Summary

Подготовка образцов органоидов сетчатки для просвечивающей электронной микроскопии

Published: June 07, 2024
doi:

Summary

Этот протокол обеспечивает оптимизированную и сложную процедуру подготовки образцов органоидов сетчатки для просвечивающей электронной микроскопии. Он подходит для приложений, связанных с анализом синапсов в зрелых органоидах сетчатки.

Abstract

Органоиды сетчатки (РО) представляют собой трехмерную культуральную систему, имитирующую особенности сетчатки человека, которые дифференцировались от индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ИПСК) в определенных условиях. Развитие и созревание синапсов в АФ изучены иммуноцитохимически и функционально. Однако прямые доказательства синаптической контактной ультраструктуры ограничены, содержащей как специальные ленточные синапсы, так и обычные химические синапсы. Просвечивающая электронная микроскопия (ПЭМ) характеризуется высоким разрешением и хорошей историей, выясняющей развитие сетчатки и созревание синапсов у человека и различных видов. Это мощный инструмент для изучения синаптической структуры в РО, который широко используется в области исследований РО. Поэтому для лучшего изучения структуры синаптических контактов RO на наноуровне и получения высококачественных микроскопических доказательств мы разработали простой и воспроизводимый метод подготовки образцов RO TEM. В этой статье описывается протокол, используемые реагенты и подробные шаги, включая подготовку к фиксации ОО, постфиксацию, встраивание и визуализацию.

Introduction

Сетчатка, жизненно важный орган зрительной чувствительности у человека и млекопитающих, имеет отчетливую слоистую структуру, характеризующуюся тремя ядерными слоями, содержащими нейронные сомы, и двумя плексиформными слоями, образованными синаптическими связями1, включая обычные синапсы и специализированный ленточный синапс 2,3. Ленточный синапс играет решающую роль в передаче импульсов везикул в постепенном порядке 2,3. Процесс зрения включает в себя передачу электрооптического сигнала через различные уровни нейронов и синапсов, в конечном итоге достигая зрительной коры 4,5.

Органоиды сетчатки (РО) представляют собой трехмерную (3D) культуральную систему, полученную из индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ИПСК), имитирующую физиологические состояния ткани сетчатки in vitro 1,6,7. Этот подход является перспективным для изучения заболеваний сетчатки8, скрининга лекарств9 и служит потенциальной терапией для необратимых дегенеративных состояний сетчатки, таких как пигментный ретинит10 и глаукома11. Являясь мощной системой оптической проводимости in vitro, синапс в АФ является важнейшей структурой, способствующей эффективному преобразованию и передаче сигнала.

Развитие ОО можно условно разделить на три стадии в соответствии с их морфологическими признаками и профилями молекулярной экспрессии 6,12. RO на стадии 1 (около D21-D60) включают в себя нервные клетки-предшественники сетчатки, множество ганглиозных клеток сетчатки (RGC) и несколько звездообразных амакриновых клеток (SAC), соответствующих первой эпохе развития плода человека. На стадии 2 (около D50-D150) RO экспрессируют некоторые предшественники фоторецепторов, интернейроны и гены, связанные с синаптогенезом, что представляет собой фазу перехода. Фоторецепторы развивают зрелость на стадии 3 RO (примерно после D100-D150), что соответствует третьей стадии развития плода человека 6,12,13. Примечательно, что по сравнению с АФ на стадии 1 и стадии 2, РО на стадии 3 имеют отчетливую пластинчатую структуру, синапсы которой созрели12, включая наличие ленточных синапсов14. Более того, недавнее исследование подтвердило, что зрелые синапсы существуют для передачи световых сигналов, что указывает наих функциональность. Таким образом, АФ на стадии 3 часто отбираются для исследования синаптической структуры.

Иммуногистохимия широко применяется для изучения экспрессии различных молекулярных белков. Тем не менее, ограничение оптической микроскопии заключается в ее способности наблюдать только ограниченное количество конкретных клеток и молекул одновременно, что приводит к отсутствию всестороннего анализа взаимоотношений между клетками и окружающей их средой. Просвечивающая электронная микроскопия (ПЭМ) характеризуется высоким разрешением, с ограниченным разрешением 0,1-0,2 нм, превосходящим световой микроскоп в ~10-20 разв 15 раз. Он восполняет дефекты оптической микроскопии и используется для выяснения развития сетчатки и созревания синапсов у человека16,17 и различных видов 18,19,20,21. ПЭМ позволяет проводить прямое различие между пресинаптическими и постсинаптическими компонентами18,20 и даже позволяет всесторонне наблюдать за субклеточными структурами, такими как ленты 2,3, везикулы22 и митохондрии23. Таким образом, ПЭМ является важным инструментом для идентификации типов синапсов и изучения ультраструктуры синаптических контактов в РО на наноуровне.

Важно отметить, что пробоподготовка имеет большое значение для получения высококачественных электронных микрофотографий. Хотя в некоторых исследованиях ЭМ выполняли на RO 12,13,24, подробные процедуры неясны. Поскольку качество изображения электронной микроскопии в значительной степени зависит от эффекта фиксации RO и проникновения реагента, при подготовке необходимо учитывать различные важные факторы. Следовательно, для лучшего исследования синаптических контактов в РО мы представляем метод с хорошей воспроизводимостью, который показывает рабочие точки фиксации, встраивания и идентификации мест наблюдения РО.

Protocol

1. Получение RO от iPSCs25 ПРИМЕЧАНИЕ: RO были получены из iPSC путем модификации ранее описанной процедуры. Диссоциировать иПСК при слиянии ~90% с помощью бактериальной протеазы (см. Таблицу материалов). Измельчите к?…

Representative Results

Создание 3D RO с помощью дифференцировки iPSC является мощным инструментом для изучения механизмов заболевания сетчатки и заместительной терапии стволовыми клетками. Хотя другие продемонстрировали синаптические связи в РО функционально и иммуноцитохимически, прямые ?…

Discussion

В этой статье мы представили подробный протокол наблюдения за обычной и ленточной синаптической ультраструктурой в РО с помощью ПЭМ. Этот протокол основан на описанных ранее способах препарирования сетчатки с некоторыми модификациями20. Чтобы повысить ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была частично поддержана грантами Национальной программы ключевых исследований и разработок Китая (2022YFA1105503), Государственной ключевой лаборатории нейронаук (SKLN-202103) и Чжэцзянского фонда естественных наук Китая (Y21H120019), Фонда естественных наук Китая (82070981).

Materials

100 mm Petri dish Corning 430167
Acetone Electron Microscopy Science 10000
B27 supplement Gibco A3582801
Cell lifter Santa Cruz sc-395251
Copper grids Beijing Zhongjingkeyi Technology Co., Ltd. AZH400HH
DigitalMicrograph Software Gatan, Inc. Software
Dispase StemCell Technologies #07913 Bacterial protease
DMEM/F12 medium Gibco #11320033
Embedding mold Beijing Zhongjingkeyi Technology Co., Ltd. GZ10592
Epon-812 resin Electron Microscopy Science #14900
Fetal Bovine Serum (FBS) Biological Industries #04-0021A
Glutaraldehyde Electron Microscopy Science 16020
hiPSC Shownin Biotechnology Co. Ltd. RC01001-A
Lead citrate Beijing Zhongjingkeyi Technology Co., Ltd. GZ02618
L-GlutaMax Life Technologies #35050061 L-glutamine substitute
Matrigel Corning 356234
Microscope slide CITOTEST 80312-3161
N2 supplement Gibco 17502048
Na2HPO4· 12H2O Sigma 71650 A component of PB/PBS
NaH2PO4· H2O Sigma 71507 A component of PB/PBS
Non-essential amino acids Sigma #M7145
Optical microscope Lab Binocular Biological Microscope Xsz-107bnii
OsO4 TED PELLA 4008-160501
Oven Bluepard BPG9040A
Paraformaldehyde Electron Microscopy Science 157-8
Penicillin-Streptomycin Gibco #15140-122
Semi/ultrathin microtome Reichert-Jung 396649
Taurine Sigma #T0625
Toluidine blue Sangon Biotech E670105-0100
Transmission Electron Microscopes HITACHI H-7500
Uranyl acetate TED PELLA CA96049
β-mercaptoethanol Sigma 444203

References

  1. Andreazzoli, M., Barravecchia, I., De Cesari, C., Angeloni, D., Demontis, G. C. Inducible pluripotent stem cells to model and treat inherited degenerative diseases of the outer retina: 3d-organoids limitations and bioengineering solutions. Cells. 10 (9), 2489 (2021).
  2. Moser, T., Grabner, C. P., Schmitz, F. Sensory processing at ribbon synapses in the retina and the cochlea. Physiol Rev. 100 (1), 103-144 (2020).
  3. Tom Dieck, S., Brandstätter, J. H. Ribbon synapses of the retina. Cell Tissue Res. 326 (2), 339-346 (2006).
  4. Kolb, H., Fernandez, E., Nelson, R. . Webvision: The organization of the retina and visual. , (1995).
  5. Soto, F., Zhao, L., Kerschensteiner, D. Synapse maintenance and restoration in the retina by ngl2. Elife. 7, e30388 (2018).
  6. Kruczek, K., Swaroop, A. Pluripotent stem cell-derived retinal organoids for disease modeling and development of therapies. Stem Cells. 38 (10), 1206-1215 (2020).
  7. O’Hara-Wright, M., Gonzalez-Cordero, A. Retinal organoids: A window into human retinal development. Development. 147 (24), (2020).
  8. Norrie, J. L., et al. Retinoblastoma from human stem cell-derived retinal organoids. Nat Commun. 12 (1), 4535 (2021).
  9. Luni, C., Serena, E., Elvassore, N. Human-on-chip for therapy development and fundamental science. Curr Opin Biotechnol. 25, 45-50 (2014).
  10. Chahine Karam, F., et al. Human ipsc-derived retinal organoids and retinal pigment epithelium for novel intronic rpgr variant assessment for therapy suitability. J Pers Med. 12 (3), 502 (2022).
  11. Lo, J., et al. Therapeutic strategies for glaucoma and optic neuropathies. Mol Aspects Med. 94, 101219 (2023).
  12. Capowski, E. E., et al. Reproducibility and staging of 3d human retinal organoids across multiple pluripotent stem cell lines. Development. 146 (1), 171686 (2019).
  13. Cowan, C. S., et al. Cell types of the human retina and its organoids at single-cell resolution. Cell. 182 (6), 1623-1640 (2020).
  14. Cora, V., et al. A cleared view on retinal organoids. Cells. 8 (5), 391 (2019).
  15. Żak, A. M. Light-induced in situ transmission electron microscopy─development, challenges, and perspectives. Nano Lett. 22 (23), 9219-9226 (2022).
  16. Tschulakow, A. V., Oltrup, T., Bende, T., Schmelzle, S., Schraermeyer, U. The anatomy of the foveola reinvestigated. PeerJ. 6, e4482 (2018).
  17. Syrbe, S., et al. Müller glial cells of the primate foveola: An electron microscopical study. Exp Eye Res. 167, 110-117 (2018).
  18. Xiao, J., et al. Rod bipolar cells receive cone photoreceptor inputs through both invaginating synapses and flat contacts in the mouse and guinea pig retinas. J Comp Neurol. 531 (11), 1184-1197 (2023).
  19. Liu, X., et al. Retinal degeneration in rpgra mutant zebrafish. Front Cell Dev Biol. 11, 1169941 (2023).
  20. Yang, Q., et al. Expression of α-synuclein in the mouse retina is confined to inhibitory presynaptic elements. J Comp Neurol. 531 (10), 1057-1079 (2023).
  21. Zhang, J., et al. Early degeneration of photoreceptor synapse in ccl2/cx3cr1-deficient mice on crb1(rd8) background. Synapse. 67 (8), 515-531 (2013).
  22. De Robertis, E., Franchi, C. M. Electron microscope observations on synaptic vesicles in synapses of the retinal rods and cones. J Biophys Biochem Cytol. 2 (3), 307-318 (1956).
  23. Frey, T. G., Mannella, C. A. The internal structure of mitochondria. Trends Biochem Sci. 25 (7), 319-324 (2000).
  24. Gonzalez-Cordero, A., et al. Recapitulation of human retinal development from human pluripotent stem cells generates transplantable populations of cone photoreceptors. Stem Cell Reports. 9 (3), 820-837 (2017).
  25. Gao, M. L., et al. Patient-specific retinal organoids recapitulate disease features of late-onset retinitis pigmentosa. Front Cell Dev Biol. 8, 128 (2020).
  26. Afanasyeva, T. a. V., et al. A look into retinal organoids: Methods, analytical techniques, and applications. Cell Mol Life Sci. 78 (19-20), 6505-6532 (2021).

Play Video

Cite This Article
Liu, X., Rao, B., Lin, Q., Gao, M., Zhang, J. Preparing Retinal Organoid Samples for Transmission Electron Microscopy. J. Vis. Exp. (208), e66590, doi:10.3791/66590 (2024).

View Video