La generazione di anione superossido è essenziale per la stimolazione delle piastrine e, se disregolata, fondamentale per le malattie trombotiche. Qui, presentiamo tre protocolli per la rilevazione selettiva di anioni superossido e lo studio della regolazione piastrinica redox-dipendente.
Le specie reattive dell’ossigeno (ROS) sono molecole altamente instabili contenenti ossigeno. La loro instabilità chimica li rende estremamente reattivi e conferisce loro la capacità di reagire con importanti molecole biologiche come proteine, acidi nucleici e lipidi. Gli anioni superossido sono importanti ROS generati dalla riduzione della riduzione molecolare dell’ossigeno (cioè l’acquisizione di un elettrone). Nonostante le loro implicazioni iniziali esclusivamente nei processi di invecchiamento, degenerativi e patogeni, la loro partecipazione a importanti risposte fisiologiche è recentemente diventata evidente. Nel sistema vascolare, è stato dimostrato che gli anioni superossido modulano la differenziazione e la funzione delle cellule muscolari lisce vascolari, la proliferazione e la migrazione delle cellule endoteliali vascolari nell’angiogenesi, la risposta immunitaria e l’attivazione delle piastrine nell’emostasi. Il ruolo degli anioni superossido è particolarmente importante nella disregolazione delle piastrine e nelle complicanze cardiovascolari associate a una pletora di condizioni, tra cui cancro, infezioni, infiammazioni, diabete e obesità. È quindi diventato estremamente rilevante nella ricerca cardiovascolare essere in grado di misurare efficacemente la generazione di anioni superossido da parte delle piastrine umane, comprendere i meccanismi redox-dipendenti che regolano l’equilibrio tra emostasi e trombosi e, infine, identificare nuovi strumenti farmacologici per la modulazione delle risposte piastriniche che portano a trombosi e complicanze cardiovascolari. Questo studio presenta tre protocolli sperimentali adottati con successo per la rilevazione di anioni superossido nelle piastrine e lo studio dei meccanismi redox-dipendenti che regolano l’emostasi e la trombosi: 1) rivelazione di anioni superossido a base di diidroetidio (DHE) mediante citometria a flusso; 2) Visualizzazione e analisi di anioni superossido basati su DHE mediante imaging di singole piastrine; e 3) quantificazione basata su sonda di spin dell’output di anioni superossido nelle piastrine mediante risonanza paramagnetica elettronica (EPR).
L’anione superossido (O2•-) è il ROS più rilevante dal punto di vista funzionale generato nelle piastrine1. O2•- è il prodotto della riduzione dell’ossigeno molecolare ed è il precursore di molti ROS 2 diversi. La dismutazione di O2•- porta alla generazione di perossido di idrogeno (H2O2) tramite reazioni spontanee in soluzione acquosa o reazioni catalizzate da superossido dismutasi (SODs3). Sebbene siano state suggerite diverse fonti enzimatiche (ad esempio, xantina ossidasi4, lipossigenasi5, cicloossigenasi6 e ossido nitrico sintasi7), la respirazione mitocondriale 8,9 e la nicotinammide adenina dinucleotide fosfato-ossidasi (NOX)10 sono le fonti più importanti di anione superossido nelle cellule eucariotiche. Questo sembra essere anche il caso delle piastrine, dove la perdita di elettroni dalla respirazione mitocondriale 11,12 e l’attività enzimatica dei NOX13,14 sono stati descritti come i principali contributori all’output di anione superossido.
Sebbene diversi studi si siano concentrati sulla regolazione delle piastrine da parte di O2•-, non c’è consenso riguardo ai meccanismi molecolari responsabili. La modulazione dell’attività dei recettori di superficie attraverso l’ossidazione diretta e la formazione di legami disolfuro è stata proposta per diversi recettori piastrinici. E’ stata suggerita la regolazione positiva dell’integrina αIIbβ3 da parte dei ROS attraverso l’ossidazione diretta dei residui di cisteina 15,16,17. Allo stesso modo, poiché le risposte piastriniche al collagene dipendono dalla dimerizzazione disolfuro-dipendente e dalla conseguente dimerizzazione della glicoproteina VI (GPVI)18, è stato proposto il potenziamento dell’attività del recettore mediante ossidazione ROS-dipendente19, sebbene non completamente dimostrato sperimentalmente. Infine, è stato dimostrato che l’ossidazione indotta da ROS dei gruppi sulfidrilici della glicoproteina Ib (GPIb) promuove l’adesione piastrinica e l’interazione piastrina-leucocitaria durante l’infiammazione20. Al contrario, come possibile conseguenza della diminuzione dell’ossidazione del gruppo sulfidrilico e dell’attivazione del recettore, la perdita dell’ectodominio sia di GPVI che di GPIb è diminuita dalle condizioni riducenti21.
Sono stati proposti anche modi di azione indipendenti da un’ossidazione diretta dei recettori di superficie piastrinica. È stato dimostrato che i ROS, incluso l’O2•-, modulano positivamente il recettore del collagene GPVI attenuando l’attività della proteina tirosina fosfatasi 2 (SHP-2) contenente la regione di omologia Src, che regola negativamente la cascata di segnalazione di questo recettore22. Inoltre, l’O2•- può generare ONOO– (perossinitrito) mediante una rapida reazione con l’ossido nitrico (NO), che normalmente inibisce le piastrine attraverso la guanilil ciclasi NO-sensibile (NO-GC) e la generazione del regolatore piastrinico negativo GMP ciclico (cGMP)23,24. La conseguente diminuzione dei livelli di NO può portare al potenziamento piastrinico. In alternativa, è stato suggerito che la generazione di O2•- da parte di NOX2 contribuisca alla perossidazione lipidica e alla formazione di isoprostano, che è essenziale per l’attivazione e l’adesione piastrinica25. Infine, la chinasi 5 regolata dal segnale extracellulare della proteina chinasi attivata dal mitogeno (MAPK), una proteina chinasi proposta come sensore di stress redox nelle piastrine26, è attivata da O2•- e induce un fenotipo procoagulante nelle piastrine (come stimato dalla misurazione basata sulla citometria a flusso dell’esternalizzazione della fosfatidilserina)27.
La disregolazione dell’O2•- e di altre generazioni di ROS nelle piastrine è stata associata all’esagerata risposta emostatica che porta a complicanze cardiovascolari trombotiche associate ad aterosclerosi, diabete mellito, ipertensione, obesità e cancro28,29. In questi contesti patologici, l’emissione di ROS da parte delle piastrine è aumentata, il che porta ad un potenziamento delle loro risposte adesive e aggregatorie. Oltre all’effetto sulle risposte piastriniche, l’emissione di radicali liberi delle piastrine può avere conseguenze su altre cellule del sangue e strutture vascolari, che è un’area della salute cardiovascolare poco compresa e poco studiata30. Nonostante la nostra limitata comprensione dei meccanismi molecolari che legano lo stress ossidativo alle condizioni trombotiche, la rilevanza clinica degli antiossidanti per la protezione contro le malattie cardiovascolari ha ricevuto notevole attenzione. È stato dimostrato che i livelli plasmatici di antiossidanti sono inversamente correlati al rischio di sviluppare condizioni cardiovascolari e il consumo di antiossidanti alimentari ha dimostrato di proteggere dalla malattia coronarica31,32. Di conseguenza, l’uso di antiossidanti alimentari è stato sostenuto come un approccio promettente per la prevenzione delle malattie cardiovascolari 33,34,35. Tra gli effetti della generazione di ROS nelle piastrine, l’aumento dell’apoptosi può avere importanti effetti fisiopatologici36,37. Nel complesso, protocolli affidabili per rilevare e quantificare l’output di O2•- da parte delle piastrine sono sempre più rilevanti nella ricerca cardiovascolare.
Attualmente, le tecniche disponibili per la rilevazione dei ROS presentano importanti limitazioni di specificità (ad esempio, la natura chimica delle molecole ossidanti rilevate è sconosciuta) e di affidabilità (ad esempio, l’interazione indesiderata con molecole biologiche e reagenti sperimentali porta a risultati non fisiologici distorti)38,39. L’approccio più comunemente utilizzato per la rilevazione di ROS nelle piastrine si basa sull’uso del diclorodiidrofluoresceina diacetato (DCFDA), che viene convertito in diclorodiidrofluoresceina (DCFH) dalle esterasi intracellulari e di conseguenza in diclorofluoresceina altamente fluorescente (DCF) dagli ossidanti cellulari, inclusi i radicali ossidrilici e gli intermedi della perossidasi-H2O2 40,41. Nonostante il suo ampio utilizzo, sono stati sollevati seri dubbi sull’affidabilità di questo approccio per la misurazione del ROS38 intracellulare. L’ossidazione del DCFH a DCF può essere, infatti, indotta da ioni metalli di transizione (ad esempio, Fe2+) o enzimi contenenti eme (ad esempio, citocromi) invece che da ROS42. Inoltre, il DCFDA viene convertito dalle perossidasi cellulari nella sua forma di radicale libero semichinone (DCF•-), che a sua volta viene ossidato a DCF per reazione con l’ossigeno molecolare (O2) con il rilascio di O2•-, che porta all’amplificazione artificiale delle risposte ossidative 41,43,44. Pertanto, la rilevazione di ROS intracellulari mediante DCFDA è utile per ottenere informazioni iniziali, ma richiede un’attenta considerazione e ampi controlli sperimentali38,39.
Questo studio presenta tre tecniche alternative per il rilevamento e la misurazione del regolatore chiave della funzione piastrinica O2•-1. La prima tecnica è la rilevazione mediante DHE e citometria a flusso, che offre vantaggi di affidabilità e specificità rispetto alla DCFDA. La seconda tecnica qui proposta utilizza anche il DHE, ma il metodo di rilevamento è l’imaging a fluorescenza piastrinica dal vivo, che consente lo studio della generazione di O2•- sulla segnalazione piastrinica con cinetica rapida e risoluzione di singole cellule. Infine, un protocollo basato sull’utilizzo della sonda di spin idrossilammina 1-idrossi-3-metossicarbonil-2,2,5,5-tetrametilpirrolidina (CMH) in esperimenti di risonanza EPR offre la possibilità di quantificare il tasso di generazione di O2•- da parte delle piastrine e confrontarlo in diverse condizioni.
In questo manoscritto, presentiamo tre diverse tecniche con il potenziale di migliorare la capacità di studiare la regolazione redox-dipendente della funzione piastrinica attraverso la rilevazione selettiva di O2•–. I primi due metodi sono un miglioramento rispetto alle tecniche esistenti grazie alla sonda redox utilizzata (DHE invece della più comune ma meno affidabile DCFDA). Queste tecniche sono, quindi, facilmente accessibili e la maggior parte de…
The authors have nothing to disclose.
Questo lavoro è stato finanziato dalla British Heart Foundation (PG/15/40/31522), dall’Alzheimer Research UK (ARUK-PG2017A-3) e dalle sovvenzioni dell’European Research Council (#10102507) a G. Pula.
1-hydroxy-3-methoxycarbonyl-2,2,5,5-tetramethylpyrrolidine (CMH) | Noxygen Science trasfer and Diagnostics GmbH | NOX-02.1-50mg | Reagent for EPR (spin probe) |
BD FACSAria III | BD Biosciences | NA | Flow cytometer |
Bovine Serum Albumin | Merck/Sigma | A7030 | For μ-slide coating |
Bruker E-scan M (Noxyscan) | Noxygen Science trasfer and Diagnostics GmbH | NOX-E.11-BES | EPR spectrometer |
Catalase–polyethylene glycol (PEG-Cat.) | Merck/Sigma | C4963 | Hydrogen peroxide scavenger (specificity control) |
ChronoLog Model 490+4 | Labmedics/Chronolog | NA | Aggregometer |
CM radical | Noxygen Science trasfer and Diagnostics GmbH | NOX-20.1-100mg | Reagent for EPR (calibration control) |
deferoxamine | Noxygen Science trasfer and Diagnostics GmbH | NOX-09.1-100mg | Reagent for EPR |
diethyldithiocarbamate (DETC) | Noxygen Science trasfer and Diagnostics GmbH | NOX-10.1-1g | Reagent for EPR |
Dihydroethidium | Thermo Fisher Scientifics | D11347 | Superoxide anion probe |
Dimethyl sulfoxide | Merck/Sigma | 34869 | For stock solution preparation |
EPR sealing wax plates | Noxygen Science trasfer and Diagnostics GmbH | NOX-A.3-VPM | Consumable for EPR |
EPR-grade water | Noxygen Science trasfer and Diagnostics GmbH | NOX-07.7.1-0.5L | Reagent for EPR |
Fibrinogen from human plasma | Merck/Sigma | F4883 | For μ-slide coating |
FITC anti-human CD41 Antibody | BioLegend | 303704 | Platelet-specific staining for flow cytometry |
Glass cuvettes | Labmedics/Chronolog | P/N 312 | Consumable for incubation in aggregometer |
Horm Collagen | Labmedics/Chronolog | P/N 385 | For platelet stimulation |
ImageJ | National Institutes of Health (NIH) | NA | ImageJ 1.53t (Wayne Rasband) |
Indomethacin | Merck/Sigma | I7378 | For platelet isolation |
Micropipettes DURAN 50µl | Noxygen Science trasfer and Diagnostics GmbH | NOX-G.6.1-50µL | Consumable for EPR |
Poly-L-lysine hydrochloride | Merck/Sigma | P2658 | For μ-slide coating |
Prostaglandin E1 (PGE1) | Merck/Sigma | P5515 | For platelet isolation |
Sodium citrate (4% w/v solution) | Merck/Sigma | S5770 | For platelet isolation |
Stirring bars (Teflon-coated) | Labmedics/Chronolog | P/N 313 | Consumable for incubation in aggregometer |
Superoxide dismutase–polyethylene glycol (PEG-SOD) | Merck/Sigma | S9549 | Superoxide anion scavenger (specificity control) |
Thrombin from human plasma | Merck/Sigma | T6884 | For platelet stimulation and μ-slide coating |
VAS2870 | Enzo Life Science | BML-EI395 | NOX inhibitor |
Zeiss 510 LSM confocal microscope | Zeiss | NA | Confocal microscope |