaginalplugs (d.h. der Masse der geronnenen Samenflüssigkeit, die sich nach der Paarung in der Vagina des Weibchens bildet) zu erhalten. Darüber hinaus wird eine Strategie entwickelt, um robuste Einzelzelldaten von mutierten gastrulierenden Embryonen von E6.5 bis E8 zu erhalten. Diese Strategie wurde entwickelt, um die Einschränkungen zu überwinden, die mit der geringen Anzahl von Embryonen mit dem gewünschten Genotyp pro Schwangerschaft und der Abnahme der Lebensfähigkeit durch das Einfrieren und Auftauen von Embryonen oder Zellen verbunden sind.
In dieser Arbeit wird eine optimierte Methodik von der Etablierung zeitgesteuerter Schwangerschaften über Vaginalplugs bis hin zur abschließenden Sequenzierung einzelner Zellen/Zellkerne beschrieben. Diese Methode erklärt, wie die Anzahl der synchronisierten Schwangerschaften erhöht werden kann, um eine höhere Anzahl von Embryonen mit dem gewünschten Genotyp zu erhalten, Zell-/Zellkernisolierungen, um die Lebensfähigkeit der Zellen zu verbessern, und ein Genotypisierungsprotokoll am selben Tag. Dieses Manuskript beschreibt auch den Prozess der Embryoisolierung zu verschiedenen Gastrulationszeitpunkten. Die Methodik trägt dazu bei, die Anzahl der endgültigen lebensfähigen embryonalen Zellen/Zellkerne für die Sequenzierung zu erhöhen und so qualitativ hochwertige Sequenzierungsdaten zu gewährleisten. Daher wird diese Methode die Türen für Einzelzellstudien an gastrulierenden Embryonen öffnen, die eine Genotypisierung erfordern.
In dieser Arbeit wird eine robuste Pipeline zur Gewinnung hochwertiger Einzelzell- und Zellkernsuspensionen aus gastrulierenden Mausembryonen vorgestellt, die speziell entwickelt wurde, um Studien zu den Mechanismen der Zellschicksalsspezifikation in der frühen Entwicklung zu erleichtern. Diese Methode schließt eine entscheidende Lücke im Bereich der Gastrulation, indem sie die Analyse von Embryonen optimiert, die Genotypen wie Geschlecht oder somatische Gene erfordern. Durch die Verwendung genetischer Mutations-Mausm…
The authors have nothing to disclose.
Wir danken dem Genomics Core am Fox Chase Cancer Center und den Labormitgliedern von Dr. Johnathan Whetstine, Zach Gray, Madison Honer und Benjamin Ferman, für die technische Unterstützung der Sequenzierungsexperimente. Wir danken den Labormitgliedern von Dr. Estaras und Alex Morris, einem Rotationsdoktoranden, der zur ersten Analyse der Einzelzellstudien beigetragen hat. Diese Arbeit wird durch die NIH-Zuschüsse R01HD106969 und R56HL163146 an Conchi Estaras finanziert. Darüber hinaus wurde Elizabeth Abraham durch das T32-Ausbildungsstipendium 5T32HL091804-12 unterstützt.
10 cm Petri dish | Genesee Scientific | 25-202 | |
1000 µL Reach Barrier Tip | Genesee Scientific | 23-430 | |
20 µL Reach Barrier Tip | Genesee Scientific | 24-404 | |
300 µL Reach Barrier Tip | Genesee Scientific | 24-415 | |
37 µm Reversible Strainer, small | Stem Cell | 27215 | |
6 cm Petri dish | Genesee Scientific | 25-260 | |
8-strip PCR tubes | Genesee Scientific | 27-125U | |
Agarose | Apex Bioresearch Product | 20-102 | |
Benchmark Scientific BSH300 MyBlock Mini Dry Bath | Genesee | 31-437 | |
Benchmark Scientific Z216-MK Z216MK Hermle Refrigerated Microcentrifuge | Genesee | 33-759R | |
Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma-Aldrich | A2153 | |
Chromium Controller | 10X | PN-1000127 | |
Chromium Next GEM Single Cell 3' Reagent Kits v3.1 | 10X | PN-1000269 | |
Countess 3 Automated Cell Counter | Invitrogen | AMQAX2000 | |
Countess Cell Couning Chamber Slides | Invitrogen | C10283 | |
D1000 Reagents | Agilent | 5067-5583 | |
D1000 ScreenTape | Agilent | 5067-5582 | |
Digitonin | ThermoFisher Scientific | BN2006 | |
DirectPCR yolk sac | Viagen | 201-Y | |
Dithiothreitol (DTT) | ThermoFisher Scientific | R0861 | |
DNA LoBind Tube 1.5 mL | Eppendorf | 22431021 | |
Dubecco's Modificiation of Eagle's Medium (DMEM, 1x) | CORNING | 10-013-CV | |
Dulbecco's PBS | GenClone | 25-508 | |
Dumont #5 Fine Forceps | Fine Science Tools | 11254-20 | |
Dumont #5SF Forceps | Fine Science Tools | 11252-00 | |
Ethanol | Koptec | V1401 | |
EVOS M7000 Imaging System | Invitrogen | AMF7000 | |
Fine Scissors – Sharp | Fine Science Tools | 14060-11 | |
GoTaq G2 Green Master Mix | Promega | M7823 | |
Graefe Forceps | Fine Science Tools | 11049-10 | |
MgCl2 | ThermoFisher Scientific | AC223211000 | |
MiniAmp Thermal Cycler | Applied Biosystems | A37834 | |
NaCl | Fisher Chemical | S271-500 | |
NextSeq 1000/2000 P2 Reagents (100 Cycles) v3 | Illumina | 20046811 | |
NextSeq2000 | Illumina | ||
Nikon SMZ 1000 Stereo Microscope | Nikon | ||
Nondiedt P40 | Sigma-Aldrich | 74385 | |
Nuclease-free Water | GenClone | 25-511 | |
Optical Tube 8x Strip (401428) | Agilent | 401428 | |
Optical Tube Cap 8x Strip (401425) | Agilent | 401425 | |
Poseidon 31-511, HS24 Microcentrifuge, with 24 x 1.5/2.0 mL rotor, 1 Centrifuge/Unit | Genesee | 31-511 | |
Proteinase K | Sigma-Aldrich | P6556 | |
Qubit dsDNA Quantification Assay Kits | Invitrogen | Q32851 | |
Qubit Flex 3 | Invitrogen | ||
RNase inhibitor | Fisher Scientific | 12-141-368 | |
Standard Pattern Forceps | Fine Science Tools | 11000-12 | |
Tape Station Loading tips | Agilent | 5067-5598 | |
Tapestation 4150 | Agilent | G2992AA | |
Tris-HCL (Ph7) | Quality Biological | 351-007-101 | |
Trypan Blue Stain 0.4% | Theromo Fisher Scientific | T10282 | |
Tryple Express | Gibco | 12604-021 | |
Tween-20 | Bio-Rad | 1662404 | |
Vortex mixer IKA MS3 with 96-well sample plate adapter | IKA | 3617000 |
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