Summary

Desarrollo de un electrodo de electromiografía epimisial de bajo costo: un flujo de trabajo simplificado para la fabricación y las pruebas

Published: April 12, 2024
doi:

Summary

Nuestro propósito era proporcionar una guía actualizada y fácil de seguir sobre la fabricación y las pruebas de electrodos de electromiografía epimisial. Con ese fin, proporcionamos instrucciones para el abastecimiento de materiales y un recorrido detallado del proceso de fabricación y prueba.

Abstract

La electromiografía (EMG) es una valiosa herramienta diagnóstica para detectar anomalías neuromusculares. Los electrodos epimisiales implantables se utilizan habitualmente para medir las señales de EMG en modelos preclínicos. Aunque existen recursos clásicos que describen los principios de la fabricación de electrodos epimisiales, existe una escasez de información ilustrativa que traslada la teoría de los electrodos a la práctica. Para remediar esto, proporcionamos una guía actualizada y fácil de seguir sobre cómo fabricar y probar un electrodo epimisial de bajo costo.

Los electrodos se fabricaron doblando e insertando dos láminas de platino-iridio en una base de silicona precortada para formar las superficies de contacto. A continuación, se soldaron alambres de acero inoxidable recubiertos a cada superficie de contacto para formar los cables de los electrodos. Por último, se utilizó una mezcla de silicona para sellar el electrodo. Se realizaron pruebas ex vivo para comparar nuestro electrodo fabricado a medida con un electrodo estándar de la industria en un baño salino, donde se encontraron altos niveles de concordancia de señal (seno [correlación intraclase – ICC= 0,993], cuadrado [ICC = 0,995], triángulo [ICC = 0,958]) y sincronía temporal (seno [r = 0,987], cuadrado [r = 0,990], triángulo [r = 0,931]) en todas las formas de onda. También se cuantificaron niveles bajos de impedancia del electrodo mediante espectroscopia de impedancia electroquímica.

También se llevó a cabo una evaluación del rendimiento in vivo en la que el músculo vasto lateral de una rata se instrumentó quirúrgicamente con el electrodo fabricado a medida y se adquirió la señalización durante la marcha cuesta arriba y cuesta abajo. Como se esperaba, la actividad máxima de EMG fue significativamente menor durante la caminata cuesta abajo (0,008 ± 0,005 mV) que cuesta arriba (0,031 ± 0,180 mV, p = 0,005), lo que respalda la validez del dispositivo. La fiabilidad y biocompatibilidad del dispositivo también fueron respaldadas por la señalización consistente durante la marcha nivelada a los 14 días y 56 días después de la implantación (0,01 ± 0,007 mV, 0,012 ± 0,007 mV respectivamente; p > 0,05) y la ausencia de inflamación histológica. En conjunto, proporcionamos un flujo de trabajo actualizado para la fabricación y prueba de electrodos epimisiales de bajo costo.

Introduction

La electromiografía (EMG) es una herramienta poderosa para estudiar la actividad eléctrica del músculo. Los registros EMG pueden ser especialmente útiles en modelos animales preclínicos para evaluar la efectividad de las intervenciones para tratar la disfunción neuromuscular. En estos modelos, los electrodos biocompatibles implantables se utilizan comúnmente para evaluar la interfaz neurofisiológica entre las neuronas motoras y las fibras musculares. Estos electrodos implantables pueden proporcionar mediciones localizadas de la excitación muscular y pueden ser diversos en términos de su configuración, forma y material, con el diseño óptimo dictado en última instancia por la ubicación y el uso previsto.

A pesar de su idoneidad para evaluar la excitación muscular en modelos preclínicos, el uso de electrodos epimisiales puede estar limitado por el costo. Como resultado, muchos investigadores utilizan electrodos epimisiales fabricados a medida que se producen internamente. Aunque existen recursos que detallan las consideraciones fundamentales de la fabricación, las pruebas y el uso de electrodos 1,2, existe la necesidad de una guía instructiva actualizada que detalle el abastecimiento, la fabricación y la validación de los electrodos epimisiales utilizando métodos modernos. Informados por los trabajos fundacionales de Loeb y Gans3 y otros en la teoría de electrodos, presentamos instrucciones modernas sobre el abastecimiento y la fabricación de electrodos epimisiales de bajo costo y probamos su rendimiento en una serie de experimentos ex vivo e in vivo. El objetivo es ofrecer una guía fácil de usar para que otros miembros de la comunidad científica obtengan, fabriquen y prueben electrodos epimisiales de bajo costo para uso animal, lo que permite una cuantificación más amplia de la excitación muscular en modelos preclínicos.

En este protocolo, proporcionamos una guía instructiva para el abastecimiento, la fabricación y las pruebas de electrodos epimisiales para uso animal en el laboratorio de electrofisiología moderno. Los parámetros del electrodo elegidos para la fabricación, como la forma, las dimensiones, el área de superficie de contacto, la distancia entre electrodos, la longitud del cable, etc., se seleccionaron para satisfacer nuestras necesidades experimentales y eran comparables a un electrodo epimisial estándar de la industria disponible comercialmente (consulte la Tabla de materiales). Alentamos a otros grupos a modificar estos parámetros para adaptarlos a sus necesidades, además de seleccionar un electrodo estándar de la industria confiable que coincida con su caso de uso.

En un esfuerzo por dar a los lectores una idea relativamente rápida del rendimiento del electrodo, también proporcionamos un ejemplo de un protocolo de prueba ex vivo con la opción de medir la impedancia del electrodo. Además, damos un ejemplo de evaluación del rendimiento de los electrodos in vivo. El experimento ex vivo comparó el electrodo fabricado a medida con un estándar de la industria en un baño salino para imitar condiciones fisiológicas estables. La impedancia también se evaluó ex vivo mediante espectroscopia de impedancia electroquímica (EIS). El experimento in vivo consistió en la implantación quirúrgica del electrodo fabricado a medida en el músculo vasto lateral (VL) de una rata Long Evans hembra de 16 semanas de edad (HsdBlu: LE, Envigo) para medir la señal EMG en condiciones conocidas por provocar una señal alta o baja (cuesta arriba, cuesta abajo, caminando cuesta abajo). Para evaluar la fiabilidad del electrodo fabricado a medida, la señalización EMG se adquirió durante la caminata nivelada después de la recuperación quirúrgica completa y antes del sacrificio (14 días y 56 días después de la implantación, respectivamente). Se llevó a cabo una tinción de hematoxilina-eosina (H&E) en el músculo instrumentado para evaluar la biocompatibilidad del electrodo fabricado a medida.

Protocol

El procedimiento in vivo se llevó a cabo bajo la aprobación del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Michigan (#PRO00010765 de aprobación de IACUC) y de acuerdo con las directrices de los Institutos Nacionales de Salud sobre el cuidado y uso de animales de laboratorio. 1. Abastecimiento y fabricación de electrodos NOTA: La Figura 1 proporciona un res…

Representative Results

Rendimiento ex vivoLos ICC revelaron altos niveles de concordancia entre los electrodos fabricados a medida y los estándar de la industria en todas las formas de onda (seno [ICC = 0,993], cuadrado [ICC = 0,995], triángulo [ICC = 0,958]; p < 0,001). Los diagramas de Bland-Altman también revelaron un alto grado de concordancia de señal entre los electrodos. Los diagramas de Altman insípidos y las correlaciones de Pearson se resumen en la <strong class="xf…

Discussion

Nuestro objetivo era agilizar el proceso de fabricación de EMG, permitiendo una adopción e implementación más amplias de los diseños de electrodos epimisiales, promoviendo así la accesibilidad y avanzando en la investigación neuromuscular. Con este fin, presentamos una guía fácil de usar para obtener, fabricar y probar electrodos epimisiales de bajo costo internamente. Con la esperanza de apoyar a otros grupos de investigación, también proporcionamos plantillas de impresión 3…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado por el Instituto Nacional de Artritis y Enfermedades Musculoesqueléticas y de la Piel Grant R01AR081235 (a L. K. Lepley). Los autores agradecen a las siguientes personas por su contribución a la fabricación y prueba de nuestro electrodo biocompatible: Joel Pingel, Grant Gueller, Akhil Ramesh, Joe Letner, Jacky Tian y Ross Brancati.

Materials

Electrode Materials
            Quantity & price per electrode
Contact surface Prince and Izant PT90/IR10 1.25 mm x 5 mm foil Catalog #1040055  2 per electrode
$7.50 per foil
$15.00 per electrode
PFA coated stainless-steel electrode lead wire  A-M Systems Multi-Stranded PFA-Coated Stainless Steel Wire 50.8 µm strand diameter  Catalog #793500 Dependent on desired lead length (e.g., 9 inch lead wires x2)
$128 per 25 ft spool
$5.12 per foot
$0.42 per inch (x18)
$7.68 per electrode
Folding jig  3D printed
(see .gcode file)
NA NA
Sealant for electrode body Nusil Med-1137 liquid silicone Catalog #MED-1137 1 gram
$344.66 per 2 oz. (59.15 mL)
$5.83 per electrode
Silicone base Implantech Alliedsil Silicone Sheeting-Reinforced, Long Term Implantable (8” x 6”) .007 thick Catalog #701-07  10mm x 5mm sheet
$225.00 per 8 x 6 inch
$0.36 per electrode (10 mm x 5 mm)
 Thinner for sealant mixture Toluene 99.5% ACS Reagent 500mL or Xylene ACS 99.5% Catalog #179418-500 ML 0.75 mL
$25.53 per 500 mL
$0.38 per electrode
Template for perforating silicone base Cutting jig – 3D printed
(see CAD file)
NA NA
Custom-fabricated electrode: $29.25
Industry standard electrode (EP105 EMG Patch Electrode, 2 contacts, single-sided, 7mm x 4mm, MicroProbe for Life Science): $305.00
Additional Fabrication Materials 
               Quantity & price per electrode
3D printing software  Solidworks (Solidworks, 2022)
Micro-Tig welder  Micro-Tig Welder (CD1000SPM, Single Pulse Research and Light Production Resistance Spot Welder, Sunstone) SKU 301010 $3,500
Ultrasonic bath Ultrasonic bath (CPX Series Ultrasonic Bath, Fisherbrand).  15-337-403 NA
Ex Vivo Testing Materials 
            Quantity & price per electrode
Data acquisition platform and software DigitalLynx 4sX Base Cheetah version 6.0 (Neuralynx Inc.)  NA EMG acquisition hardware and software
Electrode interface board (EIB) EIB, EIB16-QC, Neuralynx Inc. 31-0603-0007 NA
Signal generator 5 MHz Function Generator, B&K Precision   4005DDS220V $387.46
Potentiostat PGSTAT1 potentiostat (EcoChemie, Utrecht, Netherlands) NA NA
Stainless steel screw Fine Science Tools 19010-00 $98
Ex Vivo Testing Materials 
            Quantity & price per electrode
Rodent treadmill  Exer 3/6 Open Treadmill, Columbus Instruments NA NA
Dental cement Excel Formula® Pourable Dental Material, St. George Technology Inc. #24211 $125.60
Light microscope Keyence BZ-X800, Keyence Corporation, Osaka, Japan  NA NA
Motion capture system Optitrack Color Camera, Optitrack, NaturalPoint Inc. NA NA
Peak detection algorithm “SciPy.signal.find_peaks – SciPy v1.8.1 Manual”, 2022 NA NA
Python software Python Software Foundation. Python Language Reference, version 3.9. Available at http://www.python.org NA NA
Rat HsdBlu: LE, Envigo 140 NA
Statistical sotware GraphPad Prism version 10.0.0 (GraphPad Software, Boston, Massachusetts USA) NA NA

References

  1. Grandjean, P. A., Mortimer, J. T. Recruitment properties of monopolar and bipolar epimysial electrodes. Ann. Biomed. Eng. 14 (1), 53-66 (1986).
  2. Memberg, W. D., Stage, T. G., Kirsch, R. F. A fully implanted intramuscular bipolar myoelectric signal recording electrode. Neuromodulation J. Int. Neuromodulation Soc. 17 (8), 794-799 (2014).
  3. Loeb, G. E., Gans, C. . Electromyography for Experimentalists. , (1986).
  4. Boehler, C., Carli, S., Fadiga, L., Stieglitz, T., Asplund, M. Tutorial: guidelines for standardized performance tests for electrodes intended for neural interfaces and bioelectronics. Nat. Protoc. 15 (11), 3557-3578 (2020).
  5. Patel, P. R., et al. Insertion of linear 8.4 µm diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings. J. Neural Eng. 12 (4), 046009 (2015).
  6. Richie, J. M., et al. Open-source toolkit: benchtop carbon fiber microelectrode array for nerve recording. J. Vis. Exp. (176), e63099 (2021).
  7. Sarolic, A., Skalic, I., Deftu, A., Sapunar, D. Impedance measurement of bipolar stimulation electrodes immersed in medium. , 1-2 (2018).
  8. Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. Principles of rodent surgery for the New Surgeon. J. Vis. Exp.: JoVE. (47), e2586 (2011).
  9. Zealear, D., Li, Y., Huang, S. An implantable system for chronic in vivo electromyography. J. Vis. Exp. JoVE. (158), e60345 (2020).
  10. Butterfield, T. A., Leonard, T. R., Herzog, W. Differential serial sarcomere number adaptations in knee extensor muscles of rats is contraction type dependent. J. Appl. Physiol. Bethesda Md 1985. 99 (4), 1352-1358 (2005).
  11. Farago, E., MacIsaac, D., Suk, M., Chan, A. D. C. A review of techniques for surface electromyography signal quality analysis. IEEE Rev. Biomed. Eng. 16, 472-486 (2023).
  12. Raez, M. B. I., Hussain, M. S., Mohd-Yasin, F. Techniques of EMG signal analysis: detection, processing, classification and applications. Biol. Proced. Online. 8, 11-35 (2006).
  13. Tankisi, H., et al. Standards of instrumentation of EMG. Clin. Neurophysiol. 131 (1), 243-258 (2020).
  14. Kumar, A., Accorsi, A., Younghwa, R., Mahasweta, G. Do’s and don’ts in the preparation of muscle cryosections for histological analysis. J. Vis. Exp. JoVE. (99), e52793 (2015).
  15. Wang, C., Yue, F., Kuang, S. Muscle histology characterization using H&E staining and muscle fiber type classification using immunofluorescence staining. Bio-Protoc. 7 (10), e2279 (2017).
  16. Kreifeldt, J. G. Signal versus noise characteristics of filtered EMG used as a control source. IEEE Trans. Biomed. Eng. BME-18 (1), 16-22 (1971).
  17. Farina, D., Yoshida, K., Stieglitz, T., Koch, K. P. Multichannel thin-film electrode for intramuscular electromyographic recordings. J. Appl. Physiol. 104 (3), 821-827 (2008).
  18. Muceli, S., et al. Decoding motor neuron activity from epimysial thin-film electrode recordings following targeted muscle reinnervation. J. Neural Eng. 16 (1), 016010 (2018).
  19. Guo, L., Guvanasen, G., Tuthill, C., Nichols, T., Deweerth, S. . Characterization of a Stretchable Multielectrode Array for Epimysial Recording. , 694 (2011).
  20. Zwarts, M. J., Stegeman, D. F. Multichannel surface EMG: basic aspects and clinical utility. Muscle Nerve. 28 (1), 1-17 (2003).
  21. Koch, K. P., Leinenbach, C., Stieglitz, T. Fabrication and test of robust spherical epimysial electrodes for lower limb stimulation. Aalb. Den. , (2000).
  22. Uhlir, J. P., Triolo, R. J., Davis, J. A., Bieri, C. Performance of epimysial stimulating electrodes in the lower extremities of individuals with spinal cord injury. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. 12 (2), 279-287 (2004).
  23. Deer, T. R., et al. The appropriate use of neurostimulation: new and evolving neurostimulation therapies and applicable treatment for chronic pain and selected disease states. Neuromodulation Technol. Neural Interface. 17 (6), 599-615 (2014).
  24. Ortiz-Catalan, M., Brånemark, R., Håkansson, B., Delbeke, J. On the viability of implantable electrodes for the natural control of artificial limbs: Review and discussion. Biomed. Eng. OnLine. 11, 33 (2012).
  25. Sando, I. C., et al. Regenerative peripheral nerve interface for prostheses control: electrode comparison. J. Reconstr. Microsurg. 32 (3), 194-199 (2016).

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Stoneback, L., Fullano, G. D., White, M. S., Naaz, S., Lepley, L. K. Development of a Low-cost Epimysial Electromyography Electrode: A Simplified Workflow for Fabrication and Testing. J. Vis. Exp. (206), e66744, doi:10.3791/66744 (2024).

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