В этой статье мы представляем воспроизводимый метод создания и поддержания долгосрочных органотипических срезов спинного мозга, трансплантированных с нейральными стволовыми клетками, в качестве модели ex vivo для тестирования клеточной заместительной терапии.
Резолутивные методы лечения травм спинного мозга (ТСМ) до сих пор отсутствуют из-за сложной патофизиологии. Один из наиболее перспективных регенеративных подходов основан на трансплантации стволовых клеток для замены утраченных тканей и содействия функциональному восстановлению. Этот подход должен быть дополнительно изучен in vitro и ex vivo на предмет безопасности и эффективности, прежде чем приступать к более дорогостоящим и трудоемким испытаниям на животных. В этой работе мы демонстрируем создание долгосрочной платформы на основе органотипических срезов спинного мозга (СК) мыши, трансплантированных с нервными стволовыми клетками человека, для тестирования клеточной заместительной терапии ТСМ.
Стандартные органотипические культуры СК сохраняют в течение 2 или 3 недель in vitro. В этой статье мы опишем оптимизированный протокол для долгосрочного обслуживания (≥30 дней) на срок до 90 дней. Среда, используемая для долгосрочного культивирования срезов SC, также была оптимизирована для трансплантации нейральных стволовых клеток в органотипическую модель. Клетки нейроэпителиального ствола человека (h-SC-NES), полученные из СК человека, несущие репортер зеленого флуоресцентного белка (GFP), были трансплантированы в срезы СК мыши. Через тридцать дней после трансплантации клетки все еще демонстрируют экспрессию GFP и низкую частоту апоптоза, что позволяет предположить, что оптимизированная среда поддерживала их выживание и интеграцию внутрь ткани. Этот протокол представляет собой надежный эталон для эффективного тестирования клеточной заместительной терапии в тканях СК. Эта платформа позволит исследователям проводить предварительный скрининг ex vivo различных методов трансплантации клеток, помогая им выбрать наиболее подходящую стратегию, прежде чем приступать к экспериментам in vivo .
Травматическое повреждение спинного мозга (ТСМ) имеет разрушительные физические, психологические и экономические последствия для пациентов и лиц, осуществляющих уход1. Было предпринято много попыток стимулировать регенерацию аксонов при ТСМ с помощью различных подходов 2,3,4, и некоторые положительные эффекты были продемонстрированы за счет формирования нейрональных реле между проксимальными и дистальными нейронами в месте повреждения с помощью клеточной заместительной терапии. Интерес к клеточной терапии все ещерастет5, поскольку трансплантированные клетки могут играть множество ролей, включая обеспечение трофической поддержки, иммунную модуляцию, регенерацию утраченных нейронных цепей путем индукции пластичности, замену клеток и ремиелинизацию аксонов.
В последнее время основные усилия в этой области сосредоточены на нейронных стволовых/прогениторных клетках человека (НСК/НПК)7. Несколько исследований показывают, что НСК/НПК модулируют ответ астроцитов8, способствуют секреции прорегенеративных факторов 9,10 и заменяют недостающие нейрональные клетки при ТСМ11,12. Тем не менее, исследования, которые поддерживают дифференцировку трансплантированных клеток в функциональные нейроны, все еще слабы. Более того, выживаемость и дифференцировка трансплантированных клеток в поврежденном спинном мозге (СК)низки13, возможно, потому, что трансплантированным клеткам требуется несколько недель и даже месяцев для дифференцировки in vivo. Кроме того, современные исследования не полностью прояснили многие биохимические, молекулярные, клеточные и функциональные аспекты клеточной заместительной терапии. В этом контексте необходимы простые, быстрые и экономически эффективные модели для изучения механизмов приживления клеток, способности привитых клеток к пролиферации, дифференцировке в определенные типы или субпопуляции клеток, а также образованию синапсов с резидентными нейронами.
Интеграция гистологических исследований в электрофизиологическую запись и профилирование транскриптома и протеома необходима для полного понимания молекулярного каскада, происходящего после трансплантации клеток. Это, безусловно, ускорит разработку и валидацию новых методов заместительной клеточной терапии в доклинических моделях и клинических исследованиях. Действительно, на сегодняшний день использование грызунов, крупных животных и нечеловекообразных приматов имеет смысл для выяснения многих клеточных процессов послетрансплантации. Однако из-за высокой стоимости, высокого этического воздействия, а также сложности организма, их использование часто не является простым или недостаточным для разгадки биохимических и молекулярных процессов. Кроме того, они могут иметь множество недостатков, коррелирующих с биологическими различиями, как межвидовыми (метаболизм), так и внутривидовой изменчивостью (пол, возраст). Эти факторы, вместе с внешними факторами, такими как стрессовые ситуации, могут изменить исход эксперимента и их предсказуемость с точки зрения терапевтического воздействия на человека 15,16,17.
Таким образом, многие группы используют 2D клеточные культуры in vitro и органотипические срезы ex vivo (культуры ex vivo) в дополнение к животным моделям. Двумерная клеточная культура является наиболее часто используемой системой для изучения специфических биологических процессов на уровне отдельных клеток и/или клеточной популяции. Тем не менее, монослойные клеточные культуры не отражают сложность, обнаруженную в организме в целом. Отсутствие тканевых структур и физиологической среды не позволяет системам 2D-культивирования в полной мере имитировать ключевые структурные, морфологические и функциональные аспекты исследуемой ткани 18,19,20.Органотипические культуры могут преодолеть некоторые из этих проблем. Органотипические модели основаны на эксплантации фрагмента ткани или органа и поддержании его ex vivo в течение ограниченного периодавремени 21,22. В частности, срезы эксплантированной ткани генерируются с точной толщиной, что позволяет питательным веществам легко достигать почти всех клеток в срезах. Они могут генерироваться из различных областей центральной нервной системы, таких как гиппокамп, гипоталамус, мозжечок, таламус, кора головного мозга, черная и стриатумная субстанции, а также спинной мозг23. Органотипические культуры сохраняют тканевую архитектуру, пространственное распределение клеток, клеточное разнообразие и среду обитания (т.е. состав внеклеточного матрикса) органа происхождения. Более того, они сохраняют первоначальную нейронную активность, связи между клетками и, в частности, цепи на короткие расстояния после экспланта.
Эти аспекты обеспечивают некоторые преимущества для культур ex vivo по отношению как к монослойным культурам, так и к животным моделям. Они сохраняют ключевые особенности тканей, обнаруженные in vivo, но с уменьшением затрат и возможностью проведения различных видов молекулярных, клеточных и функциональных экспериментов с точной регуляцией параметров культуры окружающей среды 24,25,26,27,28,29. Органотипические срезы также могут быть использованы для разработки моделей различных неврологических расстройств путем имитации ключевых гистопатологических особенностейконкретных состояний. Кроме того, сохранение исходной многоклеточной тканевой среды делает их подходящими платформами для скрининга лекарств и тестирования нейропротекторных и нейрорегенеративных молекул и материалов.
В данной работе мы предлагаем использовать СК органотипические культуры в качестве модели для оптимизации трансплантаций НСК. Это нетривиально, поскольку требуются оптимальные условия культивирования, чтобы гарантировать выживание как хозяина (ткани СК), так и трансплантата (НСК) в течение нескольких недель. Различные исследовательские группы прививали к органотипическим культурам, полученным от мозга и SC-производным, различные типы клеток. В большинстве работ была показана трансплантация мезенхимальных стволовых клеток 31,32,33, обонятельных клетокоболочки 34 или НСК 35,36,37,38,39,40 и оценивались взаимодействия приживленных клеток с клетками-хозяевами, выживаемость всей системы, а также дифференцировались ли трансплантированные клетки в нейроны или нейроноподобные клетки Внутри тканевой среды ex vivo 32,33,41. Некоторые из них оценивали регенеративный потенциал клеток после трансплантации, наблюдая за их аксональным ростом внутри ткани 37,40,41, миелинизирующей способностью привитых предшественников олигодендроцитов 42, миграцией привитых клеток в ткань хозяина43 и высвобождением ли трансплантированные клетки факторов, подталкивающих к прорегенеративной среде31. Одним из ограничений текущих исследований является то, что они не изучают приживление в течение долгосрочного периода.
Учитывая, что НСК, по-видимому, требуется несколько недель для дифференцировки in vivo 44,45, данное исследование сосредоточено на том, как генерировать и поддерживать долгосрочные (≥30 дней) мышиные срезы СК в течение 90 дней. Было обнаружено, что срезы сохраняют свою первоначальную анатомическую структуру и поддерживают низкую и стабильную скорость апоптоза с течением времени и высокую жизнеспособность клеток. Мы наблюдали диффузную экспрессию нейрональных маркеров РНК-связывающих fox-1 гомолога 3 (RBFOX3) и легкой цепи нейрофиламентов (NFL), причем последняя демонстрирует тенденцию к увеличению аксонального прорастания вокруг срезов с течением времени, что свидетельствует об их здоровом состоянии. Кроме того, мы успешно трансплантировали в SC-срезы GFP-экспрессирующие человеческие SC-производные нейроэпителиальные стволовые клетки (h-SC-NES) человека на первых этапах дифференцировки нейронов. Трансплантат НСК сохраняли в течение 30 дней после трансплантации, и клетки демонстрировали экспрессию GFP в течение всего периода в культуре. Также было обнаружено, что скорость апоптотического нахождения клеток на следующий день после трансплантации (DPT) 30 соответствует значению скорости апоптоза, наблюдаемому при DPT 7 в тех же клетках40. Клетки, казалось, приживались в тканевой среде и выживали до нескольких недель.
Таким образом, наши данные показывают, что можно сохранять в культуре SC-органотипические срезы в течение 3 месяцев без нарушения их исходной цитоархитектоники и тканевой среды. Самое главное, что их можно использовать для тестирования клеточной терапии, прежде чем приступать к эксперименту in vivo , что снижает затраты и время эксперимента. Здесь мы подробно проиллюстрируем все этапы создания органотипических срезов мышиного SC и способы их хранения в течение длительных периодов (≥30 дней). Кроме того, мы подробно объясняем, как выполнять трансплантацию NPC в срезы и как поддерживать их для последующего анализа.
До сих пор не существует эффективного лечения пациентов с ТСМ. Были опробованы различные подходы, и один из наиболее перспективных основан на регенеративной стратегии – замене клеток. В настоящее время достижения в области регенеративной медицины требуют новых платформ для проверки эффективности и безопасности клеточных трансплантатов, отдельно или в сочетании с другими подходами. Их доклиническая валидация имеет важное значение для проведения дальнейших клинических исследований. Органотипические культуры СК являются полезной платформой для изучения различных аспектов нейродегенерации, нейронной регенерации и нейроразвития, а также для исследования эффективности новых терапевтических подходов23. В частности, специфические особенности органотипических культур, такие как сохранение исходной гистоархитектуры и состава клеток и микроокружения, являются полезными для разгадки динамики трансплантации, такой как приживление клеток, интеграция, дифференцировка и созревание.
В соответствии с опубликованными протоколами, органотипические срезы СК могут сохраняться в культуре в течение примерно 2-3 недель в здоровых условиях, что ограничивает их использование для долгосрочных исследований и функционального скрининга, необходимых для тестирования схем клеточной терапии. Изучение важных процессов, таких как дифференцировка и созревание для правильной судьбы трансплантированных клеток внутри ткани СК, требует долгосрочного мониторинга. Эти клеточные процессы имеют решающее значение при обычной трансплантации на животных моделях. Наличие системы ex vivo , которая имитирует многие функции, присутствующие in vivo , было бы полезно на этапе доклинического скрининга.
По этой причине в данной работе мы предлагаем оптимальный долгосрочный (≥30 дней) метод органотипического культивирования СК, позволяющий сохранять жизнеспособность СК срезов до 90 дней, втрое превышая их обычные сроки культивирования. Кроме того, мы демонстрируем стабильное приживление клеток h-SC-NES внутри срезов SC и поддержание культуры трансплантата в течение 30 дней. Мы контролировали приживление клеток с течением времени, наблюдая за экспрессией GFP, чтобы проверить выживаемость клеток до DPT 30. После 30 DPT мы оценивали частоту апоптоза клеток. Влитературе сообщалось об оценке апоптоза трансплантированных клеток h-SC-NES в SC-срезах при 7 DPT. В данной работе мы расширили анализ клеточного апоптоза при DPT 30, чтобы сравнить частоту апоптоза по отношению к более ранней временной точке (DPT 7). Мы обнаружили, что наши данные согласуются с литературой, предполагающей, что трансплантированные h-SC-NES клетки выживают и в более поздний момент времени, если они поддерживаются в культуральных условиях, оптимизированных в нашей работе. Эта усовершенствованная долгосрочная платформа ex vivo сама по себе и в конфигурации трансплантации поможет исследователям в доклиническом скрининге трансплантаций стволовых клеток на ТСМ. Это позволит им определить наилучших кандидатов на клетки для дальнейших исследований in vivo , способствующих успеху трансплантаций. Более того, после первоначального скрининга органотипические срезы СК также могут быть использованы параллельно с исследованиями in vivo для подтверждения и подтверждения долгосрочной клеточной динамики и поведения, наблюдаемых на животных моделях, или для поддержки механистических исследований.
В нашем протоколе подробно описано, как создать эту долгосрочную органотипическую модель, но также следует обсудить некоторые важные шаги. Что касается создания органотипических культур СК, то во время операции и на первых этапах культивирования возникают некоторые проблемы. Хорошо выполненная хирургическая процедура необходима для создания срезов, которые сохраняют исходную гистоархитектуру. Если СК разрушается во время изоляции, срезы могут потерять свою типичную анатомическую структуру, а повреждение тканей может вызвать чрезмерное провоспалительное повреждение, приводящее к нездоровым условиям и гибели клеток. Наиболее сложным этапом операции является извлечение СК из позвоночника и удаление мозговых оболочек из изолированного СК. Успех этих этапов зависит от опыта оператора; Поэтому рекомендуется провести период обучения перед началом экспериментов.
Корональное сечение СК с помощью измельчителя также является сложным этапом. Изолированный SC должен быть размещен на режущей деке точно перпендикулярно лезвию. Оператор также должен расположить лезвие перпендикулярно режущей деке. Эти меры предосторожности необходимы для обеспечения генерации воспроизводимых срезов в одних и тех же и разных экспериментах. Еще одним важным моментом является то, что время на операцию ограничено: вся процедура генерации среза должна занимать ~30 минут. Если оператор потратит больше времени на хирургию и разрез, ткань СК пострадает, и это может нарушить успех посева и следующие этапы эксперимента.
После того, как срезы размещены на пленке культуры, важно правильно их подкормить. GDNF необходим для поддержания восстановления и выживания тканей. Резка измельчителем травматична для ткани, и по этой причине срезы помещаются вскоре после разреза в ледяную среду для препарирования, чтобы очистить избыток провоспалительных и способствующих смерти молекул. Затем срезы помещают на мембраны культур (вставки для клеточных культур) со свежей средой, модифицированной GDNF, чтобы способствовать более быстрому восстановлению и адгезии среза к мембране. GDNF следует добавлять в среду каждый день в течение первой недели в культуре из-за его короткого периода полураспада50,51. Мы заметили, что срезы нуждаются в постоянном присутствии GDNF в течение первых дней в культуре, чтобы способствовать восстановлению и жизнеспособности тканей. В любом случае, поскольку присутствие GDNF важно в течение всего периода культивирования, настоятельно не рекомендуется прерывать введение GDNF в последующие моменты времени.
В течение первой недели в культуре также важно проверить срезы макроскопически на глаз и под микроскопом. Полупрозрачная ткань и прозрачность границ являются признаками правильного сцепления срезов с мембраной и жизнеспособной ткани. Некротизированная ткань будет казаться чрезвычайно белой на первый макроскопический взгляд, а некротические участки будут казаться темно-серыми под микроскопом. После нескольких недель в культуре морфология ткани может измениться: на этот процесс могут влиять движения клеток и адгезия тканей к мембране. Мы наблюдали, например, потерю центрального просвета в некоторых срезах, заполненных клетками, и потерю морфологии дорсального и вентрального рога. Это происходит в основном с более мелкими срезами, при этом большинство из них сохраняют анатомическую структуру, близкую к исходной. Срезы обычно образуются из поясничного или грудного отделов, потому что таким образом они могут иметь размер, соответствующий для сохранения своей первоначальной гистоархитектуры с течением времени: если они слишком малы, они теряют свою архитектуру, в то время как если они слишком большие, центральная область может подвергнуться некрозу. Таким образом, мы использовали поясничный отдел мышиных детенышей для создания срезов с подходящим размером для оптимального долгосрочного культивирования, но, в принципе, можно рассмотреть и другие сегменты. Более того, мы выбрали поясничный отдел, потому что вентральный и дорсальный отделы более различимы друг от друга. Кроме того, в этой области представлены участки тканей с более высоким процентом моторных нейронов и серого вещества, которые представляют интерес для клеточной заместительной терапии при ТСМ. Что касается трансплантации клеток в срезы, основная проблема связана с поломкой стеклянного кончика микроиглы. Если отверстие для прохождения клеток слишком большое, это может привести к повреждению ткани СК во время микроинъекции. Если она слишком мала, накопление клеток может затруднить введение иглы, затрудняя процесс трансплантации. Процедура трансплантации должна быть завершена в течение 1 часа, чтобы свести к минимуму страдания и гибель клеток.
Предложенный протокол является оптимальным и универсальным инструментом для проведения различных видов исследований. Здесь мы применяем нашу долгосрочную платформу для валидации трансплантации клеток h-SC-NES на первых этапах дифференцировки внутрь мышиной ткани SC в течение 30 дней. Основной новизной предложенного подхода является оптимизация протокола совместной культуры. Компоненты GM поддерживают долгосрочную выживаемость нейронов SC-срезов и трансплантированных клеток h-SC-NES. Действительно, ГМ, будучи средой, не содержащей сыворотки, поддерживает дифференцировку трансплантированных клеток в сторону нейронной судьбы по отношению к среде, ранее использованной для органотипической культуры срезов47.
Что касается предложенных моделей для ТСМ, то эксперименты обычно проводятся на взрослых мышах. До сих пор наиболее существенные различия между неонатальным и взрослым СК связаны с более высоким регенеративным потенциалом, обнаруженным у новорожденных по сравнению со взрослыми мышами52. Тем не менее, такие различия никак не влияют на тип протокола, который мы предлагаем, поскольку здесь мы фокусируемся на реакции трансплантированных клеток на среду принимающей ткани, а не на способности резидентных нейронов к регенерации. Еще одно различие между новорожденными и взрослыми мышами после ТСМ связано с формированием глиального рубца, который возникает у взрослых. Этот аспект не учтен в предлагаемой модели, которая не учитывает сложные физиопатологические процессы, возникающие в результате первичных и вторичных травм.
Что касается приложений, платформа также может быть использована для исследования интеграции между трансплантированными клетками с резидентными цепями, присутствующими в органотипической модели SC. Инструменты генной инженерии уже использовались в ЦНС для оценки синаптической связности и могут быть использованы в этом отношении 53,54,55. В частности, интеграция может быть исследована и валидирована путем оценки формирования синапсов между привитыми клетками и тканью SC ex vivo. Эти долгосрочные органотипические культуры также могут быть использованы для тестирования нейропротекторных и нейрорегенеративных агентов или новых молекул/материалов, а также для изучения нейродегенеративных заболеваний, связанных с СК. Для изучения специфических нейродегенеративных расстройств протокол должен быть адаптирован для культивирования срезов СК, полученных из соответствующих моделей, таких как трансгенные мыши, несущие специфические мутации, связанные с патологией, на соответствующей стадии патологии (т.е. неонатальная, ювенильная, взрослая). В заключение следует отметить, что наш протокол и органотипические культуры в целом, являясь эксплантамтами конкретного органа, обладают особенностями, которые устраняют разрыв между 2D-культурами клеток и моделями in vivo, подтверждая их как бесценный инструмент как для фундаментальных исследований, так и для доклинических испытаний.
The authors have nothing to disclose.
Исследование было поддержано Фондом Wings for Life (WFL-IT-20/21), Европейским союзом Next Generation EU-National Recovery and Resilience Plan (NRRP) – миссия 4 компонент 2, инвестиции n. 1.4-CUP N. B83C22003930001 (Tuscany Health Ecosystem-THE, Spoke 8) и Marina Romoli Onlus. Данная рукопись отражает только взгляды и мнения авторов, ни Европейский Союз, ни Европейская комиссия не могут считаться ответственными за них. Данные и метаданные доступны на Zenodo 10.5281/zenodo.10433147. Изображения были сгенерированы с помощью Biorender https://www.biorender.com/.
anti-cleaved Caspase-3, (Asp175) (5A1E) (Rabbit) | Cell Signaling Technology | 9661S | 1:400 |
anti-GFP (Mouse) – monoclonal | Sigma/Merck | G6539 | 1:400 |
anti-Human Nuclei (Mouse) – monoclonal, clone 235-1 | Sigma/Merck | MAB1281 | 1:400 |
anti-Human Nuclei (Rabbit) | NeoBiotechnologies | RBM5-346-P1 | 1:400 |
anti-NeuN (RBFOX3) (Rabbit) – polyclonal | Sigma/Merck | ABN78 | 1:400 |
anti-NFL (Mouse) | Sigma/Merck | MAB1615 | 1:400 |
anti-NFL H-Phospho (Rabbit) -polyclonal | Biologend | 840801 | 1:500 |
Aqua Polymount | Poly-sciences | 18606-20 | |
B-27 | Gibco | 17504-044 | |
BDNF | Gibco | PHC7074 | |
Blades | Leica | 118364227 | |
Cell culture graded water | Sigma/Merck | W3500-500ML | |
Collagen from rat tail | Sigma/Merck | C7661 | |
Confocal microscope – A1 Confocal Microscope (Eclipse Ti) | Nikon | ||
D(+)-Glucose | Sigma/Merck | G7021 | |
Dissecting Forceps | World Precision Instruments | 15915 | |
DMEM/F12 | Gibco | 31330 | |
DPBS | Sigma/Merck | D8537 | |
EGF | Sigma/Merck | gf144 | |
FBS | Gibco | 10270-106 | |
FGF-2 | Stemgent | 03-0002 | |
GDNF | Sigma/Merck | SRP3200 | |
Glass capillaries, 3.5" | Drummond Scientific Company | 3-000-203-G/X | |
Glutamax | Gibco | 35050-038 | |
Goat-anti Mouse IgG Alexa Fluor 488 | Thermo Fisher Scientific | A11029 | |
Goat-anti Mouse IgG Alexa Fluor 647 | Thermo Fisher Scientific | A21236 | 1:500 |
Goat-anti Rabbit IgG Alexa Fluor 568 | Thermo Fisher Scientific | A11011 | 1:500 |
Goat-anti Rabbit IgG Alexa Fluor 647 | Thermo Fisher Scientific | A21244 | 1:500 |
Graph Pad-Prism | Dotmatics | Software for Statistical Analysis | |
HBSS | Gibco | 14025-050 | 1:500 |
HEPES | Gibco | 15630-056 | |
Hoechst 33342 | Thermo Fisher Scientific | H3570 | |
Horse Serum | Gibco | 16050-122 | |
Insulin | Sigma/Merck | I9278 | |
Laminin | Sigma/Merck | L2020 | |
Lentiviral prep | Addgene | 17446-LV | |
L-Glutamine | Thermo Fisher Scientific | 25030024 | |
LIVE/DEAD Viability/Cytotoxicity assay kit | Thermo Fisher Scientific | L32250 | |
McIlwain Tissue Chopper | World Precision Instruments | ||
MEM | Gibco | 11090-081 | |
Microloader tips | Eppendorf | 5242956003 | to load cells in the needle for transplantation |
Microscope slides | VWR | 631-0909 | |
Millicell cell culture membrane | Sigma/Merck | PICM0RG50 | |
Miscroscope cover glasses | VWR | ECN 631-1572 | |
N-2 | Gibco | 17502-048 | |
Neurobasal | Gibco | 21103-049 | |
Penicillin/Streptomycin | Thermo Fisher Scientific | 15140122 | |
Petri dish (35mm) | VWR | 734-2317 | |
PFA | Sigma/Merck | P6148-500G | |
Plastic pasteur pipette | Sarstedt | 86.1171.010 | |
Pneumatic PicoPump | World Precision Instruments | PV830 | Microinjector for transplantation |
Poly-L-lysine | Sigma/Merck | P4707 | |
Scalpel blade No 10 Sterile Stainless Steel | VWR International | SWAN3001 | |
Scalpel handle #3 | World Precision Instruments | 500236 | |
Spring Scissors | World Precision Instruments | 501235 | |
Stereomicroscope for imaging and acquisition | Nikon | SMZ18 | |
Stereomicroscope for surgery | VWR | ||
Triton X-100 | Merck | T8787 | |
Tweezers-Dumont #5-inox | World Precision Instruments | 501985 | |
Vannas Scissors, 8.5 cm | World Precision Instruments | 500086 | |
Vertical micropipette puller | Shutter Instrument | P-30 | |
Y-27632 | R&D Systems | 1254/50 |