Summary

Доступ к мозгу свиньи с помощью высокоскоростной черепной эктомии с пневматическим сверлом

Published: July 05, 2024
doi:

Summary

Этот протокол описывает выполнение краниэктомии с помощью высокоскоростного пневматического сверла на 3-месячной свинье датской породы ландрейс. Доступ осуществляется через лобную кость и открывает вентральную твердую мозговую оболочку и нижележащие полушария головного мозга. Эта процедура позволяет получить доступ к большой части мозга свиньи.

Abstract

Использование свиней в качестве экспериментальной животной модели особенно актуально в исследованиях в области нейробиологии, поскольку центральная нервная система (ЦНС) свиньи и человека имеют много общих функциональных и архитектурных свойств. Следовательно, ожидается, что свиньи будут играть все более важную роль в будущих исследованиях различных неврологических заболеваний. Здесь описывается метод выполнения передней краниэктомии через лобную кость свиньи. После разреза по средней линии и последующего обнажения лобной кости свиньи используются анатомические ориентиры, чтобы обеспечить оптимальное расположение краниэктомии. Путем тщательного и постепенного утончения лобной кости с помощью закругленного сверла достигается прямоугольное отверстие в твердую мозговую оболочку и нижележащие полушария головного мозга. Представленный метод требует определенных хирургических материалов, в том числе пневматического высокоскоростного сверла, и некоторой степени хирургического опыта. Потенциальные осложнения включают непреднамеренное поражение твердой мозговой оболочки или дорсального сагиттального синуса. Тем не менее, метод прост, экономит время и предлагает высокую степень воспроизводимости для исследователей. При правильном выполнении этот метод подвергает воздействию большую часть непораженного мозга свиньи для проведения различных нейромониторинга или анализов.

Introduction

Как правило, животные модели используются, когда практические и/или этические ограничения запрещают использование пациентов для изучения заболеваний или тестирования хирургических методов. Новые животные модели, как правило, создаются для того, чтобы обеспечить новые знания, имеющие трансляционную ценность для условий жизни человека. Грызуны часто используются по практическим и финансовым соображениям, но они имеют ограниченную трансляционную ценность для человека, особенно из-за существенных анатомических различий1. Свиньи, однако, имеют ряд преимуществ по сравнению с грызунами. Мало того, что свиньи имеют несколько общих с человеком ключевых анатомических, физиологических, метаболических и генетических особенностей, но и размер систем органов свиньи может быть сопоставим по весу, чтобы напоминать человеческие органы. Это дает свиньям уникальную роль среди хирургических моделей животных и в процедурном обучении4. Несмотря на то, что использование свиных моделей требует определенных практических и финансовых возможностей по сравнению с использованием грызунов, свиньи предлагают как финансовый, так и этически более приемлемый вариант по сравнению с использованием нечеловекообразных приматов.

Мозг свиньи представляет особый интерес в исследованиях трансляционной нейробиологии. Во-первых, архитектура мозга свиньи похожа на архитектуру мозга человека, поскольку оба мозга являются преимущественно белым веществом и гирецефалическими 3,5,6. Во-вторых, больший размер мозга у свиней по сравнению с грызунами позволяет использовать хирургическое оборудование и различные методы визуализации, эквивалентные тем, которые используются вклинических условиях. Следовательно, впоследние десятилетия в исследованиях в области нейробиологии широко используются различные модели свиней9. Однако большинство таких моделей ЦНС свиней требуют прямого анализа ткани мозга, который может быть получен различными способами (например, имплантация катетеров или электродов, биопсия тканей и т. д.). 10. Поскольку большинство этих методов требуют некоторой степени инструментализации и прямого доступа к мозгу, необходимо рассмотреть различные подходы к хирургическому доступу.

Этот метод включает в себя выполнение передней краниэктомии через лобную кость 3-месячной самке свиньи датской породы ландрас. Общая цель данной рукописи состоит в том, чтобы описать метод обнажения большой части вентрального мозга свиньи через краниэктомию с помощью пневматического высокоскоростного сверла. Первым делом необходимо расположить объект в подходящем положении с поднятой головой. Поскольку черепная коробка свиньи сильно отличается от черепной коробки человека, второй шаг включает в себя планирование установки черепа с использованием различных анатомических ориентиров. Третьим шагом является доступ к основной твердой мозговой оболочке, охватывающей оба полушария, не повреждая ее.

Protocol

Все описанные эксперименты на животных проводились в Университетской больнице Ольборга, Дания, в соответствии с действующим законодательством и с одобрения Датской инспекции по экспериментам на животных (лицензия No 2020-15-0201-00401). Для исследования использовались домашние свиньи, самки в…

Representative Results

Положение головы свиньи в положении лежа на животе обеспечивает оптимальный доступ для хирурга во время процедуры, а использование стабилизирующих мешков с песком снижает риск непреднамеренных смещений положения головы свиньи во время бурения. Во время этой демонстра?…

Discussion

Продемонстрированная процедура включает в себя несколько критически важных этапов. Во-первых, точное планирование места проведения краниэктомии имеет решающее значение из-за состава черепа свиньи. Поскольку толщина лобной кости свиньи увеличивается по боковым краям, размещение отве…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы выражают благодарность за поддержку и технический опыт, которыми поделились сотрудники биомедицинской лаборатории Университетской больницы Ольборга, Дания.

Materials

10 mL plastic syrringes Becton, Dickinson and Company 303219
107 Microdialysis pump M Dialysis P000127  107 Microdialysis Pump
2 mL plastic syrringes Becton, Dickinson and Company 300928
25 mm, 18 G needles Becton, Dickinson and Company 304100
Bair Hugger heater 3M B5005241003
Bair Hugger heating blanket 3M B5005241003
Batery for microdialysis pump M Dialysis 8001788 Battery 6V, 106 & MD Pump
Dissector Karl Storz 223535 Flattended 3 mm dissector
Endotracheal tube size 6.5 DVMed DVM-107860 Cuffed endotracheal tube
Euthasol Vet Dechra Veterinary Products A/S 380019 phentobarbital for euthanazia, 400 mg/mL
Farabeuf Rougine Mahr Surgical Flat headed rougine (12 mm)
Foley Catheter 12 F Becton, Dickinson and Company D175812E Catherter with in-built thermosensor
Intravenous sheath Coris Avanti Avanti Cordis Femoral Sheath 6 F
Microdialysis brain catheters M Dialysis P000050 membrane length 10 mm -shaft 100 mm 4/pkg
Microdialysis syringe M Dialysis 8010191  106 Pump Syringe 20/pkg
Microvials for microdialysis sampling M Dialysis P000001 Microvials 250/pkg
Operating table
Pneumatic high-speed drill Medtronic Medtronic Midas Rex 7 drill
Primus respirator Dräger Respirator with in-built vaporiser for supplementary Sevofluran anesthesia
Rounded diamond drill Medtronic 7BA40D-MN
Self-retaining retractor World Precission Instruments 501722 Weitlander retractor, self-retaining, 14 cm blunt
Sterile Saline Fresnius Kabi 805541 1000 mL
Sterile surgical swaps
Surgical scalpel no 24 Swann Morton 5.03396E+12 Swann Morton Sterile Disposable Scalpel No. 24
Zoletil Vet Virbac Medical mixture for induction of anesthesia

References

  1. Mariager, T., Bjarkam, C., Nielsen, H., Bodilsen, J. Experimental animal models for brain abscess: a systematic review. Br J Neurosurg. , (2022).
  2. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clin Appl. 8, 715-731 (2014).
  3. Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. The pig: A model for human infectious diseases. Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).
  4. Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Vet Pathol. 49 (2), 344-356 (2012).
  5. Lind, N. M., et al. The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders. Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).
  6. Hoffe, B., Holahan, M. R. The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases. Front Physiol. 10, 838 (2019).
  7. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. J Vis Exp. 52, e2652 (2011).
  8. Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., Sørensen, J. C. H., Palomero-Gallagher, N. The telencephalon of the Göttingen minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy. Brain Struct Funct. 222 (5), 2093-2114 (2017).
  9. Hou, N., Du, X., Wu, S. Advances in pig models of human diseases. Animal Model Exp Med. 5 (2), 141-152 (2022).
  10. Munk, M., Poulsen, F. R., Larsen, L., Nordström, C. H., Nielsen, T. H. Cerebral metabolic changes related to oxidative metabolism in a model of bacterial meningitis induced by lipopolysaccharide. Neurocrit Care. 29 (3), 496-503 (2018).
  11. Kyllar, M., et al. Radiography, computed tomography and magnetic resonance imaging of craniofacial structures in pig. J Vet Med C: Anat Histol Embryol. 43 (6), 435-452 (2014).
  12. Mariager, T., et al. Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: A novel porcine model. J Antimicrobial Chemother. , (2024).
This article has been published
Video Coming Soon
Keep me updated:

.

Cite This Article
Mariager, T., Holmen Terkelsen, J., Reidies Bjarkam, C. Accessing the Porcine Brain via High-Speed Pneumatic Drill Craniectomy. J. Vis. Exp. (209), e66788, doi:10.3791/66788 (2024).

View Video