قياس تنفس الميتوكوندريا في ألياف العضلات الهيكلية للإنسان والفأر عن طريق قياس التنفس عالي الدقة
Summary
نصف هنا طريقة شاملة لقياس الفسفرة التأكسدية للميتوكوندريا في ألياف العضلات الهيكلية النفاذية الطازجة من عضلة الإنسان أو الفأر. تسمح هذه الطريقة بالقياس الكمي في الوقت الفعلي لتنفس الميتوكوندريا وتقييم تفضيل الوقود والمرونة الأيضية مع الحفاظ على شبكات الميتوكوندريا الحالية وسلامة الغشاء.
Abstract
وظيفة الميتوكوندريا، وهي حجر الزاوية في إنتاج الطاقة الخلوية، أمر بالغ الأهمية للحفاظ على التوازن الأيضي. يرتبط اختلاله الوظيفي في العضلات الهيكلية بالاضطرابات الأيضية السائدة (مثل مرض السكري والسمنة) ، وضمور العضلات ، وساركوبينيا. في حين أن هناك العديد من التقنيات لتقييم محتوى الميتوكوندريا والتشكل ، فإن الطريقة المميزة لتقييم وظيفة الميتوكوندريا هي قياس الفسفرة المؤكسدة للميتوكوندريا (OXPHOS) عن طريق قياس التنفس. يوفر القياس الكمي للميتوكوندريا OXPHOS نظرة ثاقبة لكفاءة إنتاج الطاقة المؤكسدة للميتوكوندريا والطاقة الحيوية الخلوية. يوفر مقياس التنفس عالي الدقة قياسات حساسة للغاية وقوية ل OXPHOS الميتوكوندريا في ألياف العضلات المتداخلة عن طريق قياس التغيرات في الوقت الفعلي في معدل استهلاك الأكسجين في الميتوكوندريا. إن استخدام ألياف العضلات المتداخلة ، على عكس الميتوكوندريا المعزولة ، يحافظ على شبكات الميتوكوندريا ، ويحافظ على سلامة غشاء الميتوكوندريا ، ويسمح في النهاية بإجراء قياسات أكثر صلة من الناحية الفسيولوجية. يسمح هذا النظام أيضا بقياس تفضيل الوقود والمرونة الأيضية – الجوانب الديناميكية لاستقلاب طاقة العضلات. هنا ، نقدم دليلا شاملا لقياسات OXPHOS للميتوكوندريا في ألياف العضلات الهيكلية للإنسان والفأر باستخدام مقياس تنفس عالي الدقة. تتكون مجموعات العضلات الهيكلية من أنواع مختلفة من الألياف تختلف في تفضيل وقود الميتوكوندريا والطاقة الحيوية. باستخدام مقياس تنفس عالي الدقة ، نصف طرقا لتقييم كل من ركائز تحلل السكر الهوائية والأحماض الدهنية لتقييم تفضيل الوقود والمرونة الأيضية بطريقة تعتمد على نوع الألياف. البروتوكول متعدد الاستخدامات وقابل للتطبيق على كل من ألياف العضلات البشرية والقوارض. الهدف هو تعزيز قابلية استنساخ ودقة تقييمات وظيفة الميتوكوندريا ، مما سيحسن فهمنا للعضية المهمة لصحة العضلات.
Introduction
الميتوكوندريا هي حجر الزاوية في إنتاج الطاقة الخلوية ، مما يجعلها لا غنى عنها للحفاظ على التوازن الخلوي والعضوي الأمثل. هذه العضيات مزدوجة الغشاء مسئولة بشكل أساسي عن الفسفرة التأكسدية. تعمل هذه العملية على تحويل العناصر الغذائية بكفاءة ، مثل السكريات والأحماض الدهنية ، إلى أدينوسين ثلاثي الفوسفات (ATP) ، العملة الخلوية للطاقة. بالإضافة إلى دورها في استقلاب الطاقة ، تعد الميتوكوندريا أيضا منظمات رئيسية للعمليات الخلوية المختلفة ، بما في ذلك موت الخلايا المبرمج ، وتوازن الكالسيوم ، وأنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) 1,2. بسبب دورها المحوري في الحفاظ على التوازن الخلوي والعضوي ، غالبا ما يكون للاضطرابات في وظيفة الميتوكوندريا آثار ضارة على صحة الأنسجة والكائنات الحية. في العضلات الهيكلية ، يرتبط خلل الميتوكوندريا بالعديد من الحالات المرضية ، بما في ذلك الاضطرابات الأيضية (مثل السمنة والسكري وأمراض القلب والأوعية الدموية) ، ساركوبينيا ، وضمور العضلات3،4،5،6،7،8.
يمكن أن يظهر الخلل الوظيفي للميتوكوندريا في المقام الأول على أنه محتوى ميتوكوندريا متغير ، وعدد ، ومورفولوجيا ، بالإضافة إلى اضطراب التمثيل الغذائي. وبالتالي ، فإن تحقيق فهم شامل لخلل الميتوكوندريا يتطلب نهجا تكامليا وشاملا. تتضمن دراسات التوصيف الأولية فحص مستويات التعبير لمجمعات بروتين السلسلة التنفسية كقراءة لمحتوى الميتوكوندريا ، وتحديد كمية الحمض النووي للميتوكوندريا وعلامات التكوين الحيوي كمقياس للتكوين الحيوي للميتوكوندريا ، والتصوير المجهري الإلكتروني المتطور لتقييم مورفولوجيا الميتوكوندريا9،10. تشمل التقييمات الإضافية لوظيفة الميتوكوندريا تقييم إنتاج ROS الخلوي و ATP وإمكانات غشاء الميتوكوندريا9.
نظرا لأن الميتوكوندريا ضرورية لإنتاج الطاقة الخلوية والتوازن ، فإن السمة المميزة لتقييم وظيفة الميتوكوندريا هي قياس الفسفرة التأكسدية للميتوكوندريا (OXPHOS). يسمح قياس التنفس عالي الدقة للألياف العضلية النفاذية بقياس التغيرات في الوقت الفعلي في معدل استهلاك الأكسجين في الميتوكوندريا كقراءة للتغيرات الديناميكية في نشاط السلسلة التنفسية للميتوكوندريا OXPHOS9،11،12. يسمح تطبيق المعدلات والمثبطات الكيميائية الانتقائية للمرء بقياس نشاط المجمعات التنفسية المختلفة بشكل مباشر ومتسلسل. على الرغم من أنه يمكن استخدام الميتوكوندريا المعزولة في قياس التنفس ، إلا أن استخدام ألياف عضلية جديدة ونفاذة يحافظ على شبكات الميتوكوندريا الداخلية وسلامة الغشاء – مما يسمح بإجراء قياسات أكثر صلة من الناحية الفسيولوجية. بالإضافة إلى ذلك، نظرا لأن أنواع الألياف العضلية المختلفة لها تفضيلات مختلفة للركيزة ومعدلات التنفس، فإن هذا النظام يسمح للمرء بقياس التغيرات في تفضيل الوقود والمرونة الأيضية بناء على نوعالألياف 13.
هنا ، نصف بروتوكولا شاملا لقياسات OXPHOS للميتوكوندريا باستخدام ألياف العضلات الهيكلية البشرية أو الفأر في نظام قياس التنفس عالي الدقة. تتضمن طرقا لقياس تنفس الأكسجين الميتوكوندريا في الألياف المؤكسدة أو المحللة للسكر باستخدام إما البيروفات أو بالميتويل كارنيتين كركيزة. يسمح هذا البروتوكول باستخدام ركائز الوقود الأخرى لمعالجة أسئلة التمثيل الغذائي المحددة المتعلقة بالعيوب في استخدام الركيزة وتفضيل الوقود.
Protocol
Representative Results
Discussion
يوفر هذا البروتوكول بروتوكول قالب شامل ومباشر لتقييم وظيفة الميتوكوندريا في ألياف العضلات الهيكلية المتداخلة لكل من عينات الإنسان والفئران. هناك العديد من المزايا لاستخدام الألياف النفاذية بدلا من الميتوكوندريا المعزولة. إحدى المزايا الرئيسية هي أن استخدام الألياف النفاذية يتطلب كميات صغيرة (2-5 ملغ) من الأنسجة ، مما يجعل هذه الطريقة مناسبة لكل من عينات خزعة العضلات البشرية وعضلات الفأر. ميزة أخرى على الميتوكوندريا المعزولة هي أن البنية الخلوية تظل سليمة ، مما يضمن الحفاظ على التفاعلات الهيكلية والوظيفية بين الميتوكوندريا والمكونات الخلوية12،21،22،23.
يوفر استخدام البيروفات والمالات والغلوتامات في بروتوكول تحلل السكر الهوائي تقييما شاملا واسع الطيف لإمداد NADH للمجمع I24،25،26،27،28. في حين أن هذا النهج الشامل يوفر تقييما لنشاط Complex I في ظل ظروف التمثيل الغذائي الشاملة وذات الصلة من الناحية الفسيولوجية ، فإن استخدام البيروفات مالات أو الغلوتامات مالات قد يكون نهجا تجريبيا أكثر ملاءمة. على سبيل المثال ، قد يؤدي استخدام الغلوتامات مالات إلى إثارة الاختلافات في وظيفة الميتوكوندريا المتعلقة بهدم الأحماض الأمينية29. نحن نشجع الباحثين على التفكير بعناية في النهج المناسب لاستخدامه في نموذج بحثهم المحدد.
بينما يركز هذا البروتوكول على استخدام الركائز لتقييم نشاط الميتوكوندريا ، قد يكون استخدام مثبطات محددة ضروريا لتحقيق الأهداف التجريبية. على سبيل المثال ، يمكن استخدام الروتينون لتثبيط المركب I12،21،30 ، oligomycin المستخدم لتثبيط المركب V (ATP Synthase)12,21 ومضاد الميسين A لمنع المركب III12,21 لتقييم التنفس غير الميتوكوندريا. يمكن بسهولة تكييف البروتوكول المقدم أعلاه ليشمل استخدام مثبطات محددة. من الجدير بالذكر أن أحد التحذيرات المتعلقة باستخدام المثبطات هو أن هذه المركبات لزجة وتتطلب تنظيفا مكثفا لإزالتها من حجرة الجهاز. نجد أن استخدام محلول 10٪ BSA لمدة 60 دقيقة يكفي لإزالة مثبطات البقايا.
يشير تنفس التسرب إلى معدل استهلاك الأكسجين المستقل عن تخليق ATP. يمثل هذا المعدل تدفق البروتونات مرة أخرى إلى مصفوفة الميتوكوندريا من عبر غشاء الميتوكوندريا الداخلي. هناك ثلاث طرق مقبولة لتقييم استهلاك الأكسجين بشكل مستقل عن تخليق ATP (LEAK). الأول ، LEAK (n) ، يقيس معدل استهلاك الأكسجين في وجود ركائز ولكن دون إضافة الأدينيل (ADP أو ATP)31،32،33. تمثل حالة التسرب هذه التسرب الجوهري لغشاء الميتوكوندريا. الطريقة الثانية ، LEAK (t) ، تقاس في وجود ATP34 والثالثة ، LEAK (o) ، تقاس في وجود مثبط ATP-synthase oligomycin35،36،37. يستخدم هذا البروتوكول LEAK (n) لهذا التقييم ، ولكن اعتمادا على الأهداف والنماذج التجريبية ، قد تكون الطرق الأخرى لقياس تدفق الأكسجين LEAK مناسبة.
لهذا الفحص ، يتم استكمال MiR05 بكل من الكرياتين (3 مجم / مل) وبليبستاتين (10 ميكرومتر). يتم تسهيل نقل الميتوكوندريا ADP بواسطة الكرياتين كيناز (CK) ، ويضاف الكرياتين إلى محلول التنفس لتشبع نشاط CK38,39. يمكن أن تنقبض الألياف العضلية تلقائيا وتكون حساسة أيضا للانقباض الناجم عن ADP. لتقييم النشاط التنفسي للميتوكوندريا دون تأثير الانكماش ، تمت إضافة بليبيستاتين لمنع نشاط تقلص الألياف38. بالإضافة إلى ذلك ، تشير الدراسات التي أجريت على العضلات البشرية إلى أن القدرة التنفسية قد تتأثر بطريقة الخزعة (الخزعة المجهرية مقابل إبرة بيرجستروم) وأن هذا الاختلاف قد يكون بسبب الاختلافات في طول الألياف التي تم الحصول عليها40,41. قد تكون الألياف الأقصر أكثر عرضة للتلف أثناء التحضير ، ويساعد استخدام البليبستاتين في الحفاظ على الوظيفة. قد تكون هناك ظروف معينة لا يتناسب فيها استرخاء الألياف مع أهداف البحث ، وفي هذه الحالة ، يمكن استبعاد البليبستاتين من محلول MiR05.
نفاذية ألياف العضلات والهيكل العظمي مع الصابونين يولد المسام في غشاء البلازما يسمح للركائز والمثبطات بدخول الخلية بحرية. يحتوي الصابونين على تقارب عال للكوليسترول ، وهو غني وفير في أغشية البلازما الخلوية ، في حين أن أغشية الميتوكوندريا فقيرة بالكوليسترول42,43. من المتوقع أن يحافظ علاج الصابونين المستخدم لإعداد الألياف في هذا البروتوكول على سلامة غشاء الميتوكوندريا. قد يحدث تلف في الميتوكوندريا أيضا بسبب قوى القص الناتجة عن الفصل الميكانيكي للأنسجة إلى ألياف. نقترح أن يتم فصل الأنسجة إلى حزم الألياف بسرعة وبأقل قدر من المناولة. لتقييم الضرر المحتمل للميتوكوندريا، قمنا بتضمين معايرة السيتوكروم C في بروتوكول التنفس. لا يمكن أن يمر السيتوكروم C عبر غشاء الميتوكوندريا الخارجي السليم12 ، وبالتالي ، فإن أي زيادة في تدفق O2 بعد إضافة السيتوكروم C تشير إلى حدوث تلف في غشاء الميتوكوندريا الخارجي أثناء عملية تحضير العينة. في إحدى دراساتنا الحديثة ، وجدنا أن تدفق O2 زاد بنسبة 8٪ 15 بعد إضافة السيتوكروم C ، مما يؤكد أن استخدام الصابونين المقترح في هذا البروتوكول لا يؤدي إلى تلف الميتوكوندريا. نقترح استبعاد أي عينة تظهر زيادة أكبر من 15٪ في تدفق O2 بعد إضافة السيتوكروم C من التحليل44. يتم تضمين هذه الخطوة بشكل صارم كإجراء لمراقبة الجودة وليس كتقييم لنشاط المعقد الرابع.
في حين أن قياس التنفس عالي الدقة يتفوق في توفير قياسات حساسة للغاية وموثوقة لاستهلاك الأكسجين ، فإن أحد القيود الملحوظة للأجهزة هو أنه يمكن قياس عينتين فقط في وقت واحد لكل أداة. وهذا يتطلب دراسة متأنية عند تصميم الدراسات التي تشمل مجموعات مع عينات متعددة. في حين أنه قد يكون هناك إغراء لإجراء قياسات على مجموعات عينات مختلفة على مدار اليوم ، فإننا ننصح الباحثين بشدة بالنظر في تأثير إيقاع الساعة البيولوجية على التمثيل الغذائي. كشفت الأبحاث التي أجريت على كل من العضلات الهيكلية البشرية والقوارض عن تأثير الساعة البيولوجية على وظيفة الميتوكوندريا45,46. وبالتالي ، نوصي بإجراء قياسات على مدار عدة أيام في نفس الوقت من اليوم لحساب هذه التقلبات اليومية.
أخيرا ، لضمان قياسات قياس التنفس القوية والقابلة للتكرار ، يجب أن يتلقى مقياس التنفس التنظيف والصيانة والمعايرة بانتظام. يجب إجراء معايرة الهواء ، كما هو مفصل في البروتوكول ، يوميا. ننصح المستخدمين أيضا بإجراء معايرة شهرية كاملة (هواء وصفر) لأجهزة استشعار الأكسجين البولاروغرافي. يجب على المستخدمين الرجوع إلى وثائق الشركة المصنعة وموقعها على الويب للحصول على مزيد من المعلومات حول طريقة المعايرة هذه وللحصول على إرشادات حول الصيانة الروتينية للأجهزة.
يظل قياس التنفس عالي الدقة هو المعيار الذهبي لقياس تنفس الميتوكوندريا. تسهل الطريقة المفصلة في هذا البروتوكول التقييم القوي لقدرة الميتوكوندريا في كل من القوارض والعضلات الهيكلية البشرية. تم تطبيق هذا البروتوكول على الدراسات التي تقيم وظيفة الميتوكوندريا المرتبطة بنماذج الفئران الوراثية 15,16 ، في سياق مرض الكلى المزمن19 ، بعد تناول المكملات الغذائية14,20 والتمرين17,18.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تم دعم الأبحاث الواردة في هذا المنشور من قبل مركز أبحاث السمنة للتغذية ، ومنحة المعاهد الوطنية للصحة P30 DK056341 ، ومنحة المعاهد الوطنية للصحة K01 HL145326.
Materials
| 10 µL Hamilton Syringe (glass syringe) | ThermoFisher | 14-813-125 | For respiration assay titration |
| 25 µL Hamilton Syringe (glass syringe) | ThermoFisher | 14-813-133 | For respiration assay titration |
| ADP | Merck | 117105 | Respirometry Assay |
| Black Glass Dissection Dish | Scintica | DD-90-S-BLK | For sample preparation |
| Blebbistatin | Sigma | B0560 | Working MiR05 Solution |
| BSA, fatty acid free | Sigma | A6003 | MiR05 Solution |
| Calcium Carbonate | Sigma | C4830 | BIOPS Solution |
| Creatine | Sigma | 27900 | Working MiR05 Solution |
| Cytochrome C | Sigma | C7752 | Respirometry Assay |
| DatLab | Oroboros Instruments | N/A | Respirometry Software |
| Dithiothreitol (DTT) | Sigma | D0632 | BIOPS Solution |
| D-Sucrose | Sigma | 84097 | MiR05 Solution |
| EGTA | Sigma | E4378 | BIOPS & MiR05 Solution |
| FCCP | Sigma | C2920 | Respirometry Assay |
| Glutamate | Sigma | G1626 | Respirometry Assay |
| HEPES | Sigma | H7523 | MiR05 Solution |
| Imidazole | Sigma | 56750 | BIOPS Solution |
| KH2PO4 | Sigma | P5379 | MiR05 Solution |
| Lactobionic acid | Sigma | 153516 | MiR05 Solution |
| Malate | Sigma | M1000 | Respirometry Assay |
| MES hydrate | Sigma | M8250 | BIOPS Solution |
| MgCl2 – 6 H2O | Sigma | M2670 | BIOPS & MiR05 Solution |
| Oroboros Oxygraph-2K (O2K) System | Oroboros Instruments | 10203-03 | High resolution respirometer |
| Palmitoyl-Carnitine | Sigma | P4509 | Respirometry Assay |
| Potassium Hydroxide | Sigma | P1767 | BIOPS Solution |
| Precision Tweezers | Fisher | 17-467-168 | For sample preparation |
| Saponin | Sigma | S2149 | For Fiber Permeabilization |
| Sodium ATP | Sigma | A2383 | BIOPS Solution |
| Sodium Phosphocreatine | Sigma | P7936 | BIOPS Solution |
| Sodium Pyruvate | Sigma | P2256 | Respirometry Assay |
| Succinate | Sigma | S2378 | Respirometry Assay |
| Taurine | Sigma | T0625 | BIOPS & MiR05 Solution |
References
- Rizzuto, R., De Stefani, D., Raffaello, A., Mammucari, C. Mitochondria as sensors and regulators of calcium signalling. Nat Rev Mol Cell Biol. 13 (9), 566-578 (2012).
- Ruegsegger, G. N., Creo, A. L., Cortes, T. M., Dasari, S., Nair, K. S. Altered mitochondrial function in insulin-deficient and insulin-resistant states. J Clin Invest. 128 (9), 3671-3681 (2018).
- Simoneau, J. A., Kelley, D. E. Altered glycolytic and oxidative capacities of skeletal muscle contribute to insulin resistance in NIDDM. J Appl Physiol. 83 (1), 166-171 (1997).
- Ryan, T. E., et al. Extensive skeletal muscle cell mitochondriopathy distinguishes critical limb ischemia patients from claudicants. JCI Insight. 3 (21), 123235 (2018).
- Sullivan, M. J., Green, H. J., Cobb, F. R. Skeletal muscle biochemistry and histology in ambulatory patients with long-term heart failure. Circulation. 81 (2), 518-527 (1990).
- Giebelstein, J., et al. The proteomic signature of insulin-resistant human skeletal muscle reveals increased glycolytic and decreased mitochondrial enzymes. Diabetologia. 55 (4), 1114-1127 (2012).
- Tezze, C., et al. Age-associated loss of OPA1 in muscle impacts muscle mass, metabolic homeostasis, systemic inflammation, and epithelial senescence. Cell Metab. 25 (6), 1374-1389 (2017).
- Hughes, M. C., et al. Early myopathy in Duchenne muscular dystrophy is associated with elevated mitochondrial H(2) O(2) emission during impaired oxidative phosphorylation. J Cachexia Sarcopenia Muscle. 10 (2), 643-661 (2019).
- Yin, Y., Shen, H. Common methods in mitochondrial research (Review). Int J Mol Med. 50 (4), 5182 (2022).
- Vue, Z., et al. 3D reconstruction of murine mitochondria reveals changes in structure during aging linked to the MICOS complex. Aging Cell. 22 (12), e14009 (2023).
- Doerrier, C., et al. High-resolution fluoRespirometry and OXPHOS protocols for human cells, permeabilized fibers from small biopsies of muscle, and isolated mitochondria. Methods Mol Biol. 1782, 31-70 (2018).
- Pesta, D., Gnaiger, E. High-resolution respirometry: OXPHOS protocols for human cells and permeabilized fibers from small biopsies of human muscle. Methods Mol Biol. 810, 25-58 (2012).
- Picard, M., Hepple, R. T., Burelle, Y. Mitochondrial functional specialization in glycolytic and oxidative muscle fibers: tailoring the organelle for optimal function. Am J Physiol Cell Physiol. 302 (4), C629-C641 (2012).
- Yoshino, M., et al. Nicotinamide mononucleotide increases muscle insulin sensitivity in prediabetic women. Science. 372 (6547), 1224-1229 (2021).
- Mousa, M. G., et al. Site-1 protease inhibits mitochondrial respiration by controlling the TGF-beta target gene Mss51. Cell Rep. 42 (4), 112336 (2023).
- Moon, S. H., et al. Genetic deletion of skeletal muscle iPLA(2)gamma results in mitochondrial dysfunction, muscle atrophy and alterations in whole-body energy metabolism. iScience. 26 (6), 106895 (2023).
- Bittel, A. J., et al. A single bout of premeal resistance exercise improves postprandial glucose metabolism in obese men with prediabetes. Med Sci Sports Exerc. 53 (4), 694-703 (2021).
- Bittel, A. J., et al. A single bout of resistance exercise improves postprandial lipid metabolism in overweight/obese men with prediabetes. Diabetologia. 63 (3), 611-623 (2020).
- Bittel, D. C., Bittel, A. J., Varadhachary, A. S., Pietka, T., Sinacore, D. R. Deficits in the skeletal muscle transcriptome and mitochondrial coupling in progressive diabetes-induced CKD relate to functional decline. Diabetes. 70 (5), 1130-1144 (2021).
- Mills, K. F., et al. Long-term administration of nicotinamide mononucleotide mitigates age-associated physiological decline in mice. Cell Metab. 24 (6), 795-806 (2016).
- Djafarzadeh, S., Jakob, S. M. High-resolution respirometry to assess mitochondrial function in permeabilized and intact cells. J Vis Exp. (120), e54985 (2017).
- Lemieux, H., Semsroth, S., Antretter, H., Hofer, D., Gnaiger, E. Mitochondrial respiratory control and early defects of oxidative phosphorylation in the failing human heart. Int J Biochem Cell Biol. 43 (12), 1729-1738 (2011).
- Gnaiger, E. Capacity of oxidative phosphorylation in human skeletal muscle: new perspectives of mitochondrial physiology. Int J Biochem Cell Biol. 41 (10), 1837-1845 (2009).
- Appelman, B., et al. Muscle abnormalities worsen after post-exertional malaise in long COVID. Nat Commun. 15 (1), 17 (2024).
- O’Rourke, A. R., et al. Impaired muscle relaxation and mitochondrial fission associated with genetic ablation of cytoplasmic actin isoforms. FEBS J. 285 (3), 481-500 (2018).
- Inigo, M. R., et al. Estrogen receptor-alpha in female skeletal muscle is not required for regulation of muscle insulin sensitivity and mitochondrial regulation. Mol Metab. 34, 1-15 (2020).
- Musci, R. V., et al. Phytochemical compound PB125 attenuates skeletal muscle mitochondrial dysfunction and impaired proteostasis in a model of musculoskeletal decline. J Physiol. 601 (11), 2189-2216 (2023).
- Englund, D. A., et al. p21 induces a senescence program and skeletal muscle dysfunction. Mol Metab. 67, 101652 (2023).
- Zhang, K., et al. Mitochondrial supercomplex assembly regulates metabolic features and glutamine dependency in mammalian cells. Theranostics. 13 (10), 3165-3187 (2023).
- Davis, M. S., Barrett, M. R. High-resolution fluoro-respirometry of equine skeletal muscle. J Vis Exp. (192), e65075 (2023).
- Schytz, C. T., et al. Skeletal muscle mitochondria demonstrate similar respiration per cristae surface area independent of training status and sex in healthy humans. J Physiol. 602 (1), 129-151 (2024).
- Hingst, J. R., et al. Inducible deletion of skeletal muscle AMPKalpha reveals that AMPK is required for nucleotide balance but dispensable for muscle glucose uptake and fat oxidation during exercise. Mol Metab. 40, 101028 (2020).
- Krumschnabel, G., Eigentler, A., Fasching, M., Gnaiger, E. Use of safranin for the assessment of mitochondrial membrane potential by high-resolution respirometry and fluorometry. Methods Enzymol. 542, 163-181 (2014).
- Gnaiger, E., Mendez, G., Hand, S. C. High phosphorylation efficiency and depression of uncoupled respiration in mitochondria under hypoxia. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (20), 11080-11085 (2000).
- Basse, A. L., et al. Nampt controls skeletal muscle development by maintaining Ca(2+) homeostasis and mitochondrial integrity. Mol Metab. 53, 101271 (2021).
- Flensted-Jensen, M., et al. Combined changes in temperature and pH mimicking exercise result in decreased efficiency in muscle mitochondria. J Appl Physiol. 136 (1985), 79-88 (2024).
- Porter, C., et al. Mitochondrial respiratory capacity and coupling control decline with age in human skeletal muscle. Am J Physiol Endocrinol Metab. 309 (3), E224-E232 (2015).
- Perry, C. G., et al. Inhibiting myosin-ATPase reveals a dynamic range of mitochondrial respiratory control in skeletal muscle. Biochem J. 437 (2), 215-222 (2011).
- Veksler, V. I., et al. Muscle creatine kinase-deficient mice. II. Cardiac and skeletal muscles exhibit tissue-specific adaptation of the mitochondrial function. J Biol Chem. 270 (34), 19921-19929 (1995).
- Isner-Horobeti, M. E., et al. Microbiopsies versus Bergstrom needle for skeletal muscle sampling: impact on maximal mitochondrial respiration rate. Eur J Appl Physiol. 114 (5), 885-889 (2014).
- Hughes, M. C., et al. Mitochondrial bioenergetics and fiber type assessments in microbiopsy vs. Bergstrom percutaneous sampling of human skeletal muscle. Front Physiol. 18 (6), 360 (2015).
- Kuznetsov, A. V., et al. Analysis of mitochondrial function in situ in permeabilized muscle fibers, tissues and cells. Nat Protoc. 3 (6), 965-976 (2008).
- Elustondo, P., Martin, L. A., Karten, B. Mitochondrial cholesterol import. Biochim Biophys Acta Mol Cell Biol Lipids. 1862 (1), 90-101 (2017).
- Ramos, P. M., Li, C., Elzo, M. A., Wohlgemuth, S. E., Scheffler, T. L. Mitochondrial oxygen consumption in early postmortem permeabilized skeletal muscle fibers is influenced by cattle breed. J Anim Sci. 98 (3), 044 (2020).
- van Moorsel, D., et al. Demonstration of a day-night rhythm in human skeletal muscle oxidative capacity. Mol Metab. 5 (8), 635-645 (2016).
- de Goede, P., et al. Time-restricted feeding during the inactive phase abolishes the daily rhythm in mitochondrial respiration in rat skeletal muscle. FASEB J. 36 (2), e22133 (2022).
.