Summary

ラットの片側頸髄半切開後のユープネック横隔膜活動の機能回復の評価

Published: June 14, 2024
doi:

Summary

呼吸器合併症は、頸髄損傷 (cSCI) 患者の主な死因です。cSCIの動物モデルは、機構評価や前臨床研究に不可欠です。ここでは、ラットの片側C2 脊髄半切開(C2SH)後の横隔膜筋(DIAm)活動の機能回復を評価するための再現性のある方法を紹介します。

Abstract

cSCIの後、損傷の程度によっては、DIAmの活性化に影響を与える可能性があります。本稿では、ラットの呼吸中にユープネック同側横隔膜(iDIAm)筋電図(EMG)活動を妨害するcSCIの片側C2 半切片(C2SH)モデルについて説明しています。DIAmモータ制御の回復を評価するには、まずC2SHによる欠損の程度を明確に設定する必要があります。呼吸中にiDIAm EMGが完全に初期失われたことを確認することで、その後の回復を存在しないか存在するかに分類でき、EMG振幅を使用して回復の程度を推定できます。さらに、C2SH後の急性脊髄ショック期間後の呼吸中にiDIAm EMG活動が継続的に存在しないことを測定することにより、最初のC2SHの成功を検証できます。対側横隔膜(cDIAm)EMG活動を測定すると、神経可塑性も反映するC2SHの代償効果に関する情報を得ることができます。さらに、覚醒した動物からのDIAm EMG記録は、C2SH後のDIAmの運動制御に関する重要な生理学的情報を提供することができます。この記事では、呼吸器神経可塑性、代償性cDIAm活性、治療戦略および医薬品を研究するための優れたプラットフォームである、ラットにおける厳密で再現性があり、信頼性の高いcSCIのC2SHモデルの方法について説明します。

Introduction

米国には脊髄損傷(SCI)の個人が300,000万人以上おり、その約半数が頸部損傷を負っています1。これらの怪我は、健康の大幅な損失をもたらし、個人、その家族、および医療システムに財政的な負担をかけます。幸いなことに、SCIの大部分は不完全であり、予備の経路1を強化する可能性を提供しています。この神経可塑性により、換気および非換気行動に重要なDIAm活性を含む、少なくとも一部の機能の回復が可能になる可能性がある。したがって、神経可塑性の促進は、SCI2 の個人を支援するための有望な研究手段です。

SCIのげっ歯類モデルは、人間の健康を改善するための治療法の発見に大きく貢献する可能性を秘めています。神経可塑性の研究に使用されるSCIの古典的なモデルの1つは、C2(C2SH)での脊髄の片側切断(半切断)であり、これにより反対側は無傷のままになります3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13横隔膜分泌物に対するC2SHの影響と、温存された対側経路の重要性は、100年以上前にポーター12によって初めて明らかにされました。ポーター12は、呼吸器神経可塑性に関する現代の研究の基礎を築いた独創的な論文を発表しました。C2SHモデルは、呼吸リズム生成14の出力を伝達する役割を担う運動前ニューロンを含む髄質内の吻側腹側呼吸群(rVRG)からの下降入力を中断する。これらのrVRG運動前ニューロンは、興奮性神経ドライブを横隔膜運動ニューロンにも伝達します(図1)。何人かの研究者がC2SHモデル10,11,15,16に対して異なるアプローチを取っており、これが研究間の回復のばらつきの一部を部分的に説明している可能性がある。簡単に言えば、アプローチは、背側フニキュリを温存する、完全な半切開を実行する、または同側rVRGからの下降入力を完全に中断しない側方部分離断を実行するという点で異なります。一般に、C2SHモデルは、ユープニーのiDIAm筋電図(EMG)活動の経時的な自然回復率による呼吸器神経可塑性の研究に特に有用であり、これは神経栄養シグナル伝達17,18,19,20,21を含むいくつかの要因によって改善できます.ただし、初期の機能喪失(ユープネックiDIAm EMG活動のサイレンシングとして定義される)は、回復を明確に分類する前に最初に確立する必要があります。C2SHの時点での不活動のこの検証は、いくつかの研究3,4,6,7,11,22,23では行われていません。

切除された脊髄の組織学的評価は、脊髄の横隔運動ニューロンを神経支配する同側の興奮性球脊髄経路の適切な位置に対する損傷の証拠を提供するだけですが、組織学は生理学的証拠(例、DIAm EMG)に代わるものではありません。さらに、組織学的評価は、最終時点(多くの場合、損傷後数週間から数か月)でex vivoで実施されるため、「リアルタイム」な情報は提供されません。一部の研究者は、病変の大きさが機能障害またはその欠如の量に関連していると指摘しています5,24,25,26。このような主張の妥当性は、「機能」がどのように分類されるか(すなわち、機能的課題が何であるか、そしてそれらがどのように定量化されるか)に大きく依存する可能性が高く、研究間のばらつきは、動物間で機能的に同一の病変を生成することの難しさを浮き彫りにしていることに注意することが重要です。実際、研究者は、損傷の程度と四肢の筋肉運動機能との関係(Basso、Beattie、およびBresnahan(BBB)スコア24によって定量化)は線形ではないと強調しています27,28。以前の研究では、C2SHの範囲と損傷後のユープネックiDIAm EMG活動の回復の程度との間に関係は見られませんでした10,29,30,31、他の研究者は、換気機能と白質温存の程度との関係を報告しています5。したがって、C2SH モデルの場合、手術時、できれば慢性脊髄損傷実験の時間経過の早い段階で iDIAm の不活動性を機能的に検証するアプローチは、有益であり、必要でもあります。

本稿では、C2SH後の呼吸中のDIAm EMGの初期損失をリアルタイムで確認するためのDIAm EMGの使用と、損傷の3日後(3日目)の確認評価18,21,31,32,33を強調しています。C2SHモデルを使用した以前の研究では、DIAm EMG 10,13,30,34を記録するために繰り返し開腹術が行われました。しかし、より最近の研究では、麻酔をかけられたラットと覚醒したラットのEMGの記録を可能にする慢性EMG電極が使用されています。さらに、慢性電極は気胸のリスクを軽減し、DIAm35,36の阻害を引き起こす可能性のある開腹術を繰り返す必要がありません。C2SHモデルのバージョンは多くの研究者によって使用されてきましたが、手術3,4,6,7,11,22,23の時点では、iDIAm活性のサイレンシングの確認は行われていませんでした。このような不活動性の確認がなければ、その後の回復のどの部分が同側経路と対側経路の神経可塑性に起因するかを知ることは困難です。rVRGから横隔神経ニューロンへの吸気神経駆動は主に同側性であり、C2SH33以降に横隔運動ニューロンへの興奮性グルタミン酸作動性入力の約50%が失われるため、これは重要な考慮事項です。ただし、反対側の rVRG からの吸気興奮性入力が残っており、病変部位の下を咀嚼して同側横隔膜運動ニューロンを神経支配し、神経可塑性を介して強化して機能回復を促進することができます。横隔膜運動ニューロンへの主要な同側興奮性入力を取り除くことにより、ユープネック iDIAm EMG 活性は (少なくとも麻酔下では) 失われますが、cDIAm の活性は継続し、さらに強化されます。したがって、呼吸中のiDIAm EMG活動の喪失は、成功したC2SHの尺度です(図2)。

覚醒動物23,37では、C2SHの1〜4日後に、ある程度のiDIAm EMG活動が見られる。さらに、脱脳動物では、上部頸部半切除後数分から数時間以内にiDIAm活性が存在し、麻酔によって抑制される38。さらに、C2SHの成功は、損傷後3日目に麻酔をかけたラットの呼吸中(ユープネア)にiDIAm EMG活性がないことを確認することで検証されます。共焦点イメージング研究により、この損傷の初期段階で横隔膜運動ニューロン上のグルタミン酸作動性シナプス入力の喪失が確認された37。損傷後 3 日目に、嘲眠 iDIAm EMG 活動が残っている場合、これは rVRG からの同側下行吸気ドライブの不完全な除去の証拠と解釈されます。本稿は、(1)慢性DIAm EMG記録、(2)C2SH、(3)覚醒動物および麻酔動物におけるEMGデータ取得の3つのセクションに分かれています。このプロトコルは、ラットにおけるcSCIの厳密で再現性があり、信頼性の高いC2SHモデルについて説明しており、呼吸器神経可塑性、代償性cDIAm活性、治療戦略および医薬品を研究するための優れたプラットフォームです。

Protocol

このプロトコルは、メイヨークリニックの施設内動物管理および使用委員会(プロトコル番号:A00003105-17-R23)によって承認されました。本研究の動物は、生後約3か月、体重200gから350gの雄と雌のSprague-Dawleyラットの混合でした。本試験で使用した試薬および機器の詳細は、 資料表に記載されています。 1. 電極の埋め込み 電極の準備(1)?…

Representative Results

本稿で紹介するアプローチは、C2SHのラットモデルでDIAm EMGを評価するための明確な基準を設定することにより、オペレーター間のばらつきを最小限に抑えます。まず、図 2 に示すように、C2SH の直後にユープネック iDIAm EMG 活動の停止が観察される必要があります。そうでない場合は、ユープネック iDIAm アクティビティが消えるまで二次切断を実行でき?…

Discussion

C2 脊椎半解剖
この記事で説明する手順は、背側フニキュリーを温存しながら外側および腹側フニキュリを横断するC2脊椎病変の検証として機能するDIAm EMG活動の評価に重点を置いています(図2A)。提案された外科的アプローチには、2つの大きな利点があります。まず、ラットの歩行機能を維持する背側索を温存しながら、横隔運動ニューロ…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者らは、NIHの資金源(NIH R01HL146114)を認めています。

Materials

25 G Needle Cardinal Health 1188825100 Covidien Monoject Hypdermic Standard Needles: 25 G x 1" (0.508 mm x 2.5 cm) A
3-0 Vicryl Violet Braided Ethicon J774D 3-0 Suture
Adson-Brown Forceps Fine Science Tools 11627-12 Tip Shape: Straight, Tips: Shark Teeth, Tip Width: 1.4mm, Tip Dimensions: 2 x 1.4 m, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12 cm
Bowman Style Cage Braintree Scientific POR-530 Weight range: 250 up to 750 g; Maximum length: 9" (228 mm); Basic unit is constructed of .5" (123 mm) jeweled acrylic.
Castroviejo Needle Holder Fine Science Tools 12565-14 Tip Shape: Straight, Tip Width: 1.5 mm, Clamping Length: 10 mm, Lock: Yes, Scissors: No, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14 cm, Serrated:
Yes, Feature: Tungsten Carbide
Clip Lead 1m TP Shielded Biopac Systems, Inc LEAD110S Shielded lead wires for EMG
Data Acquisition Software LabChart LabChart 7.3.8 Data recording, visualization, and analysis software for multi-channel recordings and real-time assessments
Data Analysis Software – Matlab 2023b Mathworks, Inc. Version 23.2 General purpose programming language for post hoc analysis
Dissecting Knife Fine Science Tools 10056-12 Cutting Edge: 4 mm, Thickness: 0.5 mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12.5 cm, Blade Shape: Angled 30°
Dumont #3 Forceps Fine Science Tools 11293-00 Style: #3, Tip Shape: Straight, Tips: Standard, Tip Dimensions: 0.17 x 0.1 mm, Length: 12 cm, Alloy / Material: Dumostar
Electromyogram Amplifier Biopac Systems, Inc EMG100C EMG amplifier
Friedman Rongeur Fine Science Tools 16000-14 Tip Shape: Curved, Cup Size: 2.5mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 13cm, Joint Action: Single
Friedman-Pearson Rongeurs Fine Science Tools 16021-14 Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14cm, Joint Action: Single, Cup Size: 1mm, Tip Shape: Curved
Isolated Power Supply Module Biopac Systems, Inc IPS100C Operates 100-series amplifier modules indepdent of the Biopac Systems, Inc.'s MP series Data Acquisition System
Kelly Hemostats Fine Science Tools 13019-14 Tips: Serrated, Tip Width: 1.5mm, Clamping Length: 22mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14cm, Tip Shape: Curved
Knife Curette V. Mueller VM101-4414 Tip: Sharp, Tip Diameter: 2 mm
Micro Dissecting Scissors Biomedical Research Instruments, Inc. 11-2420 Length: 4", Angle: Straight, Blade Length: 23 mm
Multistranded stainless steel wire Cooner Wire, Inc. AS 631 AWG 40; Overall diameter: 0.011 mm (with insulation), 0.008 mm (without insulation).
PowerLab 8/35 ADInstruments PL3508 Data acquisition system
Scalpel Blade #11 Fine Science Tools 10011-00 Blade Shape: Angled, Cutting Edge: 20 mm, Thickness: 0.4 mm, Alloy / Material: Carbon Steel
Scalpel Handle #3 Fine Science Tools 10003-12 Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12 cm
Sprague Dawley Rat Inotiv Order code: 002 Sprague Dawley outbred rats (female and male)
Surgical Microscope Olympus SZ61 Surgical microscope 
Suture Cutting Scissors George Tiemann & Co. 110-1250SB Alloy / Material: Stainless Steel, Tip Shape: Straight, Tips: Sharp/Blunt, Length: 4.5"
Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 15000-08 Tips: Sharp, Cutting Edge: 2.5 mm, Tip Diameter: 0.05 mm, Length: 8 cm, Alloy / Material: Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight
Weitlaner Retractor Codman 50-5647 Prongs: 2 x 3 Blunt, Length: 4.5"

References

  1. Center NSCIS. . Spinal cord injury model systems 2022 annual report – complete public version. , (2023).
  2. Punjani, N., Deska-Gauthier, D., Hachem, L. D., Abramian, M., Fehlings, M. G. Neuroplasticity and regeneration after spinal cord injury. N Am Spine Soc J. 15, 100235 (2023).
  3. El-Bohy, A. A., Goshgarian, H. G. The use of single phrenic axon recordings to assess diaphragm recovery after cervical spinal cord injury. Exp Neurol. 156 (1), 172-179 (1999).
  4. Fuller, D. D., et al. Modest spontaneous recovery of ventilation following chronic high cervical hemisection in rats. Exp Neurol. 211 (1), 97-106 (2008).
  5. Fuller, D. D., et al. Graded unilateral cervical spinal cord injury and respiratory motor recovery. Respir Physiol Neurobiol. 165 (2-3), 245-253 (2009).
  6. Golder, F. J., et al. Respiratory motor recovery after unilateral spinal cord injury: Eliminating crossed phrenic activity decreases tidal volume and increases contralateral respiratory motor output. J Neurosci. 23 (6), 2494-2501 (2003).
  7. Golder, F. J., Reier, P. J., Davenport, P. W., Bolser, D. C. Cervical spinal cord injury alters the pattern of breathing in anesthetized rats. J Appl Physiol. 91 (6), 2451-2458 (2001).
  8. Goshgarian, H. G. The role of cervical afferent nerve fiber inhibition of the crossed phrenic phenomenon. Exp Neurol. 72 (1), 211-225 (1981).
  9. Keomani, E., et al. A murine model of cervical spinal cord injury to study post-lesional respiratory neuroplasticity. J Vis Exp. 87, e51235 (2014).
  10. Miyata, H., Zhan, W. Z., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Myoneural interactions affect diaphragm muscle adaptations to inactivity. J Appl Physiol. 79 (5), 1640-1649 (1995).
  11. Moreno, D. E., Yu, X. J., Goshgarian, H. G. Identification of the axon pathways which mediate functional recovery of a paralyzed hemidiaphragm following spinal cord hemisection in the adult rat. Exp Neurol. 116 (3), 219-228 (1992).
  12. Porter, W. T. The path of the respiratory impulse from the bulb to the phrenic nuclei. J Physiol. 17 (6), 455-485 (1895).
  13. Zhan, W. Z., Miyata, H., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Metabolic and phenotypic adaptations of diaphragm muscle fibers with inactivation. J Appl Physiol. 82 (4), 1145-1153 (1997).
  14. Smith, J. C., Ellenberger, H. H., Ballanyi, K., Richter, D. W., Feldman, J. L. Pre-botzinger complex: A brainstem region that may generate respiratory rhythm in mammals. Science. 254 (5032), 726-729 (1991).
  15. Vinit, S., Gauthier, P., Stamegna, J. C., Kastner, A. High cervical lateral spinal cord injury results in long-term ipsilateral hemidiaphragm paralysis. J Neurotrauma. 23 (7), 1137-1146 (2006).
  16. Warren, P. M., et al. Rapid and robust restoration of breathing long after spinal cord injury. Nat Commun. 9 (1), 4843 (2018).
  17. Fogarty, M. J., Dasgupta, D., Khurram, O. U., Sieck, G. C. Chemogenetic inhibition of TrkB signalling reduces phrenic motor neuron survival and size. Mol Cell Neurosci. 125, 103847 (2023).
  18. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Targeted delivery of TrkB receptor to phrenic motoneurons enhances functional recovery of rhythmic phrenic activity after cervical spinal hemisection. PLoS One. 8 (5), e64755 (2013).
  19. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Localized delivery of brain-derived neurotrophic factor-expressing mesenchymal stem cells enhances functional recovery following cervical spinal cord injury. J Neurotrauma. 32 (3), 185-193 (2015).
  20. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Stowe, J. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. TrkB kinase activity is critical for recovery of respiratory function after cervical spinal cord hemisection. Exp Neurol. 261, 190-195 (2014).
  21. Sieck, G. C., Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B. Acute intrathecal BDNF enhances functional recovery after cervical spinal cord injury in rats. J Neurophysiol. 125 (6), 2158-2165 (2021).
  22. Fuller, D. D., Golder, F. J., Olson, E. B., Mitchell, G. S. Recovery of phrenic activity and ventilation after cervical spinal hemisection in rats. J Appl Physiol. 100 (3), 800-806 (2006).
  23. Bezdudnaya, T., Hormigo, K. M., Marchenko, V., Lane, M. A. Spontaneous respiratory plasticity following unilateral high cervical spinal cord injury in behaving rats. Exp Neurol. 305, 56-65 (2018).
  24. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats. J Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).
  25. Cloud, B. A., et al. Hemisection spinal cord injury in rat: The value of intraoperative somatosensory evoked potential monitoring. J Neurosci Methods. 211 (2), 179-184 (2012).
  26. Hurd, C., Weishaupt, N., Fouad, K. Anatomical correlates of recovery in single pellet reaching in spinal cord injured rats. Exp Neurol. 247, 605-614 (2013).
  27. Fouad, K., Hurd, C., Magnuson, D. S. Functional testing in animal models of spinal cord injury: Not as straight forward as one would think. Front Integr Neurosci. 7, 85 (2013).
  28. Fouad, K., Popovich, P. G., Kopp, M. A., Schwab, J. M. The neuroanatomical-functional paradox in spinal cord injury. Nat Rev Neurol. 17 (1), 53-62 (2021).
  29. Fogarty, M. J., et al. Novel regenerative drug, SPG302 promotes functional recovery of diaphragm muscle activity after cervical spinal cord injury. J Physiol. 601 (12), 2513-2532 (2023).
  30. Prakash, Y. S., Miyata, H., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Inactivity-induced remodeling of neuromuscular junctions in rat diaphragmatic muscle. Muscle Nerve. 22 (3), 307-319 (1999).
  31. Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Role of neurotrophins in recovery of phrenic motor function following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169 (2), 218-225 (2009).
  32. Brown, A. D., et al. Mitochondrial adaptations to inactivity in diaphragm muscle fibers. J Appl Physiol. 133 (1), 191-204 (2022).
  33. Rana, S., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Disproportionate loss of excitatory inputs to smaller phrenic motor neurons following cervical spinal hemisection. J Physiol. 598 (20), 4693-4711 (2020).
  34. Mantilla, C. B., Rowley, K. L., Zhan, W. Z., Fahim, M. A., Sieck, G. C. Synaptic vesicle pools at diaphragm neuromuscular junctions vary with motoneuron soma, not axon terminal, inactivity. Neuroscience. 146 (1), 178-189 (2007).
  35. Ford, G. T., Whitelaw, W. A., Rosenal, T. W., Cruse, P. J., Guenter, C. A. Diaphragm function after upper abdominal surgery in humans. Am Rev Respir Dis. 127 (4), 431-436 (1983).
  36. Road, J. D., Burgess, K. R., Whitelaw, W. A., Ford, G. T. Diaphragm function and respiratory response after upper abdominal surgery in dogs. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 57 (2), 576-582 (1984).
  37. Rana, S., Sunshine, M. D., Greer, J. J., Fuller, D. D. Ampakines stimulate diaphragm activity after spinal cord injury. J Neurotrauma. 38 (24), 3467-3482 (2021).
  38. Ghali, M. G., Marchenko, V. Dynamic changes in phrenic motor output following high cervical hemisection in the decerebrate rat. Exp Neurol. 271, 379-389 (2015).
  39. Ditunno, J. F., Little, J. W., Tessler, A., Burns, A. S. Spinal shock revisited: A four-phase model. Spinal Cord. 42 (7), 383-395 (2004).
  40. Khurram, O. U., Gransee, H. M., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Automated evaluation of respiratory signals to provide insight into respiratory drive. Respir Physiol Neurobiol. 300, 103872 (2022).
  41. Khurram, O. U., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Neuromotor control of spontaneous quiet breathing in awake rats evaluated by assessments of diaphragm emg stationarity. J Neurophysiol. 130 (5), 1344-1357 (2023).
  42. Rana, S., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Cervical spinal hemisection alters phrenic motor neuron glutamatergic mRNA receptor expression. Exp Neurol. 353, 114030 (2022).
  43. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Zhan, W. Z., Seven, Y. B., Sieck, G. C. Prolonged c2 spinal hemisection-induced inactivity reduces diaphragm muscle specific force with modest, selective atrophy of type IIx and/or IIb fibers. J Appl Physiol. 114 (3), 380-386 (2013).
  44. Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease. J Vis Exp. 122, e55599 (2017).
  45. Navarrete-Opazo, A., Mitchell, G. S. Recruitment and plasticity in diaphragm, intercostal, and abdominal muscles in unanesthetized rats. J Appl Physiol. 117 (2), 180-188 (2014).
  46. Redfern, M., Hughes, R., Chaffin, D. High-pass filtering to remove electrocardiographic interference from torso emg recordings. Clin Biomech (Bristol, Avon). 8 (1), 44-48 (1993).
  47. Seven, Y. B., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Non-stationarity and power spectral shifts in emg activity reflect motor unit recruitment in rat diaphragm muscle. Respir Physiol Neurobiol. 185 (2), 400-409 (2013).
  48. Christensen, H., Sogaard, K., Jensen, B. R., Finsen, L., Sjogaard, G. Intramuscular and surface emg power spectrum from dynamic and static contractions. J Electromyogr Kinesiol. 5 (1), 27-36 (1995).
  49. Belman, M. J., Sieck, G. C. The ventilatory muscles. Fatigue, endurance and training. Chest. 82 (6), 761-766 (1982).
  50. Belman, M. J., Sieck, G. C., Mazar, A. Aminophylline and its influence on ventilatory endurance in humans. Am Rev Respir Dis. 131 (2), 226-229 (1985).
  51. Levine, S., Gillen, J., Weiser, P., Gillen, M., Kwatny, E. Description and validation of an ecg removal procedure for emgdi power spectrum analysis. J Appl Physiol. 60 (3), 1073-1081 (1986).
  52. Schweitzer, T. W., Fitzgerald, J. W., Bowden, J. A., Lynne-Davies, P. Spectral analysis of human inspiratory diaphragmatic electromyograms. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (1), 152-165 (1979).
  53. Sharp, J. T. The respiratory muscles in emphysema. Clin Chest Med. 4 (3), 421-432 (1983).
  54. Sinderby, C., Spahija, J., Beck, J. Changes in respiratory effort sensation over time are linked to the frequency content of diaphragm electrical activity. Am J Respir Crit Care Med. 163 (4), 905-910 (2001).
  55. Dougherty, B. J., et al. Recovery of inspiratory intercostal muscle activity following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 183 (3), 186-192 (2012).
  56. Lane, M. A., et al. Respiratory function following bilateral mid-cervical contusion injury in the adult rat. Exp Neurol. 235 (1), 197-210 (2012).
  57. Burns, D. P., Murphy, K. H., Lucking, E. F., O’halloran, K. D. Inspiratory pressure-generating capacity is preserved during ventilatory and non-ventilatory behaviours in young dystrophic mdx mice despite profound diaphragm muscle weakness. J Physiol. 597 (3), 831-848 (2019).
  58. Dow, D. E., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. EMG-based detection of inspiration in the rat diaphragm muscle. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2006, 1204-1207 (2006).
  59. Rana, S., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Diaphragm electromyographic activity following unilateral midcervical contusion injury in rats. J Neurophysiol. 117 (2), 545-555 (2017).
This article has been published
Video Coming Soon
Keep me updated:

.

Cite This Article
Khurram, O. U., Fogarty, M. J., Zhan, W., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Assessing Functional Recovery of Eupneic Diaphragm Activity Following Unilateral Cervical Spinal Cord Hemisection in Rats. J. Vis. Exp. (208), e66828, doi:10.3791/66828 (2024).

View Video