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Neuroscience

Modellierung einer hochrepetitiven Explosionsexposition auf niedrigem Niveau bei Mäusen

Published: May 24, 2024
doi:
10.3791/66592
, , , , , , ,
1United States Army Special Operations Command, 2CU Anschutz Center for COMBAT Research, Department of Emergency Medicine,University of Colorado School of Medicine, 3University of Washington School of Nursing, 4University of Delaware School of Nursing, 5Veterans Affairs Northwest Mental Illness Research, Education, and Clinical Center (MIRECC),VA Puget Sound Health Care System, 6Department of Psychiatry and Behavioral Sciences,University of Washington School of Medicine

Summary

Hier werden Verfahren zur Erzeugung wiederholter Blast-Expositionen geringer Intensität mit Hilfe von Mäusen vorgestellt.

Abstract

Die Exposition gegenüber explosiven Explosionen ist ein bedeutender Risikofaktor für ein Hirntrauma bei exponierten Personen. Obwohl die Auswirkungen großer Explosionen auf das Gehirn gut verstanden sind, sind die Auswirkungen kleinerer Explosionen, wie sie während der militärischen Ausbildung auftreten, weniger verstanden. Diese kleine, geringe Explosionsbelastung variiert auch stark je nach militärischer Besatzung und Ausbildungstempo, wobei einige Einheiten im Laufe mehrerer Jahre nur wenige Explosionen erleiden, während andere innerhalb weniger Wochen Hunderte erleben. Tiermodelle sind ein wichtiges Instrument, um sowohl die Verletzungsmechanismen als auch die langfristigen klinischen Gesundheitsrisiken nach geringer Blastenexposition zu identifizieren. Modelle, die in der Lage sind, dieses breite Spektrum an Expositionen zu rekapitulieren, sind notwendig, um akute und chronische Verletzungsergebnisse über diese unterschiedlichen Risikoprofile hinweg zu ermitteln.

Obwohl die Ergebnisse nach einigen wenigen niedrigen Explosionsexpositionen für mechanistische Studien leicht modelliert werden können, können chronische Expositionen, die im Laufe einer Karriere auftreten, besser durch Explosionsverletzungsparadigmen mit wiederholten Expositionen modelliert werden, die häufig über Wochen und Monate auftreten. Hier sind Methoden zur Modellierung einer hochrepetitiven Blast-Exposition bei Mäusen gezeigt. Die Verfahren basieren auf etablierten und weit verbreiteten pneumatischen Stoßrohrmodellen der Freifeld-Explosionsexposition, die skaliert werden können, um die Überdruckparameter und die Anzahl bzw. das Intervall der Expositionen einzustellen. Diese Methoden können dann entweder verwendet werden, um mechanistische Untersuchungen zu ermöglichen oder die routinemäßigen Blastenexpositionen der untersuchten klinischen Gruppen zu rekapitulieren.

Introduction

Eine Exposition gegenüber schwachen Sprengungen (LLB) tritt auf, wenn Personen oder Strukturen einer relativ geringen Sprengkraft ausgesetzt sind, die typischerweise durch kleine Industrieunfälle, kontrollierte Sprengungen oder bestimmte militärische Ausbildungsaktivitäten verursacht wird. Im Gegensatz dazu ist die Exposition gegenüber hochgradigen Explosionen (HLB) eine Exposition gegenüber intensiven und potenziell zerstörerischen Sprengkräften mit sich, wie sie häufig bei militärischen Kämpfen, Terroranschlägen oder großflächigen versehentlichen Explosionen auftreten. Der Hauptunterschied zwischen LLB und HLB liegt daher in der Intensität der explosiven Ereignisse und damit in der Fähigkeit der exponierten Personen, wiederholte Expositionen zu tolerieren, bevor sie körperliche oder funktionelle Verletzungen erleiden. In dieser Hinsicht sind die Auswirkungen der HLB-Exposition tendenziell offensichtlicher als die Auswirkungen der LLB-Exposition. Aus diesem Grund können Personen mit erheblicher LLB-Exposition ein erhöhtes Risiko für sich langsam entwickelnde Verletzungen oder Defizite haben, die unentdeckt bleiben, bis ihre kumulativen Auswirkungen erkennbar werden.

Die laufende Forschung zielt darauf ab, unser Verständnis dafür zu verbessern, wie die Eigenschaften der Strahlenexposition, wie Intensität oder Wiederholung, Verletzungen verursachen können, damit wir die Prävention und das medizinische Management besser steuern können. In der Militärmedizin ist das Verständnis der klinischen Auswirkungen der Explosionsexposition von größter Bedeutung, und daher werden Tiermodelle benötigt, die in der Lage sind, diese Ergebnisse zu informieren. Obwohl Tiermodelle dazu beigetragen haben, die Auswirkungen von HLB aufzuklären, sind die Auswirkungen von LLB-Expositionen noch weitgehend wenig untersucht. Zahlreiche Modellierungsstudien untersuchen die Auswirkungen von Explosionsüberdrücken in der Nähe oder über 10 Pfund pro Quadratzoll (psi) Spitzendruck 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15, 16,17,18, aber nur wenige Berichte konzentrieren sich auf Druckniveaus von 1 bis 7 psi 19,20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30,31, 32,33,34,35,36, die häufiger in militärischen Übungsumgebungen 37,38,39,40 vorkommen und in der Nähe des historischen Schwellenwerts von 4 psi für eine sichere Umweltexposition liegen. Daher kann eine breitere Verbreitung von Methoden zur Untersuchung häufig verwendeter Spitzendrücke von LLB dazu beitragen, schnelle klinische Erkenntnisse für die Anwendung in der Militärmedizin und zur Streitkräfteoptimierung zu katalysieren.

Ein signifikanter Zusammenhang zwischen dem Berufsrisiko der LLB und diversen klinischen Diagnosen ergibt sich aus epidemiologischen Untersuchungen der militärischen LLB 41,42,43,44. Diese Studien stützen eine schlecht definierte dosisabhängige Beziehung, wobei wiederholte LLB-Expositionen erhöhte Risiken zeigten41. Dies deutet darauf hin, dass eine zunehmende kumulative Explosionsexposition eine entscheidende Rolle bei der Gestaltung der klinischen Ergebnisse im militärischen Umfeld spielt.

Frühere Tiermodellierungsstudien von LLB unter 10 psi haben hauptsächlich Sprengstoffe oder Schockrohrsysteme verwendet, um die Auswirkungen der Exposition zu untersuchen. Obwohl diese Modelle in der Regel die Auswirkungen von ein bis drei Expositionen untersuchen, haben sie dennoch zu einem wachsenden Verständnis der mechanistischen 19,20,30,31, neuropathologischen 29,31,33 und Verhaltenskonsequenzen 19,20,23,25,32,34 beigetragen, die mit Explosionsexpositionen geringer Intensität verbunden sind, die für die militärische Ausbildungsumgebung typisch sind.

Studien, in denen einzelne LLBs untersucht wurden, die durch Sprengstoffe auf offenem Feld erzeugt wurden, haben Hinweise auf subtile Hirnpathologien und Verhaltensänderungen berichtet, die häufig mit posttraumatischem Stress verbunden sind. Woods und Kollegen24 waren nicht in der Lage, mikroskopische Hirnverletzungen bei 2,5-5,5 psi zu erkennen, aber sie entdeckten quantitative Veränderungen der Glykosphingolipide im Gehirngewebe durch Massenspektrometrie. Unter Verwendung des gleichen Spitzendrucks und des gleichen Versuchsdesigns beobachteten Rubovitch und Kollegen25 Verhaltensänderungen nach Explosionen, die bei der Messung durch Lichtmikroskopie mit einem ähnlichen Mangel an Gehirnpathologie auftraten. In der anschließenden pathologischen Untersuchung wurde jedoch eine eindeutige ultrastrukturelle Schädigung des Gehirnmyelins, der Mitochondrien, der Neuronen und der Neurovaskulatur durch Elektronenmikroskopie 29,30,31,32,33 bei 6,7 psi LLB-exponierten Mäusen identifiziert. Interessanterweise berichten mehrere LLB-Studien mit Freifeldsprengstoffen mit Drücken von ~10 psi und weniger von einer Mortalität von etwa 3-8% nach einmaliger Exposition25,36.

Ähnliche Ergebnisse wurden bereits in mehreren Studien mit Laborstoßdämpfern festgestellt. In Studien, in denen einzelne LLBs untersucht wurden, die von Stoßrohren erzeugt wurden, wurden Hinweise auf neurale Zytoskelettverletzungen und Veränderungen der neuronalen Feuermuster gefunden, die sich nach Exposition gegenüber einer einzigen 1,7 psi-Explosion entwickelt haben22. Bei 4 psi wurde berichtet, dass eine Corpus callosum-Dysfunktion mit neurologischen Verhaltensdefiziten bei LLB-exponierten Ratten einherging23. Im Vergleich zu der in Luft gemessenen Explosionsdauer fanden Chavko und Kollegen27 heraus, dass die positive Phasendauer des Explosionsüberdrucks in den Gehirnen von Ratten, die 5,8 psi ausgesetzt waren, signifikant länger war. Biosignaturen ähnlicher Verletzungsreaktionen können durch eine Studie an Mäusen nach einer Exposition von 7,5 psi unterstützt werden, in der Ahmed und Kollegen35 über nachweisbare Veränderungen der Serumspiegel spezifischer entzündlicher, metabolischer, vaskulärer und neuronaler Verletzungsproteine bis zu einem Monat nach der Exposition berichten. Interessanterweise berichtete diese Studie auch über eine Mortalität von 4,5 % 24 Stunden nach der Exposition.

In Studien, in denen drei Stoßrohr-LLBs über eine einzige 20-minütige Expositionssitzung untersucht wurden, verursachten LLBs zwischen 1,4 und 8,7 psi bei Ratten einen psi-abhängigen Anstieg des intrakraniellen Drucks (ICP), wobei beobachtbare ICP-Veränderungen bei niedrigeren psi20 länger dauerten und zu kognitiven Veränderungen führten19,20. Dieselbe Gruppe stellte anhand von Schweinen fest, dass drei 4 psi LLB-Expositionen von einer Vielzahl von militärischen Geräten ausreichten, um eine histologische Neuropathologie zu verursachen, wenn die Tiere in Schützenpositionen gebracht wurden, die den menschlichen Gebrauch der Ausrüstung simulierten21.

Diese Studien veranschaulichen zusammen die vielfältigen Auswirkungen der LLB-Exposition, die unter Bedingungen begrenzter Expositions- und Erholungsphasen auftreten können. Wiederholte LLB-Exposition scheint anhaltende kognitive und verhaltensbezogene Defizite zu induzieren, was die Notwendigkeit eines nuancierten Verständnisses der kumulativen Effekte unterstreicht, damit wir besser bestimmen können, wann diese Effekte klinisch signifikant werden können; Dies ist besonders relevant für militärische Auszubildende, die einem hohen Maß an repetitivem LLB ausgesetzt sind. Um dies zu erreichen, sind neue Studien erforderlich, da die derzeitige Literatur die klinischen Erfahrungen von routinemäßigen militärischen Trainingsexpositionen, die ein bis wenige Explosionen im Laufe weniger Tage überschreiten, nicht angemessen modelliert.

Special Operations Forces (SOF) können bei Routineeinsätzen erhebliche und sich stark wiederholende LLB erleiden. Eine aktuelle Studie schätzt die repräsentative Exposition, anonymisiert über alle Positionen in einem Explosiv-Entry-Breaching-Team, auf bis zu 184 kumulative Spitzen-psi im Laufe einer Trainingswoche42. Dies basiert zum Teil auf einer konservativen Schätzung von 6 Sprengladungen pro Tag mit einem durchschnittlichen Spitzendruck von jeweils 4 psi, gemessen mit an Personal montierten Sprengmessgeräten; Blendgranaten und andere Vorrichtungen werden nicht berücksichtigt45. Ein routinemäßiger Trainingszyklus kann mehrere Wochen dauern. Um die Untersuchung klinischer LLB-Erfahrungen, wie z.B. der Ausbildung von SOF-Mitgliedern, zu erleichtern, stellen wir ein Labor-Stoßrohrmodell einer hochrepetitiven LLB-Exposition vor. Das Verfahren, das auf etablierten pneumatischen Stoßrohrsystemen 46,47,48 basiert, ermöglicht hochgradig reproduzierbare Untersuchungen von Drücken ab 2 psi. Das Verfahren ist nicht von externen Faktoren wie dem Wetter abhängig, führt zu keiner beobachteten Mortalität und ist laborbasiert. Infolgedessen ermöglicht die Methode eine anhaltende, täglich wiederholte LLB-Exposition bei denselben Probanden für Studien, die Wochen bis Monate dauern, und erleichtert so die High-Fidelity-Untersuchung der militärischen Ausbildung.

Protocol

Alle Verfahren wurden gemäß Protokoll #1588223 durchgeführt, das vom Veterans Affairs Puget Sound Health Care System Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt wurde, und in Übereinstimmung mit dem National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 1. Tierpflege HINWEIS: Tiermodelle von LLB sind ausschließlich durch ihre Verfügbarkeit und die Kapazität des Stoßdämpfers für ihre Größe begrenzt. Das hierin beschriebene Stoßrohr wurde speziell für die Verwendung mit Mäusen entwickelt. Verwenden Sie 3-4 Monate alte männliche oder weibliche C57BL/6J-Mäuse oder andere zugelassene Mausstämme/-linien entsprechend den experimentellen Anforderungen. Halten Sie die Mäuse in einem 12-stündigen Dunkellichtzyklus in speziellen pathogenfreien Einrichtungen mit ad libitum Zugang zu Futter und Wasser. Mäuse werden in der Regel mit 4 oder 5 in einem Käfig sozial untergebracht. Halten Sie die Temperatur der Anlage bei 20-22 °C. Bringen Sie Käfige mit Blast- und Scheinmäusen in einen nahe gelegenen Haltungsbereich. Bringen Sie separate leere Käfige mit, um einzelne Mäuse in den und aus dem Strahlraum zu bringen. 2. Vorbereitung des Stoßdämpfers (Sicherheits-Check) Vergewissern Sie sich, dass die erforderlichen Sicherheitsüberprüfungen für das jeweilige System durchgeführt wurden. Stellen Sie sicher, dass die Gasversorgung (Helium) und die Hauptstromversorgung ausgeschaltet/getrennt sind. Bereiten Sie die Membranen nach Bedarf für die spezifische Anzahl der durchzuführenden Sprengungen mit geringer Intensität vor (Abbildung 1.1). Schneiden Sie die Membranabmessungen nach Bedarf für das spezifische Stoßdämpferrohr, das in diesem Protokoll verwendet wird:Schneide ein Blatt Frischhaltefolie in ein 5,5″ x 5,5″ Quadrat, um die Spule zu versiegeln, damit sie unter Druck stehen kann. Schneiden Sie ein Blatt Standard-Kopierpapier im Format 8,5 x 11 Zoll (75 g/m,2 Gewicht) auf 5,5 x 11 Zoll zu; Falten Sie das resultierende Blatt Papier in der Mitte, um ein Quadrat von 5,5 x 5,5 Zoll zu bilden. Besorgen Sie sich ein Blatt 500 G Mylar-Membran (125 μm Dicke).HINWEIS: Diese Bleche werden durch standardmäßiges Strahlen mit geringer Intensität nicht gerissen oder erheblich verformt und können für die Dauer eines eintägigen Eingriffs wiederverwendet werden. Nehmen Sie ein Quadrat Frischhaltefolie und ein Quadrat gefaltetes Papier und legen Sie sie auf eine ebene Fläche (Abbildung 1.2). Legen Sie das gefaltete Papier auf die Frischhaltefolie und richten Sie die beiden so gut wie möglich zueinander aus (Abbildung 1.3). Um sich wiederholende Explosionen zu beschleunigen, ordnen Sie jetzt alle Membranstapel an. Setzen Sie die Mylarmembran zwischen den Treiber und die Spule ein, indem Sie sie zu einem kleinen Schlauch aufrollen (etwa so groß wie ein Zeigefinger; Abbildung 1.4,1.5). Setzen Sie es vollständig in den Mechanismus ein und lassen Sie es los, damit es sich gegen die Gummidichtung abrollen kann, die den Treiberteil von der Spule trennt. Schieben Sie die Spule in Richtung des Treibers, um das Mylar-Blatt an Ort und Stelle zu befestigen. Dadurch wird die Spule vom angetriebenen Teil des Stoßdämpfers gelöst. Legen Sie die Finger unter die obere Hälfte der Frischhaltefolie und rollen Sie sowohl die Frischhaltefolie als auch das Papier vorsichtig in Ihre Richtung, wobei Sie darauf achten, dass sie sich zusammenrollen, ohne sich auszurichten (Abbildung 1.6). Setzen Sie den Membranstapel zwischen der Spule und den angetriebenen Abschnitten des Stoßrohrs ein (Abbildung 1.7). Lassen Sie den Membranstapel abrollen, so dass die Kunststoffdichtung zur Spule und das Papier zum angetriebenen Teil des Rohrs zeigt (Abbildung 1.8).HINWEIS: Durch diese Ausrichtung entsteht eine luftdichte Abdichtung, so dass das System unter Druck gesetzt werden kann. Schließen Sie die Spuleneinheit (Bild 1.9,1.10). Ziehen Sie die Schrauben gegebenenfalls von Hand oder hydraulisch an und sichern Sie die Kombination aus Treiber, Spule und Stoßdämpfer, damit das System unter Druck gesetzt werden kann. (Sicherheitsüberprüfung; Abbildung 1.10)HINWEIS: Stellen Sie bei Hydrauliksystemen sicher, dass der Zieldruck der Verschlussbaugruppe erreicht wird, um Fehlzündungen zu vermeiden, die einen Membranwechsel erforderlich machen und den LLB-Belichtungsprozess verlangsamen können. Wir verwenden Hydraulik, um unsere Baugruppe bei 500 psi zu schließen. 3. Vorbereitung der Tiere Schalten Sie das zirkulierende Wasserheizkissen unterhalb der Anästhesiekammer bei einer Temperatur von 37 °C ein (Abbildung 1.11). Legen Sie ein saugfähiges medizinisches Pad auf das Wärmekissen. Nehmen Sie im Warteraum eine Maus aus ihrem Heimatkäfig und setzen Sie sie in einen leeren Transferkäfig. Bring die eingesperrte Maus in den Blästerraum. Schalten Sie den Sauerstoffdurchfluss auf 1,0 l/min (lpm) und schalten Sie das Vakuumspülsystem ein (Abbildung 1.12). Schalten Sie das Isofluran auf 5 % ein (um eine schnelle Bewusstlosigkeit herbeizuführen) und leiten Sie den Fluss zur Anästhesiekammer der Nagetiere (Abbildung 1.13). Platzieren Sie die Maus in der Kammer, um eine Anästhesie einzuleiten (Abbildung 1.14). Sobald die Maus vollständig betäubt ist und für weitere 30 Sekunden eine stabile Atmung zeigt, greifen Sie in die Kammer und stanzen Sie die Maus ins Ohr, um die Maus für den Rest der Studie eindeutig und langfristig zu identifizieren. Dieser Schritt ist jetzt notwendig, um eine Beeinträchtigung der Erholungszeiten nach der Explosion zu vermeiden. Tragen Sie dann steriles Gleitmittel auf beide Augen auf, um ein Austrocknen der Hornhaut zu verhindern. Nehmen Sie die Maus aus der Kammer und stecken Sie ihre Nase in den Nasenkonus (Abbildung 1.15). Schalten Sie den Fluss der Anästhesie (z. B. Isofluran) von der Induktionskammer zum Nasenkonus um. Verwenden Sie kleine Stücke Laborband, um die Gliedmaßen der Maus leicht gegen die Trage zu drücken (Abbildung 1.16). Nachdem Sie die Maus fixiert haben, legen Sie einen Drahtbinder um jedes Glied und drehen Sie sie fest, indem Sie die Maus an den Handgelenken und Knöcheln auf der Trage befestigen (Abbildung 1.17). Legen Sie einen größeren Drehbinder um die Brust und binden Sie ihn sehr locker, so dass die Atmung der Maus nicht eingeschränkt wird. Dies dient als sekundärer Rückhaltemechanismus, falls sich eine der Gliedmaßenfesseln löst. Heben Sie den Schwanz der Maus an und platzieren Sie ihn unter dem linken Fuß, um sicherzustellen, dass er nicht eingeklemmt wird, wenn die Trage in das Stoßdämpferrohr eingeführt wird (Abbildung 1.18). 4. LLB-Verfahren Öffnen Sie den Tierexpositionsbereich des Schockrohrs und richten Sie die Maus so aus, dass sie der entgegenkommenden Druckwelle zugewandt ist (Abbildung 1.19). Die Trage im Bereich der Tierexposition sichern/aufhängen (Abbildung 1.20). Schließen Sie die Tür für den Expositionsbereich der Tiere fest und stellen Sie sicher, dass der Anästhesieschlauch nicht von der Tür eingeklemmt wird (Abbildung 1.21). Reduzieren Sie die Anästhesie auf 2,5-3% Isofluran, 1 l/min für den Rest der Sitzung. Schalten Sie das System entsprechend ein (Abbildung 1.22). Die Zuleitung für das komprimierte Heliumgas lokalisieren und anschließen (Abbildung 1.23,1.24). Verlassen Sie den Strahlraum, um auf das Steuerpult des Strahlrohrs in einem angrenzenden Raum zuzugreifen, und stellen Sie sicher, dass sich kein Personal oder Tiere im Strahlraum befinden.HINWEIS: Ein Gehörschutz kann von der Institution oder von den Betriebsbedingungen verlangt werden. Solche Bedingungen können Stoßdämpferanordnungen umfassen, bei denen sich die Steuerkonsole in demselben offenen Raum wie das Stoßdämpfer befindet. Schalten Sie von der Konsole aus die Erfassungssoftware ein, um das Explosionsereignis aufzuzeichnen (siehe das grüne Kästchen in Abbildung 1.25).HINWEIS: Für diese Verfahren erfassen wir Sensordaten mit einer Abtastrate von 20 Kilohertz (kHz), die dann mit der LabView-Software verarbeitet werden. Wir empfehlen, die Sensorabtastung bei ≥10 kHz zu erfassen, um qualitativ hochwertige Zeit-Druck-Kurven zu erzielen. Lösen Sie alle Sicherheitsschlösser (z. B. Stromsteuerungsschlüssel, die in Abbildung 1.26 durch einen grünen Pfeil dargestellt sind). Schließen Sie beide Gasöffnungen und setzen Sie den Schieber passiv unter Druck (Abbildung 1.27). Verwenden Sie nicht die Fahrerseite. Fahren Sie mit dem Füllen fort, bis die Membran von selbst an der Zielspitze psi reißt, die durch die Anzahl der verwendeten Membranfolien bestimmt wird. Erfassen Sie den Spitzendruck, die Dauer der positiven Phase und den Impuls am Standort des Tieres. (Abbildung 1.28). Schalten Sie den Füllmechanismus aus. Kehren Sie zum Stoßdämpferrohr zurück, trennen Sie die Heliumzuleitung und schalten Sie die Stromversorgung des Explosionssteuerkreises aus (Abbildung 1.29). Um wiederholte LLB-Belichtungen an demselben Tier durchzuführen, öffnen Sie die Spule, entfernen Sie den Spulenmembranstapel und rollen Sie dann einen weiteren Spulenmembranstapel ein und setzen Sie ihn ein (Abbildung 1.30, 1.31, 1.32). Glätten Sie den Membranstapel, und schließen Sie die Baugruppe wieder.HINWEIS: Um die klinische Erfahrung von Low-Level-Blast-Expositionen während des empirisch definierten SOF-Trainings zu modellieren, setzen wir Mäuse 5-6 LLBs pro Tag aus, wobei die täglichen Expositionen auf konservative ~20 kumulative Gesamt-PSI45 begrenzt werden. Studien, die mechanistische und Dosis-Wirkungs-Beziehungen betonen, können sich alternativ dafür entscheiden, eine konsistente Anzahl von LLB-Expositionen mit definierten Überdruckparametern pro Sitzung zu verwenden. Entfernen Sie es nach der letzten LLB für das aktuelle Tier aus dem Schockrohr und lassen Sie die Anästhesie eingeschaltet (Abbildung 1.33). Löse das Tier, während es unter Narkose steht. Nehmen Sie es aus dem Anästhesie-Nasenkonus und legen Sie es auf den Rücken auf das erhitzte Wasserkissen (Abbildung 1.34). Sobald das Tier auf das Wasserkissen gelegt wurde, starten Sie einen Timer und notieren Sie die Zeit, bis die Maus von selbst auf die Bauchseite (d. h. den Bauch) umkippt (Abbildung 1.35). Notieren Sie diese Zeit als Aufrichtzeit. Sobald sich die Maus erholt hat, bringen Sie sie wieder in den Heimkäfig zurück und setzen Sie die Überwachung bei Bedarf fort. 5. Mehrtägige Verfahren Um routinemäßige LLB-Expositionen durch Verletzungsladungen zu modellieren, die während des SOF-Nahkampftrainings verwendet wurden, führen Sie an den Mäusen an 5 Tagen in der Woche (Montag bis Freitag) an insgesamt 15 Tagen über 3 Standardarbeitswochen wiederholte tägliche Expositionen durch. 6. Änderung des LLB-Spitzendrucks Erhöhen Sie den Spitzendruck durch den Einsatz stärkerer Membranmaterialien oder durch einfaches Stapeln zusätzlicher Membranen. Verwenden Sie beispielsweise eine Mylar Roll Clear 0,005 (500 G) Membran, um einen Spitzendruck von ~20 psi zu erzeugen (wenn sie sowohl als Treiber- als auch als Spulenmembran verwendet wird) oder eine Mylar Roll Clear 0,002 (200 G) Membran, um einen Spitzendruck von ~10 psi zu erzeugen. Passen Sie die Parameter für die positive Phasendauer und den Impuls der Explosion an, um den experimentellen Anforderungen gerecht zu werden. Zur Einstellung positiver Phasendauern und -impulse die Zielbedingungen empirisch bestimmen, indem Druckgasquellen47, 49 ersetzt oder die Treiberlänge geändert wird, wann immer dies möglich ist. Das obige Protokoll verwendet Helium, um einen scharfen Spitzendruck und eine Wellenform zu erzeugen, die einer idealisierten Friedlander-Kurve ähneln. 7. Gewebeentnahme HINWEIS: Die Verfahren zur Gewebeentnahme können je nach experimentellem Bedarf angepasst werden. Betäuben Sie die Maus durch intraperitoneale Injektion mit 210 mg/kg Pentobarbital. Platzieren Sie die Maus in einem Maus- oder Rattenkäfig mit Stangen oder einem vorgefertigten Netz. Setzen Sie die eingesperrte Maus in einen Abzug. Sobald die Maus nicht mehr reagiert, legen Sie sie auf den Rücken auf die Stangen oben auf dem Käfig und schließen Sie ihr Maul um einen der Gitterstäbe, damit sie während der Perfusion an Ort und Stelle bleibt. Greife die Haut des Bauches, ziehe sie nach oben und schneide mit einer großen Schere ein Loch in die Bauchhöhle, wobei du darauf achten solltest, dass du keines der Organe durchtrennst. Schneide weiter nach unten entlang der Basis der Rippen, um eine freiere Artikulation des Brustkorbs zu ermöglichen. Nähern Sie sich der Maus mit einem Hämostaten von der Seite und greifen Sie das Gewebe direkt auf den Brustkorb, indem Sie den Hämostaten nach hinten rollen, um die Basis des Brustkorbs in einer leicht zugänglichen Position abgewinkelt zu halten. Verwende eine Pinzette oder ein ähnliches Werkzeug, um den Blutstiller an Ort und Stelle zu halten. Schneiden Sie mit einer kleinen chirurgischen Schere vorsichtig das Zwerchfell ab, um den Zugang zum Herzen zu ermöglichen. Winkele das Herz mit einer Pinzette sanft so an, dass der Boden direkt aus der offenen Basis des Brustkorbs herausschaut. Arbeiten Sie schnell, damit das Herz während der Perfusion noch schlägt. Wenn Sie Blut sammeln, halten Sie das Herz mit einer Pinzette fest und stechen Sie vorsichtig mit einer 3-ml-Spritze in den rechten Ventrikel, die mit einer 0,5-Zoll-Nadel mit 25 G bestückt ist. Führen Sie von der Unterseite des Ventrikels aus und gehen Sie der Länge nach hinein, wobei Sie darauf achten, dass Sie nicht die gegenüberliegende Seite des Ventrikels durchstechen. Ziehen Sie vorsichtig an der Spritze, bis 0,5-1,0 ml Blut entnommen wurden oder der Blutfluss stoppt, und entfernen Sie dann die Spritze. Schneiden Sie mit einer chirurgischen Schere einen kleinen Schnitt in den rechten Vorhof, damit Blut und Perfusat abfließen können. Halten Sie das Herz mit einer Pinzette fest und führen Sie vorsichtig eine 25-G-Schmetterlingsnadel in den linken Ventrikel ein, indem Sie sie von unten einführen. Halten Sie die Schmetterlingsnadel mit einer Halteklammer oder von Hand fest. Perfundierte das Tier.Verbinden Sie eine Spritze mit 50 ml phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) mit einer Schmetterlingsnadel und perfundieren Sie mit einer Geschwindigkeit von ca. 10 ml/min. Achten Sie auf ein Blanchieren der Leber als Zeichen für eine gute Durchblutung. Nachdem die Spritze geleert ist, trennen Sie sie von der Schmetterlingsnadel. Ersetzen Sie zur Vorbereitung von Geweben für die Mikroskopie die leere PBS-Spritze durch eine Spritze, die 50 ml 10 % neutrales gepuffertes Formalin (NBF) oder 4 % Formaldehydlösung enthält. Wiederholen Sie die obigen Schritte, um mit Formalin zu durchbluten.HINWEIS: Es sollte beobachtet werden, dass die perfundierte Maus während der Perfusion zuckt; Dies sollte nach Abschluss des Eingriffs zu einer Ganzkörpersteifigkeit oder Steifheit führen. Entfernen Sie die Schmetterlingsnadel aus dem Herz und entfernen Sie die Maus aus den Käfigstangen für die Gewebeentnahme. Entnahme und Subsektion der Zielorgane je nach Bedarf; Seien Sie vorsichtig, wenn Sie Verfahren auf Eis durchführen, wenn frische, nicht fixierte Materialien gesammelt werden. Nicht fixiertes Gewebe, das in flüssigem Stickstoff gesammelt wurde, schockfrosten und bei -80 °C lagern, bis es in Protokollen zur Bestimmung von Protein- oder RNA-Zielen verwendet wird. Bei fixiertem Gewebe nehmen Sie es in ein beschriftetes konisches 50-ml-Röhrchen, das mit Formalin gefüllt ist (ein Röhrchen pro Organ).

Representative Results

Bei der Untersuchung der experimentellen Ergebnisse an Mäusen nach Exposition gegenüber explosiven Explosionskräften ist die Aufzeichnung und Charakterisierung des Ereignisses durch Druck-Zeit-Analyse entscheidend für die Bewertung des Erfolgs des Experiments. Diese Methode, bei der die dynamischen Druckänderungen während der Explosion gemessen werden, hilft den Forschern, die Auswirkungen von Explosionen auf biologische Systeme zu verstehen. In erfolgreichen Experimenten zeigen Druckaufzeichnungen ein gut definiertes und kontrolliertes Wellenmuster. Der Druckanstieg ist stark und erreicht innerhalb der erwarteten Zeiten Spitzenwerte (Abbildung 2). Der anschließende Druckabfall folgt einer vorhersagbaren Kurve, die durch die Friedlander-Wellenform veranschaulicht wird und auf eine effiziente Energiedissipation hinweist. In Bezug auf die Beurteilung von Verletzungen sind in LLB-Experimenten keine offensichtlichen Anzeichen einer Verletzung vorhanden, selbst wenn eine stark repetitive LLB-Exposition mit bis zu sechs Explosionen innerhalb von 15-20 Minuten durchgeführt wird (Abbildung 3). Eine Analyse der Aufrichtungszeiten nach wiederholter LLB-Exposition zeigt jedoch, dass Blast-Mäuse schneller wieder zu Bewusstsein kommen als Scheinmäuse (Abbildung 4). Somit führt die repetitive LLB zu reproduzierbaren Veränderungen der akuten neurobehavioralen Erregungsreaktionen nach der Exposition. Suboptimale Experimente können unregelmäßige Druckprofile aufweisen. Fälle, in denen Spitzendrücke unerwartet niedrig werden, können auf eine vorzeitige oder langsame Freisetzung von Gas hinweisen, wodurch die scharfe Freisetzung der Gasausdehnung über die gesamte Länge des angetriebenen Stoßrohrabschnitts verhindert wird, um das Tier im Zielbereich zu treffen. Ein vorzeitiger Gasdruckverlust ist oft das Ergebnis von unsachgemäß abgedichteten Treiber- oder Spulenabschnitten. Dies kann auf Fehler in der Membran oder eine unzureichende Straffung der Treiber-Spule-Stoßdämpfer-Baugruppe zurückzuführen sein. In solchen Fällen können biologische Proben verminderte Anzeichen eines Traumas aufweisen. Bei der Dateninterpretation werden Druck-Zeit-Profile mit beobachteten biologischen Reaktionen verknüpft. Erfolgreiche Experimente zeigen, dass die gewählten Explosionsparameter, wie Spitzendruck und -dauer, die erwarteten oder etablierten biologischen Reaktionen hervorrufen, die untersucht werden. Korrelationen zwischen spezifischen Druckmerkmalen und biologischen Ergebnissen helfen bei der Herstellung kausaler Zusammenhänge. Längsschnittstudien werden durch dieses Protokoll ermöglicht, da für Studienzeitpunkte von bis zu 6 Monaten nach der abschließenden LLB keine Tierverluste beobachtet wurden (Abbildung 5). Die Bandbreite der klinischen Ergebnisse nach LLB-Exposition ist subtil und wenig verstanden. Die wiederholte Exposition gegenüber LLBs wurde in der Vergangenheit sowohl für Menschen als auch für Mäuse als subschädlich angesehen. Dies wird durch eine schnelle Rückkehr zu normaler Gehfähigkeit, normalem Verhalten und normaler körperlicher Aktivität nach einer Exposition bei 2-5 psi unterstützt. Das Fehlen überwältigender akuter neurosensorischer Symptome oder Verhaltensänderungen schließt jedoch nicht aus, dass es negative heimtückische Effekte gibt. Da LLB-bezogene Phänotypen bestenfalls subtil sind, ist das gesamte Wirkungsspektrum ein Bereich aktiver Untersuchung und kann viel Zeit oder Wiederholung erfordern, um klinisch signifikante Ergebnisse zu provozieren. Abbildung 1: Verfahrensschritte für das Stoßrohrmodell der wiederholten murinen LLB. Sowohl nach der Vorbereitung des Schockrohrs (Schritte 1-10) als auch nach der Vorbereitung des Tieres (Schritte 11-18) werden die Mäuse einem oder mehreren LLBs (Schritte 19-32) ausgesetzt, bevor sie aus dem Schlauch entfernt werden (Schritt 33). Die Mäuse werden dann auf dem Rücken auf ein erwärmtes Heizkissen gelegt (Schritt 34). Die Zeit, die das Tier benötigt, um auf die Bauchseite zu kippen, wird als Aufrichtzeit aufgezeichnet (Schritt 35). Abkürzung: LLB = Low-level blast. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 2: Repräsentative Druck-Zeit-Kurven für Expositionen nahe 4 psi. (A) Additive Stacks liefern lineare Spitzendrücke über den Bereich von 2-4,5 Peak psi. Repräsentative Druck-Zeit-Profile (Millisekunden), gemittelt von 3-6 Stoßrohrstößen (rot) im Vergleich zu den idealisierten Friedlander-Kurven (blau) für (B) 1 Blech, (C) 2 Bleche, (D) 3 Bleche und (E) 4 Bleche. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 3: Intersubject-Intervall. Der Aufbau und die Ausführung einer einzelnen Explosion dauert durchschnittlich 9,8 ± 1,9 min (Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts (SEM)). Zusätzliche Explosionsbelichtungen erfordern zusätzliche 1,7 ± 0,4 Minuten pro Ereignis (mittleres ± rem). Punkte stellen die Ergebnisse einzelner Tiere dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 4: Tägliche Aufrichtungszeiten während 3 Wochen mit stark repetitiven LLB-Expositionen. Das Diagramm zeigt die schein-normalisierten Aufrichtungszeiten über 3 Wochen LLB-Exposition. LLB-Mäuse wurden täglich 6 Blast-Expositionen ausgesetzt, so dass insgesamt 90 LLB-Expositionen über einen Zeitraum von 15 Tagen auftraten. Die mittleren Überdruckeigenschaften betrugen (± Sem) 3,05 ± 0,07 Peak psi, 0,94 ± 0,04 positive Phasendauer und 2 ± 0,1 psi * ms Impuls. Die p-Werte spiegeln die Ergebnisse der 2-Wege-ANOVA wider. Abkürzung: LLB = Low-level blast. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 5: Auswirkungen des LLB-Modells des Labor-Stoßrohrs auf die Abnutzung von Tieren nach stark repetitiven LLB-Expositionen. Attritionsraten für Schein- (N = 24) und LLB-Mäuse (N = 32) von der ersten LLB-Exposition (Tag 1) über alle Studienexpositionen (bis Tag 19) und nach einer 6-monatigen Erholungsphase (Tag 199). Es gab keinen signifikanten Unterschied zwischen den Fluktuationsraten der Schein- und der LLB-Gruppe über den Beobachtungszeitraum. LLB-Mäuse erlebten durchschnittlich 62 Expositionen mit einem durchschnittlichen Impuls von 4,78 ± 0,01 psi und 3,16 ± 0,023 psi∙ms. Die Expositionen wurden Mäusen an 5 Tagen pro Woche (d. h. von Montag bis Freitag) für 3 aufeinanderfolgende Wochen verabreicht, um die kürzlich berichteten SOF-Überdruckexpositionen während des routinemäßigen Verletzungstrainings zu modellieren45. Abkürzung: LLB = Low-level blast; SOF = Spezialeinsatzkräfte. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Discussion

Wir können das, was wir unzureichend verstehen, nicht angemessen behandeln, und wir verstehen noch nicht die Verletzungsmechanismen, die mit einer hochgradig wiederholten LLB-Exposition verbunden sind. Viele SOF-Mitarbeitende berichten von der Entwicklung von gesundheitsbedingten Beeinträchtigungen, von denen angenommen wird, dass sie mit einer stark wiederholten LLB-Exposition innerhalb von fünf bis zehn Jahren des Betriebs zusammenhängen50,51. Einige SOF-Mitarbeiter entwickeln unmittelbar nach der LLB-Exposition akute traumatische Hirntrauma (SHT)-ähnliche neurokognitive Effekte39. Darüber hinaus berichten Kliniker, dass Symptome, die sich aus der Strahlenexposition ergeben, häufig refraktär gegenüber herkömmlichen Behandlungen sind, was SOF und Ärzte dazu veranlassen kann, sich nach alternativen Behandlungen umzusehen52,53. Trotz der häufigen Exposition von SOF gegenüber LLB und Überdruckmechanismen45, der Schwere und Behandlungsresistenz der daraus resultierenden Symptome und des dokumentierten Musters der blastenbedingten astroglialen Narbenbildung51 sind die langfristigen gesundheitlichen Ergebnisse relativ unbekannt. Kliniker und Militärs verlassen sich auf die Modellierungsforschung, um Verletzungsmechanismen und Pathophysiologie aufzudecken. Diese Modelle sind entscheidend für die Entwicklung von Richtlinien und Strategien zur frühzeitigen Erkennung, Unterbrechung, Vorbeugung und Behandlung des Pathologieprozesses.

Entscheidend ist, dass die Mausmodellierung gängiger militärischer LLB-Expositionen in Gesundheitsvorhersagemodelle einfließen wird. Die klinische Praxis würde von LLB-Vorhersagemodellen profitieren, die ermitteln, wer das größte Risiko für blastenbedingte Pathologien hat, welche Blasteneigenschaften die schwerwiegendsten Folgen provozieren und wie sich der Krankheitsprozess basierend auf der Chronizität, Dosierung oder Spezifität der Blastenexposition entwickeln kann. Daher ist die Modellierung der wiederholten LLB-Exposition unerlässlich, um Hypothesen und Vorhersagen darüber zu entwickeln, wie sich die Exposition auf die Gesundheitsergebnisse von SOF und anderen Servicemitgliedern auswirken wird. Vorhersage- und Verletzungsmechanismusmodelle würden in die Diagnostik und Behandlung sowie in Entscheidungen über die Rückkehr in den Dienst auf der Grundlage von Symptomen und Exposition einfließen.

Die Erforschung des blasteninduzierten TBI (bTBI) bei Mäusen hat in den letzten Jahren erhebliche Fortschritte gemacht, insbesondere durch die Entwicklung von Modellen, die die Ergebnisse nach chronisch repetitivem leichtem bTBI beim Menschen vorhersagen54,55. Während die Untersuchung der mittleren bis hohen Explosionsexposition mit Stoßrohren mit Hunderten von PubMed-indizierten Artikeln gut entwickelt ist 46,56,57,58, ist die Verwendung von Schockrohren in Studien über Explosionen in der Nähe von routinemäßigen militärischen Übungsüberdrücken (<6 psi Spitzendruck 40) weniger entwickelt, mit weniger als zehn Artikeln, die in einer kürzlich durchgeführten PubMed-Suche identifiziert wurden19,20, 22,23,26,27,28. Um die Entwicklung dieses wenig untersuchten Gebiets zu erleichtern, konzentriert sich das vorgestellte Modell auf Schlüsselüberlegungen für konsistente LLB-Überdrücke bei Mäusen, die Rückgewinnung nach der Explosion und die Überwachung, während mehrere deutliche Vorteile dieses Modells gegenüber der Verwendung von Freifeldsprengstoffen festgestellt werden. In der Tat argumentieren wir, dass das beschriebene Labor-LLB-Modell die Entwicklung prädiktiver Modelle für klinische Ergebnisse nach chronisch repetitiver LLB ermöglichen könnte.

Das LLB-Modell bietet gegenüber Freiland-Sprengblasmodellen entscheidende Vorteile, insbesondere im Hinblick auf das Tierwohl. Freilandmodelle können zu einer Mortalitätsrate von 3-8% führen25,36, während dieses laborbasierte LLB-Modell keine Verluste zeigt. Diese Unterscheidung ist von entscheidender Bedeutung, insbesondere wenn die hohen kumulativen Expositionen simuliert werden, die für die militärische Ausbildung typisch sind, bei denen praktisch keine Auszubildenden tödliche Folgen einer LLB-Exposition erleiden. Das offensichtliche Fehlen von Apnoe oder anderen Todesursachen, wie z. B. einem letalen Lungentrauma, gewährleistet die Zuverlässigkeit und Konsistenz des Modells und positioniert es als bevorzugte Wahl für Studien zu den klinisch relevanten Auswirkungen von repetitiver LLB.

Dieses Protokoll ist spezifisch für ein “offenes” Stoßrohr mit einem dreiteiligen Design, bestehend aus Treiber-, Spulen- und Abtriebssektion. LLBs mit hoher Wiederholung können mit anderen Stoßdämpferkonstruktionen mit entsprechenden Modifikationen des Protokolls erreicht werden. Offene Stoßrohrkonstruktionen werden häufig für die Untersuchung von blasteninduzierten Neurotraumata verwendet 46,47,48. Das offene Stoßrohr mit offenem Ausgang ermöglicht es der erzeugten Stoßwelle, sich frei über die Länge des Rohrs auszubreiten, wo sie auf ihr Ziel (z. B. das tierische Subjekt) trifft, bevor sie das gegenüberliegende Ende des Rohrs verlässt. Diese Konstruktion erleichtert die Reproduktion und Untersuchung relativ reiner primärer Explosionsüberdrücke, die sich den Eigenschaften von Explosionsexplosionen annähern, wie sie im offenen Feld auftreten würden48. Als Ergebnis wird die Genauigkeit der empirisch gemessenen Explosionsüberdruckwelle mit einer idealisierten Friedlander-Welle verglichen; Dies ermöglicht die Bewertung der Rohrleistung, um ein spezifisches Überdruckereignis zu erzeugen. Um die LLB-Exposition zu modellieren, verwenden wir einzuvor beschriebenes, speziell angefertigtes Blasrohr mit offenem Ende, das ursprünglich entwickelt wurde, um die Auswirkungen von HLB-Detonationen von über 200+ Pfund Trinitrotoluol (TNT) in einem Abstandsabstand von ~25 Fuß zu reproduzieren. Um hohe Spitzenüberdrücke zu ermöglichen, wird ein Gas in den Treiber unter Druck gesetzt, der durch eine Membran vom Schieber getrennt ist und das Gas im Treiber abdichtet. Die Spule wiederum ist durch eine weitere Membran vom offenen Bereich getrennt. Mit dieser zweiten Membran kann die Spule separat unter Druck gesetzt werden. Das Zweikammersystem ermöglicht es, die Gase im Treiber über den normalen Bruchpunkt der Membran hinaus unter Druck zu setzen. Dies geschieht, weil die unter Druck stehende Spule als Puffer fungiert und die Membran an der Schnittstelle zwischen dem Treiber und der Spule stützt und so ihren Bruch verhindert. Wenn der Bediener des Stoßdämpferrohrs eine Stoßwelle bei dem Zieldruck erzeugen möchte, entlässt ein elektronisches Ventil Gas aus dem Schieber, wodurch der Druck im Schieber schnell abfällt und das unter Druck stehende Gas im Treiberbereich sowohl die Treibermembran als auch die Spulenmembran aufreißen und sich schnell über die Länge des Rohrs ausdehnen kann, wo es auf das Tier in der Zielzone trifft. Die wichtigste Modifikation, die die Untersuchung von LLB in Hochleistungsröhren dieser Bauart ermöglicht, besteht darin, dass wir den Treiber blockieren und die Spule nur in Kombination mit niedrigschwelligen Membranen verwenden.

Um die Zuverlässigkeit und Reproduzierbarkeit der LLB-Experimente zu gewährleisten, müssen während des Aufbaus bestimmte Maßnahmen ergriffen werden. Entscheidend ist es, die Arme und Beine an den Hand- und Fußgelenken fest zu fixieren. Dies minimiert die Variabilität der Körperbewegungen und der Explosionsbelastung und verhindert unbeabsichtigte Verletzungen, die die Ergebnisse verfälschen könnten. Darüber hinaus hilft das Drehen von Handgelenken und Knöcheln nach innen, die Bewegung der Gliedmaßen in Richtung der Mittellinie des Tieres zu lenken, wodurch das Risiko von distalen Verletzungen verringert wird, die sich auf spätere motorische Leistungsbeurteilungen auswirken könnten. Die Begradigung des Kopfes und der Wirbelsäulenkrümmung ist ein weiterer wesentlicher Faktor, um eine gleichmäßige Strahlenbelastung bei allen Probanden zu gewährleisten, da sie dazu beiträgt, potenzielle Unterschiede im Bewegungsumfang zu reduzieren. Eine Erhöhung des Prozentsatzes an Isofluran, der für die Anästhesie verwendet wird, wird für Protokolle empfohlen, die sich über mehrere Tage oder Wochen erstrecken. Diese Anpassung trägt dazu bei, eine gleichbleibende Anästhesietiefe während der gesamten verlängerten Versuchsdauer aufrechtzuerhalten. Unserer Erfahrung nach ist eine Erhöhung von 0,5 % Isofluran ausreichend, um eine adäquate Anästhesie aufrechtzuerhalten.

Eine Anästhesieabgabe über einen Nasenkonus ist jedoch möglicherweise nicht für alle Strahlrohrkonstruktionen möglich, insbesondere für solche mit Vollgehäusen, die das Einführen des Schlauchs in den angetriebenen Abschnitt nicht zulassen. In solchen Fällen können injizierbare Anästhetika vorzuziehen sein. Wir empfehlen, zu bestimmen, wie viel Zeit für die Verabreichung der wiederholten aufeinanderfolgenden Blasten erforderlich ist, und dann ausreichend Anästhetikum zu verabreichen, um die Bewusstlosigkeit während des gesamten Eingriffs aufrechtzuerhalten. Während der Entwicklung dieser modifizierten Methode können zusätzliche Tierschutzkontrollen erforderlich sein, um eine ordnungsgemäße Anästhesieerhaltung zu gewährleisten. Darüber hinaus kann die Verwendung von Injektionsmitteln eine Überwachung des postakuten Ansprechens, wie z. B. die Sammlung von Aufrichtungszeitmaßen, unmöglich machen.

Ethische Überlegungen sind in Tierversuchen von größter Bedeutung, und dieses laborbasierte LLB-Modell umfasst umfassende Rückgewinnungs- und Überwachungsprotokolle nach der Explosion. Humane Endpunkte nach Explosionsexposition, einschließlich Atembeschwerden, Unfähigkeit, sich aufzurichten, nicht ambulanter Status nach einem 2-stündigen Beobachtungszeitraum, anfallsähnliche Bewegungen, ungeschickte Bewegungen, Sehstörungen und Hinweise auf innere Blutungen oder Frakturen von Gliedmaßen, werden genau beobachtet. Bemerkenswert ist, dass LLB-Blastenmäuse in unseren Experimenten keine dieser Bedingungen gezeigt haben. Bei HLBs können jedoch Frakturen der Gliedmaßen auftreten, oft aufgrund von Bedienungsfehlern. Um dieses Risiko zu mindern, drehen Sie die Hände und Füße während der Liegensicherung in Richtung der Mittellinie des Tieres. Diese Technik verhindert, dass der Windstoß die Gliedmaßen nach hinten fegt und die zugehörigen Knochen bricht.

Die Vorteile dieses repetitiven LLB-Modells erstrecken sich nicht nur auf ethische Überlegungen, sondern auch auf praktische und methodische Aspekte. Das laborbasierte Design macht den Umgang mit Sprengstoffen überflüssig und erhöht so die Sicherheit und Zugänglichkeit. Das Modell ist hochgradig reproduzierbar und anpassbar, so dass die Forscher die Expositionsparameter durch die Verwendung verschiedener Gasarten, Geräteeinstellungen und Membranstärken beeinflussen können. Helium, das hier wegen seiner Fähigkeit ausgewählt wird, die Explosionskinetik49 im offenen Feld zu reproduzieren, kann eine zuverlässige Ausgangsbasisliefern 47,59,60. Die Einstellung des Spitzendrucks wird empirisch durch Modifikation der Dicke oder Festigkeit der Retentionsmembran erreicht, was eine Feinabstimmung auf spezifische experimentelle Anforderungen ermöglicht. Schliesslich eliminiert das LLB-Modell die Auswirkungen von saisonalen oder Wetterschwankungen auf Daten, die Exposition von Tieren und andere experimentelle Faktoren. Diese Konsistenz gewährleistet robuste und zuverlässige Ergebnisse, was dieses repetitive LLB-Modell zu einem unschätzbaren Werkzeug für die longitudinale und hochrepetitive Strahlforschung macht.

Um das mit der Explosion verbundene Neurotrauma zu verstehen, müssen die Verletzungsmechanismen, die Metriken der Blastenintensität und die Schwellenwerte aufgeklärt werden. Unsicherheiten gibt es jedoch in Bezug auf die Mechanismen der menschlichen Hirnverletzung in Explosionsszenarien. Zuvor vorgeschlagene Kriterien für die Schädigung des Menschen nach Explosionsexposition stützten sich auf Tierversuche, doch ist es schwierig, diese Studien direkt auf den Menschen anzuwenden, da die Skalierungskriterien für alle Speziesunvollständig sind 61. Die Skalierung von Lungenschäden auf der Grundlage der Körpermasse von Tieren stellt eine Ausnahme dar, da die anerkannten Kriterien62,63 erfüllt sind. Vorgeschlagene Skalierungsgesetze für Hirneffekte, basierend auf Körper64,65 oder Hirnmasse66, übersehen jedoch bekannte und unbekannte anatomische Unterschiede, insbesondere in Bezug auf die Schutzstrukturen im und um das Gehirn. Die Massenskalierung prognostiziert ein höheres Verletzungsrisiko bei kleineren Arten, was durch Studien sowohl an Vögeln 67,68,69 als auch am Menschen70 widerlegt wird. Die Entwicklung genauer Skalierungsgesetze erfordert daher ein empirisches Verständnis der Beziehung zwischen der Intensität externer Explosionsereignisse und internen Gehirneffekten über Spezies hinweg. Im Falle von LLBs ist nur sehr wenig über eine einmalige oder chronische Exposition in Tiermodellen oder beim Menschen bekannt. Infolgedessen können die empirischen Studien, die für die Entwicklung zukünftiger Skalierungsgesetze im LLB-Intensitätsbereich erforderlich sind, durch unsere Methode katalysiert werden.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass dieses laborbasierte Schockrohrmodell einen bedeutenden Fortschritt in der Untersuchung der chronischen Auswirkungen der LLB-Exposition bei Mäusen darstellt. Durch die Einbeziehung von Verfahren zur Modellierung konsistenter Überdrücke, zur Priorisierung der Erholung und Überwachung nach der Explosion und zur Hervorhebung deutlicher Vorteile gegenüber alternativen Modellen kann dieses laborbasierte LLB-Modell eine zuverlässige und ethische Wahl bieten, um unser Verständnis von Verletzungen im Zusammenhang mit chronischer LLB-Exposition zu verbessern.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

JSM erhielt Mittel vom United States Department of Veterans Affairs (VA) Office of Biomedical Laboratory Research & Development (JSM, I01BX004896) und dem VA Northwest Mental Illness Research Education and Clinical Center, einer vom Kongress beauftragten VA-Einrichtung, die durch Explosionen verursachte Hirnverletzungen und komorbide posttraumatische Belastungen untersucht. JSM berichtet über eine unabhängige Finanzierung aus dem FY22 Traumatic Brain Injury and Psychological Health Research Program Translational Research Award (W81XWH-22-TBIPHRPTRA, Fördernummer HT94252310755). Die Autoren danken Andrew Shutes-David für seine redaktionelle Unterstützung.

Materials

Adroit Thermal Recirculating Heat Pump (120 V) Parkland Scientific HTP-1500
Copy paper, 75 g/m2 weight Staples 897804
Disposable Absorbant Blue Pads VWR 82020-845
Forane Inhalant Solution MedLine 10019-360-60
Helium Linde UN1046
Laboratory tape (1") VWR 89098-076
LabView software Emerson V 2011
Medical oxygen Central Welding Supply UN1072
Mylar, 0.005 thickness Tapp Plastics 22934
Plastic cling wrap Santa Cruz Biotechnology sc-3687
Plastic twist ties  VWR 11215-940
Pneumatic Shocktube (with driver and spool sections; target area sized for mice, 20 kHz sampling rate pressure sensors, control and acquisition software) BakerRisk, San Antonio, TX custom
Reusable Heavy Duty Heating Pad (12" x 18") Parkland Scientific 121218
Scissor-style, Rodent Ear Punch Kent Scientific INS750076-2
Sliding Top Chambers for Traditional Vaporizers Kent Scientific VetFlo-0530SM
VetFlo Isoflurane Vaporizer Kent Scientific VetFlo-1210S
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Crabtree, A., McEvoy, C., Muench, P., Ivory, R. A., Rodriguez, J., Omer, M., Charles, T., Meabon, J. S. Modeling Highly Repetitive Low-level Blast Exposure in Mice. J. Vis. Exp. (207), e66592, doi:10.3791/66592 (2024).
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