Summary

רישום פעילות שרירי הפורלימב בעכברים עם ראש קבוע עם אלקטרודות EMG מושתלות כרוניות

Published: March 29, 2024
doi:

Summary

פרוטוקול זה מתאר ייצור ידני והשתלה כירורגית של אלקטרודות אלקטרומיוגרפיות (EMG) בשרירי הגפיים הקדמיות של עכברים כדי לרשום את פעילות השרירים במהלך ניסויי התנהגות קבועים בראש.

Abstract

כלים גנטיים ומולקולריים רבי עוצמה הזמינים במחקר מדעי המוח של מערכות עכברים אפשרו לחוקרים לחקור את תפקוד המערכת המוטורית בדיוק חסר תקדים בעכברים עם ראש קבוע המבצעים מגוון משימות. גודלו הקטן של העכבר מקשה על מדידת התפוקה המוטורית, שכן השיטה המסורתית של רישום אלקטרומיוגרפי (EMG) של פעילות השרירים תוכננה עבור בעלי חיים גדולים יותר כמו חתולים ופרימטים. בהמתנה לאלקטרודות EMG זמינות מסחרית עבור עכברים, השיטה הנוכחית הסטנדרטית לרישום פעילות שרירים בעכברים היא ליצור ערכות אלקטרודות בתוך החברה. מאמר זה מתאר חידוד של נהלים מבוססים לייצור ידני של סט אלקטרודות, השתלת אלקטרודות באותו ניתוח כמו השתלת לוחית ראש, קיבוע מחבר על לוחית הראש וטיפול התאוששות לאחר הניתוח. לאחר ההתאוששות, ניתן לקבל הקלטות EMG ברזולוציה של אלפיות השנייה במהלך התנהגות קבועה של ראש במשך מספר שבועות ללא שינויים ניכרים באיכות האות. רישומים אלה מאפשרים מדידה מדויקת של פעילות שרירי הגפיים הקדמיות לצד רישום עצבי in vivo ו/או הפרעה כדי לבחון מנגנוני שליטה מוטורית בעכברים.

Introduction

בעשורים האחרונים הפכו עכברים לאורגניזם מודל אטרקטיבי לחקר המערכת המוטורית של יונקים. גישות ניסיוניות נפוצות כוללות עכברים קבועי ראש המבצעים משימות מוטוריות לצד ניטור ו / או הפרעה של פעילות עצבית 1,2,3,4,5. מחקרי מערכות מוטוריות במינים גדולים יותר (כגון חתולים ופרימטים) הסתמכו באופן מסורתי על אלקטרומיוגרפיה (EMG) כדי למדוד את תפוקת המנוע ישירות במהלך ניסויים כאלה 6,7,8. עם זאת, רישום פעילות השרירים בעכברים מאתגר מכיוון שהשרירים שלהם קטנים מדי עבור אלקטרודות EMG זמינות מסחרית המשמשות בניסויים ביונקים גדולים9. חוקרים רבים בוחרים לעקוב אחר קינמטיקה של הגפיים באמצעות וידאו 4,10,11 ו / או ביצועים התנהגותיים 2,4,12 כדי לחקור את התפוקה המוטורית בעקיפין, אך שיטות אלה חסרות את הרזולוציה כדי לזהות את ההשפעה בקנה מידה של אלפית השנייה של פעילות עצבית והפרעה שלה על השרירים. לפיכך, רישום EMG רצוי לחוקרים המעוניינים בשליטה עצבית ישירה על השרירים.

EMG כרוך במדידת המתח בין שתי נקודות, המופרדות בדרך כלל על ידי מרחק קצר בערך במקביל לסיבי השריר המוקלטים. אלקטרודות EMG מגיעות בזנים פני שטח (או “טלאי”) ותוך שריריים (או “מחט”). אלקטרודות פני השטח ממוקמות על גבי העור או מונחות על רקמת השריר ומאובטחות באמצעות דבק או תפירה. ככאלה, אלקטרודות פני השטח פחות פולשניות מאלקטרודות תוך שריריות והן פופולריות ביותר בקרב בני אדם, חתולים ופרימטים בשל קלות השימוש היחסית שלהן. אלקטרודות פני השטח שימשו בהצלחה גם עם חולדות ועכברים13,14; עם זאת, הם חייבים להיות מפוברקים ביד ומושתל בניתוח מתחת לעור בשל הנטייה של מכרסמים לנסות להסיר חפצים זרים בזמן הטיפוח. אלקטרודות EMG תוך שריריות, לעומת זאת, מושתלות בניתוח בתוך רקמת השריר. מכיוון שהם נבלעים ברקמת שריר, הם מספקים רזולוציה מרחבית גבוהה ונשארים קבועים במקומם ללא הגבלת זמן. לפיכך, אלקטרודות EMG תוך שריריות מושתלות אידיאליות על פני השטח לניסויים ארוכי טווח באמצעות מכרסמים. כדי לתעד EMG תוך שרירי באופן אמין בעכברים, חוקרים פיתחו שיטה לייצור ידני והשתלת אלקטרודות EMG בשרירים קטנים כמו אלה שבאמה של עכבר בוגר. אלקטרודות אלו מאפשרות רישום שרירים כרוני במהלך התנהגות מוטורית במכרסמים במשך מספר שבועות.

הפרוטוקול המתואר כאן הוא תוצאה של שכלול בן עשור של שיטות מבוססות 15,16,17,18, אשר הניב הליך לייצור ידני, השתלה והקלטה מאלקטרודות EMG חוטיות שהושתלו באופן כרוני בזוגות שרירים מכופפים/מרחיבים של המרפק ושורש כף היד בעכברים מתנהגים. החלק הראשון מתאר ייצור ידני של סט אלקטרודות עם ארבעה זוגות אלקטרודות ומחבר בן 8 פינים לממשק שלב הראש. החלק הבא מפרט את ההשתלה הכירורגית של האלקטרודות תוך שרירית בשרירי הזרוע העליונה והתחתונה באותו ניתוח כמו השתלת לוחית ראש. לבסוף, נדונות הקלטות מייצגות של עכברים המבצעים מגוון התנהגויות. בסך הכל, שיטה זו היא דרך חסכונית וניתנת להתאמה אישית לכלול מדידות פעילות שרירים בניסויי התנהגות קבועים בראש, שהיא אידיאלית עבור מעבדות עם ניסיון כלשהו בייצור אלקטרודות.

Protocol

כל הניסויים והנהלים בוצעו על פי הנחיות NIH ואושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת נורת’ווסטרן. למדינות ו/או מוסדות אחרים עשויות להיות תקנות שונות המחייבות שינויים בהליך זה. בעלי החיים שנכללו במחקר הנוכחי היו זכרים בוגרים C57BL6/J (ראו טבלת חומרים) בגילאי 12-20 שבועות עם משקל גוף מינימלי של 20 גרם. 1. ייצור סט אלקטרודות הערה: בצע שלבים אלה על ספסל נקי באמצעות סטריאומיקרוסקופ עם טווח הגדלה של 10x-40x וידיים נקיות וחשופות. ראו איור 1 עבור דיאגרמות המפרטות הפשטת חוטי אלקטרודות (איור 1A) ומכלול מחברים (איור 1B). חוטים חתוכים: עבור כל זוג אלקטרודות, חתכו שתי חתיכות של חוט נירוסטה קלוע מצופה PFA (7 גדילים, קוטר 0.0055 אינץ’) (ראו טבלת חומרים). עבור שרירי הזרוע העליונה, לחתוך כל חוט באורך 9.5 ס”מ. לשרירי הזרוע התחתונה, חתכו כל חוט באורך 10.5 ס”מ. קשרו את שני החוטים יחד עם קשר אחד – זה יהפוך לקשר היושב ממש מחוץ לאתר ההחדרה (קשר פרוקסימלי) בעת ההשתלה. החוטים הקשורים מהווים זוג אלקטרודות אחד.בעזרת מחט 18 גרם המוחדרת לחתיכת קרטון גלי, מקמים את הקשר 6 ס”מ מקצה ההחדרה ומהדקים סביב המחט על ידי משיכת גדילי האלקטרודות כנגד הקרטון. קצה ההחדרה יתכווץ לכ-5.5 ס”מ, כאשר 0.5 הס”מ הנותרים קשורים בקשר. בזהירות להסיר את המחט ולמשוך את הקשר חזק עם ידיים חשופות פעמיים כדי להדק עוד יותר.הערה: הקשר לא צריך להיות הדוק ככל האפשר; הידוק בדרך זו יביא לקשר פרוקסימלי בגודל הנכון לעיגון האלקטרודות המושתלות ברקמה. עבור שרירי הזרוע העליונה, ודא שקצות המחבר הם באורך 3.5 ס”מ. עבור שרירי הזרוע התחתונה, ודא שקצות המחבר הם באורך 4.5 ס”מ. רצועת בידוד 0.5 מ”מ מכל חוט: 1-1.5 מ”מ מהקשר על חוט אחד ו-2-2.5 מ”מ מהקשר על החוט השני. איור 1 ממחיש היכן לפשוט כל חוט.הדביקו את האלקטרודה על פיסת קרטון שטוחה עם שני חוטי הקצה של המחברים יחד וחוטי קצה ההחדרה מפוזרים זה מזה. באמצעות אזמל, לעשות ניקים בבידוד, מסמנים את הקצוות שבהם הבידוד יוסר. בכל ניק, בצע סדרה של ~6 חתכים עם להב אזמל בכל ניק: ~2 למעלה, ~2 בצד ו~2 מתחת לחוט.הערה: חשוב להימנע מחיתוך החוט עצמו יותר מדי. אחרת, הגדילים עלולים להישבר. תרגול נדרש כדי להשיג את כמות הלחץ המתאימה לחתוך את הבידוד לחלוטין עם נזק מוגבל לחוט. סובבו את זוג האלקטרודות ב-180 מעלות וחזרו על 6 החיתוכים בכל ניק. הניחו חתכים נוספים לפי הצורך כדי להפריד את הבידוד של 0.5 מ”מ מהחוט שמתחתיו. מספר החתכים הדרושים כאן יהיה תלוי בלחץ המופעל ואת החדות של להב אזמל. סובבו את להב האזמל כדי לחתוך לאורך הבידוד המשוחרר לאורכו והוציאו אותו מהחוט באמצעות מלקחיים. בדוק את החוט החשוף לאיתור שבירה ו/או בידוד שחוק שעלול לגרום נזק במהלך החדרתו לרקמה. פס 1 מ”מ מהקצה של כל חוט בקצה המחבר. יש להסיר 5 מ”מ מקצה כל חוט בקצה ההחדרה. סובב את מקטעי חוטי קצה ההחדרה יחד וכיווץ את הקצוות החשופים בקוטר 5 מ”מ יחד בפיר של 0.5 אינץ’. 27 גרם מחט. ניתן להשתמש במחטים היפודרמיות טיפוסיות לאחר הסרת קצה מנעול הפיתוי. חזור על שלבים 1.1-1.6 עבור כל זוג אלקטרודות. הרכיבו את המחבר.חתך את הקצה הנשי של מחבר 12 הפינים (ראה טבלת חומרים) עד לגודל: # זוגות אלקטרודות x 2 חריצים פינים. הסר את אביזרי הפליז מכל יציאת מחבר (אלה מחוברים מראש למחבר בן 12 הפינים) בעדינות באמצעות צבת. שמור אביזרים אלה לשלב הבא. הלחמה כל קצה חשוף של 1 מ”מ של כל חוט למשטח החיצוני של אחד הלהבים של אביזר פליז.אזהרה: הלחמה משחררת אדים שעלולים לגרום לגירוי בעור, בעיניים ובדרכי הנשימה. יש ללבוש כפפות (או לשטוף ידיים לאחר מכן), להשתמש בהגנה על העיניים ולהשתמש במכשיר מקומי למיצוי אדים כדי להגביל את החשיפה.אבטחו את הפליז בתפס תנין חסר שיניים המחובר לכלי יד מסייע כאשר המשטח החיצוני של אחד הלהבים פונה כלפי מעלה. מקמו את ההתאמה מתחת למיקרוסקופ כדי לאפשר שליטה חזותית גבוהה במהלך ההלחמה. בעזרת אטב נייר לא מקופל או פיסת חוט גרוטאות, יש לטפוח כמות קטנה של שטף תואם פלדת אל-חלד על פני השטח של הלהב. יש למרוח מספיק הלחמה על הלהב כדי לכסות את החלק התחתון ~ 1.5 מ”מ של להב הפליז באמצעות קצה הלחמה חרוטי צר.הערה: יותר מדי הלחמה כאן תפריע להרכבת המחברים, בעוד שהלחמה קטנה מדי עלולה להשאיר חיבור לא מספק. יש אביזרי פליז נוספים זמינים כדי להתחיל מחדש במידת הצורך. צפו בנדיבות את פני השטח של ההלחמה על הלהב בשטף תואם נירוסטה, אך הימנעו מטפטוף שטף לתוך החלל שבין שני הלהבים. החזיקו את חוט האלקטרודה החשוף בקוטר 1 מ”מ כנגד ההלחמה שעל הלהב וחממו את ההלחמה עם המגהץ כדי להתיך את החיבור. בדוק את החיבור: רוב החוט החשוף צריך להיות שקוע בהלחמה, והחוט צריך להיות מחובר היטב לאביזר הפליז. ודא שאף הלחמה לא הגיעה בין שני הלהבים של התאמת הפליז – זה עלול להקשות על הכנסת מחבר זכר בהמשך. לבסוף, ודא שהחיבור צמוד ללהב הפליז כדי לאפשר להכניס מחדש את ההתאמה למחבר בשלב הבא. באמצעות מלקחיים ישרים, הכנס מחדש כל פליז מולחם המתאים בחזרה למחבר, וודא שהחוטים של כל זוג אלקטרודות צמודים זה לזה ואינם מסתבכים עם זוגות אלקטרודות אחרים. ראו איור 1B כדי להמחיש את הכיוון של זוג אלקטרודות יחיד במחבר.הערה: הכיוון האידיאלי משמאל לימין הוא: שרירי הזרוע (3.5 מ”מ בקצה המחבר), תלת ראשי (3.5 מ”מ בקצה המחבר), extensor carpi radialis (ECR; 4.5 מ”מ בקצה המחבר) ו- palmaris longus (PL; 4.5 מ”מ בקצה המחבר). סמן צד אחד בטוש או הלבנה כדי לעקוב אחר כיוון המחבר במהלך ההשתלה. חתך מחבר זכר בן 12 פינים לאותו גודל (# זוגות אלקטרודות x 2) כמו הקצה הנקבי וחבר אותו למחבר הנקבה. אם אביזרים נעקרים, ניתן להכניס אותם מחדש עם מלקחיים ישרים לאחר הישיבה של המחבר הגברי. הסירו לשוניות הנובעות מאביזרי פליז בעזרת צבת. צפו את חריצי הסיכה באפוקסי, וודאו שכל המתכת או החוט ליד המחבר יהיו מבודדים מרקמות.אזהרה: אפוקסי עלול לגרום לגירוי בעור, בעיניים ובדרכי הנשימה בחשיפה ממושכת. יש ללבוש כפפות, להגן על העיניים ולהשתמש באפוקסי רק באזור מאוורר היטב או תחת מכשיר מקומי להפקת אדים. הניחו למחבר להתייבש באוויר למשך 30 דקות לפחות. בדוק את ההתנגדות של כל זוג אלקטרודות ומחטי תווית עם מקטעים צבעוניים קטנים של כיווץ חום לזיהוי קל במהלך הניתוח.הערה: ההתנגדות צריכה להיות בין 18-50 אוהם. התנגדות נמוכה יותר עשויה להצביע על קצר. התנגדות גבוהה יותר עשויה להצביע על נזק רב מדי לגדילים החוטיים. עם זאת, התנגדות גבוהה נובעת לעתים קרובות מחיבור לא מושלם בין מוט המחט לחוט (שנעשה בשלב 1.6), אשר ניתן לפתור על ידי כיווץ נוסף בצומת זה. ודא שערכת האלקטרודות נקייה מסיבים ופסולת אחרת לפני ההשתלה. ניתן להשתמש באבק ריסוס לשם כך. בדיקה תחת המיקרוסקופ יכולה להיות מועילה לאימות. 2. ניתוח השתלת אלקטרודות הערה: סעיף זה מתאר הליך כירורגי יחיד להשתלת לוחית ראש ואלקטרודות שיוצרו בסעיף הקודם בתלת-ראשי, שרירי הזרוע, extensor carpi radialis (ECR) ו-palmaris longus (PL). עבור שני השרירים האחרונים, קשה מאוד להשתיל את האלקטרודה באופן בלעדי בשרירים בודדים אלה מבלי לעבור דרך שרירים סינרגטיים סמוכים. ראו את הדיון להלן לגבי הסייגים שבניסיון לבודד הקלטות משרירים בודדים. לוחות ראש בדרך כלל מתוכננים ומיוצרים בהתאמה אישית לניסויים ספציפיים. במחקר הנוכחי נעשה שימוש בלוחיות ראש של RIVETS מפלסטיק מודפס בתלת-ממד19. עיצובים רבים של לוחות ראש בקוד פתוח זמינים באינטרנט באמצעות Janelia, מכון אלן וקבוצות מחקר עצמאיות. הליך לוחית הראש המתואר כאן שימש בהצלחה עם לוחות ראש מטיטניום ופלסטיק. ההליך הכירורגי חייב להתבצע על מכשיר סטריאוטקסי (ראה טבלת חומרים) עם סטריאומיקרוסקופ הנע בין הגדלה של פי 10-40. יש לעקר את האלקטרודות ואת לוחית הראש באמצעות 1.5% גלוטראלדהיד למשך הלילה או למשך 8 שעות. יש לשטוף לזמן קצר במים סטריליים ולתת לאוויר להתייבש לחלוטין לפני ההשתלה.אזהרה: גלוטראלדהיד מזיק בבליעה ועלול לגרום לגירוי בעיניים, בעור ובדרכי הנשימה. יש לטפל עם כפפות במכסה אדים מאוורר. יש להשרות הרדמה עם 2-4% איזופלורן בחמצן ברמה רפואית בתא זירוז עד לאיבוד רפלקס הימין (כ-3 דקות) בהתאם לפרוטוקולים שאושרו במוסד. העבירו את בעל החיים לקונוס האף הניתן להזזה כדי להמשיך לקבל הרדמה. בהרדמה עם 2% איזופלורן בחמצן ברמה רפואית, יש לגלח את הראש, הצוואר והגפה של בעל החיים לפני הניתוח. בצע את כל השלבים הנותרים בסעיף זה תחת הרדמה. התאם את המינון של isoflurane לפי הצורך כדי לשמור על קצב נשימה של 1 הרץ והיעדר רפלקס צביטת בוהן. יש למרוח חומר סיכה לעיניים ולמרוח מחדש כל שעה במהלך הניתוח. מתן משכך כאבים בהזרקה (כגון קרפרופן, 5 מ”ג/ק”ג) ותרופות אנטיביוטיות תת עורית (כגון אנרופלוקסצין, 10 מ”ג/ק”ג) (ראה טבלת חומרים) בתחילת הניתוח. השתילו את לוחית הראש באמצעות השלבים הבאים או בשיטה חלופית שאושרה על ידי המוסד.אבטחו את ראשו של בעל החיים במוטות אוזניים במכשיר הסטריאוטקסי וספקו הרדמה (2% איזופלורן) דרך חרוט האף המחובר למכשיר הסטריאוטקסי. מוסיפים וילון סטרילי לשמירה על אספסיס. נקו את הראש והצוואר עם רפידות הכנה פובידון-יוד ורפידות הכנה סטריליות לאלכוהול.יש למרוח שוב חומר סיכה לעיניים במידת הצורך. יש להזריק לידוקאין (4 מ”ג/ק”ג) (ראו טבלת חומרים) באופן תת-עורי במקום החתך. הקפידו על השראת הרדמה נאותה על ידי ביצוע צביטת בוהן. אם רפלקס הימין נעדר, בצע חתך לאורך קו האמצע של ראש החיה מהקצה הקאודלי של העיניים לקצה הקאודלי של האוזניים. הדקו את העור בעזרת אטבי רקמות: שניים בקצה הרוסטרלי בכל צד ממש מאחורי העיניים ושניים בקצה הקאודלי ממש מאחורי האוזניים. נקו את משטח הגולגולת על ידי גירוד עדין עם להב אזמל כדי להסיר פאשיה מיובשת. יש למרוח שכבה דקה של מלט דנטלי (ראו טבלת חומרים) על פני הגולגולת ולאפשר לה להתייבש למשך 5 דקות. מקם את לוחית הראש על גולגולת החיה. כיצד והיכן מושתלת לוחית הראש ישתנו בהתאם ללוחית הראש ולשאלת המחקר. השתמש במלט דנטלי כדי להצמיד את לוחית הראש לגולגולת. ודא שהגולגולת מכוסה במלואה. הניחו לצמנט הדנטלי להתייבש למשך 10 דקות. להעביר את בעל החיים לקונוס אף מפלסטיק נייד כדי לספק הרדמה לשארית הניתוח; זה יאפשר מיקום מחדש של בעל החיים באופן קבוע במהלך הניתוח כדי לגשת לשרירים שונים תוך שמירה על הרדמה. האריכו את החתך בחלק האחורי של הצוואר (שנעשה במהלך השתלת לוחית הראש) כך שיגיע ל -1 ס”מ קאודלי לאוזניים. באמצעות מגרד עצם קהה, להפריד את העור מתחת לחתך הצוואר מהרקמה שמתחתיה כדי לפנות נתיב מחתך הצוואר לגפה הקדמית, שם יושתלו אלקטרודות. חבר את מחבר ה- EMG ללוחית הראש באופן זמני באמצעות פיסת סרט קטנה כדי לשמור אותו במקומו במהלך השתלת אלקטרודה. נקו את הגפה הקדמית של בעל החיים בעזרת רפידות הכנה לפובידון-יוד ורפידות סטריליות להכנת אלכוהול. בצע את החתך התלת ראשי.מקם את החיה על צדה כאשר התלת ראשי פונים כלפי מעלה. יש להזריק לידוקאין (4 מ”ג/ק”ג) באתר המתוכנן של החתך. זה יקל על כאב מקומי וישמור על השרירים לחים במהלך ההשתלה.הערה: השרירים צריכים להישאר לחים אך לא לטפטף רטובים במהלך הניתוח. יש למרוח מי מלח סטריליים לפי הצורך אם השרירים או העור נראים יבשים. חותכים 7 מ”מ מעל התלת ראשי במקביל לעצם. יש להפריד את העור המקיף את החתך מהרקמה שמתחתיו באמצעות מגרד העצם הקהה. עבדו את המגרד מתחת לעור ובחזרה לחתך הצוואר כדי לפנות נתיב לאלקטרודות. חתוך כל פאשיה המסתירה את השריר. ודא שהנתיב מהצוואר לתלת ראשי גדול מספיק על ידי החדרת מספריים סגורים דרך חתך התלת ראשי ודחיפת חור הצוואר, פתיחה קלה לאחר היציאה מהחור. הביאו את האלקטרודה התלת ראשי לחתך התלת ראשי: הכניסו את קצה המחט הגדולה דרך חתך התלת ראשי והחוצה מהחתך בצוואר. הדקו את דרייבר המחט סביב מחט האלקטרודה לאורכה ומשכו עד לחתך התלת ראשי. החדרת תלת ראשי: בצע את שלב 3 “החדרת אלקטרודות לשרירים”. בצע את חתך הזרוע הדיסטלי.הניחו את החיה על גבה. הדביקו את הזרוע לאורך הצד של החיה כשכף ידה פונה כלפי מטה. יש להזריק לידוקאין (4 מ”ג/ק”ג) באתר המתוכנן של החתך. בצע חתך של 1 ס”מ מעל שרירי הזרוע ו- ECR מתחתית הדלטואיד עד אמצע הדרך במורד הזרוע התחתונה, במקביל לעצם. הקצה הדיסטלי של החתך צריך להיות ~ 2 מ”מ מעל קצה שרירי הזרוע התחתונה. נקה את הפאשיה כדי לחשוף את שריר שריר הזרוע. פנו נתיב מהחתך הדיסטלי בזרוע חזרה לחתך התלת ראשי שמעל (פרוקסימלי ל) כלי הדם הגדול העובר מתחת לעור הזרוע העליונה. השחילו את אלקטרודת שריר הזרוע מתחת לעור דרך חתך הצוואר לחתך התלת ראשי, ולאחר מכן מהחתך התלת ראשי לחתך הזרוע הדיסטלי. החדרת שרירי הזרוע: בצע את שלב 3 “החדרת אלקטרודות לשרירים”.הדביקו מחדש את זרוע החיה באותה תנוחה אך כשכף היד פונה כלפי מטה. הכנס קרוב ככל האפשר לקצה הפרוקסימלי של שרירי הזרוע החשופים. כדי לטבול לפחות 3 מ”מ של האלקטרודה ברקמת השריר, הקפד להחדיר מעט באלכסון לסיבי השריר בהתאם לגודל העכבר. נקה נתיב מהחתך התלת ראשי לאתר החדרת הזרוע הדיסטלית מתחת (דיסטלי ל) כלי הדם הגדול העובר מתחת לעור הזרוע העליונה, וצור נתיב נפרד מזה של אלקטרודת שריר הזרוע. החדרת ECR: בצע את שלב 3 “החדרת אלקטרודות לשרירים”.הכנס לחלק הפרוקסימלי ביותר של ECR. צא בקמט שבין ECR לבין היריב שלו וקשר את הקשר בקמט זה. נקה נתיב מהחדרת התלת ראשי לאתר החדרת PL מתחת למרפק. החדרת PL: בצע את שלב 3 “החדרת אלקטרודות לשרירים”.הניחו את החיה על גבה והדביקו את זרועה על ראשה כשכף היד פונה כלפי מעלה. להכניס רק דיסטלי למרפק. יש לצאת מספיק פרוקסימלי לגידי שורש כף היד כך שהקשר במקום היציאה ישכב על השריר ולא על גידי שורש כף היד. מקמו מחדש את בעל החיים על צידו ותפרו את החתך התלת ראשי באמצעות 6-0 תפרי משי. מקמו מחדש את בעל החיים על גבו ותפרו את החתך הדיסטלי בזרוע באמצעות 6-0 תפרי משי. הצמד את המחבר לחלק האחורי של לוחית הראש באמצעות מלט דנטלי. תפרו את החתך בצוואר באמצעות 6-0 תפרי משי. יש למרוח קרם אנטיביוטי מקומי על אתרי חתך כדי להפחית דלקת. הדביקו קולר אליזבתני (ראו טבלת חומרים) על בעל החיים כדי למנוע ממנו להפריע לתפרים במהלך ההתאוששות. 3. החדרת אלקטרודות לשרירים עקם מעט את המחט (27 גרם, שלב 1) על ידי כיפוף.החזק את המחט עם דרייבר המחט (ראה טבלת חומרים) ולחץ אותה על הידית של זוג מלקחיים כדי להוסיף כיפוף של 5-10 מעלות. הוסף שלוש כפיפות סה”כ במיקומים שונים לאורך המחט. דמיינו היכן להיכנס ולצאת מהשריר. הסירו את כל השומן והפאשיה המסתירים את אזור הכניסה והיציאה על ידי חיתוך או משיכה במלקחיים עדינים. נסו להימנע מנזק לכלי הדם כדי להגביל את הדימום. יש לכוון ל-3-5 מ”מ של חוט שקוע העובר במקביל לסיבי השריר. זה יבטיח כי קטעי חשופים של חוט אלקטרודה שקועים בתוך השריר. באמצעות דרייבר המחט, הכנס את המחט לקצה הפרוקסימלי של השריר תוך הפעלת לחץ נגדי עם מלקחיים מעוקלים קהים ביד השנייה. דחפו את המחט דרך השריר לאתר היציאה. ברגע שהמחט יוצאת מהשריר, תפסו את הקצה במלקחיים קהים ומשכו את המחט דרכה. המשיכו למשוך עד שהקשר הפרוקסימלי מתיישב על גבי אתר ההחדרה. הפוך את הקשר הדיסטלי.בעזרת מלקחיים, קושרים קשר דיסטלי רופף לאתר היציאה. הדקו את הקשר ללולאה של 1 ס”מ. דחוף את הלולאה עם מלקחיים ומקם אותה מעל אתר היציאה. דמיינו היכן יש לסגור את הקשר הדיסטלי לפני הידוק מלא, כ-0.5 מ”מ דיסטלי לאתר היציאה. אחזו בעדינות בלולאה עם המלקחיים העדינים והמכופפים בתנוחה זו ומשכו את הלולאה חזק מעל המלקחיים.הערה: אין להדק את הקשר הדיסטלי מיד מעל אתר היציאה בשלב זה, אחרת השריר יילחץ כאשר הקשר מהודק במלואו בשלב הבא. מוציאים את המלקחיים העדינים מהקשר ומסיימים את הידוק הקשר על ידי דחיפת הקשר לכיוון מקום היציאה עם המלקחיים העדינים והמכופפים ומשיכת קצה המחט עם האצבעות. ודא שהקשר הפרוקסימלי והקשר הדיסטלי ממוקמים כראוי מחוץ לאתרי ההחדרה והיציאה, בהתאמה, כדי לעגן את האלקטרודה המוחדרת למקומה. אחזו את קשר היציאה במלקחיים ישרים ועדינים וסלסלו בחוזקה את החוט הדיסטלי סביב המלקחיים כדי לכופף את החוט סביב הקשר לכיוון השריר/הרחק מהעור. חותכים חוט 0.5 מ”מ דיסטלי לקשר הדיסטלי, ומשאירים גוש קטן מכורבל סביב הקשר.השלב הקודם מבטיח שהקצה החתוך של הגומה לא יחטט בעור החיה, מה שעלול לגרום לגירוי. 4. טיפול לאחר הניתוח מיד לאחר הניתוח, בצע את השלבים הבאים.יש לשכן את בעל החיים בנפרד כדי שחבריו לכלוב לא יפריעו לתפרים שלו. הניחו את בעל החיים בכלוב נקי עם מצעים נמוכים. הסירו כל חומר קינון והעשרה שעלול להפריע לניידות של בעל החיים בזמן שהוא עונד את הצווארון האליזבתני. תנו לבעל החיים מים ומזון רטוב שאליו הוא יכול לגשת בזמן שהוא עונד את הצווארון. בצע את השלבים הבאים 24 שעות ו -48 שעות לאחר הניתוח.הסירו את הקולר האליזבתני כדי לאפשר לחיה לטפח את עצמה למשך 20 דקות. יש להשרות הרדמה עם איזופלורן, כאמור בשלב 2.2 ושלב 2.3. מתן תרופות משככי כאבים ואנטיביוטיקה בהזרקה. בדוק את אתרי החתך לאיתור תפרים חסרים, פצעים פתוחים וסימני זיהום או גירוי. החליפו תפרים ומרחו עוד אנטיביוטיקה מקומית במידת הצורך. החליפו מזון רטוב כל 48 שעות עד להסרת הצווארון האליזבתני. בצע את השלבים הבאים 6 ימים לאחר הניתוח.בדוק פצעים לריפוי מלא. אם הפצעים סגורים, הסר את התפרים. אם הפצעים פתוחים, יש להמתין יומיים נוספים להוצאת התפרים. הסר את הצווארון האליזבתני בעת הסרת התפרים. החזירו את העכבר לכלוב חדש ונקי עם מצעים מלאים והעשרה.הערה: בעלי חיים יכולים להמשיך לניסויים או למחסור במים 7 ימים לאחר הניתוח.

Representative Results

איור 2, איור 3 ואיור 4 מראים פעילות שרירים מנורמלת שתועדה משרירי הגפיים הקדמיות של עכברים המבצעים התנהגויות שונות: הליכון הליכה ללא קיבוע ראש (איור 2), טיפוס על גלגל מסתובב תחת קיבוע ראש (איור 3), והושטת יד לטיפות מים תחת קיבוע ראש (איור 4). איור 2 מראה 1.5 שניות של תנועת הליכון עם מחזור צעדים משוער המוערך מהזמן שבין שתי הפעלות של כופפי המרפק. איור 3 מראה 5 שניות של נתוני EMG מחיה שהאלקטרודה המרחיבה של שורש כף היד נכשלה 6 שבועות לאחר ההשתלה. באיור 3A, כל ארבע האלקטרודות מפיקות אות EMG נקי שמיישר קו עם סיבוב הגלגל (מה שמצביע על טיפוס). איור 3B מראה את האות מאותן אלקטרודות לאחר כשל: האלקטרודה המרחיבה של שורש כף היד מפיקה אות רועש שאינו משתנה עם תנועת החיה. איור 4 מראה 1 שניות של EMG מארבע קבוצות השרירים של הגפיים הקדמיות במהלך משימה שבה העכבר עבר מחוסר תנועה להושטת יד לטיפת מים. באיור 2, איור 3 ואיור 4, אותות המתח הוגברו ועברו סינון פסים (250-20,000 הרץ) באמצעות מגבר דיפרנציאלי. לאחר מכן מתח גולמי נדגם ל-1 קילו-הרץ וקיבל ציון z לצורך השוואה בין מערכי נתונים. שימו לב שוב שבעוד שאלקטרודות הושתלו בארבעת השרירים שצוינו בפרוטוקול (שרירי הזרוע, התלת ראשי, ECR ו-PL), לא מובטח ששרירים סינרגטיים סמוכים לא השפיעו על אות EMG; לכן, כל הקלטה מוקצית לקבוצת הסינרגיה שלה (מכופף מרפק וכו ‘) לדיוק. אימות הקלטות מבודדות משרירים בודדים ידרוש הקלטות סימולטניות במספר סינרגיסטים כדי לבצע הצלבה בין רישומי שרירים, דבר שעשוי להיות קשה מאוד, במיוחד בזרוע התחתונה של עכברים. איור 1: סכמות של ייצור קבוצת האלקטרודות. (A) דיאגרמה של זוג אלקטרודות יחיד. אזורים אפורים מציינים היכן להתפשט. (B) דיאגרמה של מכלול המחבר עם זוג אלקטרודות יחיד שהושלם והוכנס למחבר. הדיאגרמה ב- (B) אינה בקנה מידה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 2: רישום EMG מייצג מארבעה שרירים של עכבר הנע בחופשיות (לא מקובע ראש) ההולך על הליכון. משך הזמן הכולל הוא 1.5 שניות. מחזור הצעדים הוערך מהזמן שבין הפעלות מרחיבות מרפק רציפות. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 3: רישום EMG מייצג מארבעה שרירים של עכבר מקובע ראש המבצע התנהגות טיפוס נטורליסטית. השורההחמישית מציגה את מיקום גלגל הטיפוס המוקרא על ידי מקודד סיבובי; שינויים בערך זה מצביעים על כך שהגלגל מסתובב והחיה מטפסת באופן פעיל. משך הזמן הכולל הוא 5 שניות. (A) הקלטה 36 ימים לאחר ההשתלה במהלך הטיפוס. (B) הקלטה 72 יום לאחר ההשתלה באותו עכבר לאחר שהאלקטרודה המרחיבה של שורש כף היד נכשלה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 4: רישום EMG מייצג מארבעה שרירים של עכבר מקובע ראש העובר מחוסר תנועה לביצוע תנועת הושטת יד. משך הזמן הכולל הוא 1 שניות. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Discussion

פרוטוקול זה מאפשר רישום פעילות שרירים יציבה מעכברים קבועי ראש המבצעים מגוון התנהגויות במשך מספר שבועות. לאחרונה נעשה שימוש בשיטה זו כדי לבחון שליטה עצבית בשרירי הגפיים במהלך התנהגויות כגון תנועת הליכון 18,20, משימת משיכת ג’ויסטיק18 ומשימת כיווץ משותף21. בעוד שהפרוטוקול המתואר כאן הוא ספציפי לשרירי מרפק עכבר ושורש כף היד, ניתן לשנות אותו בקלות כדי להקליט משרירים שונים או ממספר שונה של שרירים על ידי שינוי האורך ו / או המספר הכולל של זוגות אלקטרודות. השיטה המתוארת כאן הותאמה מאלו ששימשו בעבר לרישום פעילות שרירי הגפיים הקדמיות והאחוריות בעכברים ללא ריסון ראש 15,16,17.

ייצור אלקטרודות דורש תרגול משמעותי כדי לשלוט. תרגול יומי במשך 1-2 שעות מומלץ בזמן הלמידה. הפשטת האלקטרודות היא השלב המאתגר ביותר בשל רמת הכוח המדויקת הנדרשת כדי לחתוך את הבידוד מבלי לפגוע בחוט התחתון. רמת כוח זו תלויה בחדות הלהב, ולכן החלפה תכופה של להב האזמל יכולה לסייע בהבטחת יכולת השחזור במהלך הלמידה. הלחמה של החוטים ללהבי הפליז של המחבר יכולה גם להיות קשה מכיוון שנירוסטה אינה מלחימה בקלות. מריחת כמות נדיבה של שטף תואם נירוסטה מסייעת לקדם את החיבור.

האתגר העיקרי במהלך ניתוח ההשתלה הוא קשירת הקשר הדיסטלי מבלי להפריע לחוט המושתל או לקשר הפרוקסימלי. הקשר הפרוקסימלי חייב להיות גדול מספיק כדי להתנגד להחלקה לתוך שריר באתר ההחדרה – ולכן, הימנע מקשירת הקשר חזק מדי בשלב 2 של ייצור מערך האלקטרודות. אם הקשר הפרוקסימלי נודד לאחר ההשתלה, השתמש במלקחיים עם קצוות סיבי פחמן כדי למקם אותו מחדש בזהירות. הדקו את הקשר הדיסטלי באיטיות תוך שמירה על אחיזה איתנה בחוט בעזרת מלקחיים כדי למנוע משיכת האלקטרודה כולה. שלב זה הוא קריטי כדי להבטיח את תוחלת החיים של אלקטרודות מושתלות: מתח רב מדי המופעל על האלקטרודה יכול לגרום לה להישבר כאשר החיה זזה, בעוד אלקטרודה רופפת יכולה להשתנות במהלך ההתאוששות ולאבד מגע עם השריר הקשור אליה כאשר הרקמה מחלימה.

בעלי חיים מתאוששים בצורה מרשימה מהניתוח, אם כי ישנם סיבוכים פוטנציאליים שיש לשים לב אליהם. ראשית, עכברים ילעסו את התפרים והאלקטרודות שלהם אם תינתן להם ההזדמנות. בעוד שהקולר האליזבתני מונע זאת, הוא גם מונע מהחיה לטפח את עצמה. חלק מהעכברים מפתחים הצטברות דמוית ריר סביב עיניהם. עכברים זכרים מזדמנים, במיוחד מבוגרים, חווים חסימות בשופכה שעלולות לגרום למצוקה לחיה. מתן אפשרות לבעל החיים לטפח את עצמו במשך 20 דקות בכל יום לפני בדיקת התפרים אמור לתת לבעל החיים מספיק זמן כדי למנוע בעיות אלה.

ישנן מגבלות חשובות של שיטה זו לציין. ראשית, אלקטרודות מותאמות אישית אלה בדרך כלל אינן יכולות לפתור פעילות של יחידה מוטורית יחידה. יתר על כן, לא מובטח שהאות החשמלי ינבע אך ורק משריר מסוים (כלומר, שרירי הזרוע), שכן קשה לשלול דיבור צולב מפעילות בשרירים סינרגטיים סמוכים. לכן, בפרסומים, החוקרים מתייחסים בדרך כלל לשרירים המתועדים על ידי קבוצת הסינרגיה שלהם (כלומר, כופפי המרפק). מומלץ לבצע דיסקציות לאחר המוות לאחר כל ניסוי כדי לאמת את המיקום של כל אלקטרודה, שכן הם יכולים לזוז ברקמה במהלך ההתאוששות.

חוקרים המעוניינים בפעילות יחידה מוטורית יחידה אחת צריכים לשקול לנסות אלקטרודות EMG שפותחו לאחרונה על ידי המרכז למחקר ביו-הנדסי מוטורי מתקדם (CAMBER) באוניברסיטת אמורי. אלקטרודות אלה עדיין בפיתוח, אך CAMBER תספק את עיצוב האלקטרודות העדכני ביותר. החיסרון העיקרי של אלקטרודות אלה הוא אריכות ימים: האלקטרודות המיוצרות ביד המתוארות בפרוטוקול זה מאפשרות בדרך כלל הקלטות במשך מספר שבועות, בעוד שאלקטרודות CAMBER פועלות בצורה הטובה ביותר לניסויים קצרי טווח. חוקרים הבוחרים שיטת רישום EMG יכולים ליצור קשר ישירות עם CAMBER כדי לקבוע אם האלקטרודות שלהם יתאימו לניסוי נתון.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

המחברים רוצים להודות לד”ר קלייר וורינר על תרומתה לפיתוח שיטה זו. מארק אגריוס וסג’ישנו סביה סייעו בהכנת דמויות. מחקר זה נתמך על ידי פרס Searle Scholar, מלגת מחקר סלואן, שיתוף פעולה של סימונס על פרס טייס המוח העולמי, פרס מענק מחקר Whitehall, הקונסורציום הביו-רפואי של שיקגו בתמיכת קרנות סירל בקרן הקהילה של שיקגו, מענק NIH DP2 NS120847 (A.M.), ומענק NIH 2T32MH067564 (A.K).

Materials

#11 Scalpel Blades World Precision Instruments 504170 For EMG electrode fabrication
#3 Scalpel Handle Fine Science Tools 10003-12 For EMG electrode fabrication
1 mL Sub-Q Syringe (100 pack)  Becton Dickinson 309597 For administering injectable drugs
12-pin connector Newark 33AC2371 12-pin connector with brass fittings; for EMG electrode fabrication
18 G Needles Exel International 26419 For EMG electrode fabrication
27 G Needles  Exel International 26426 For EMG electrode fabrication
3 M Transpore Surgical Tape 3M 1527-0 For taping animal's limbs out during surgery
6-0 silk sutures Henry Schein 101-2636 These sutures work well with delicate skin around the wrists 
C&B Metabond Complete Kit Pearson Dental P16-0126 Dental cement to affix connector to headplate
C57BL6/J Mice  Jackson Laboratories #000664 Wild type mice 
Carbofib 5-CF Tweezers (2) Aven tools  18762 Carbon fiber tipped forceps, used to manipulate delicate parts of electrode (stripped or inserted sections) 
Carprodyl (Carprofen) 50 mg/mL Injection Ceva Animal Health, LLC G43010B Injectable analgesic for pain management during and after surgery
Castroviejo Micro Needle Holder Fine science tools 12060-01 For suturing
Castroviejo Needle Holder (large) Fine science tools 12565-14 For inserting needle into muscle 
Delicate Bone Scraper Fine science tools 10075-16 To separate skin from underlying tissue 
Dietgel 76A Dietary Supplement Clear H2O 72-07-5022 For post-operative care
Dumont #5/45 Forceps Fine science tools 11251-35 To remove fascia overlying muscle 
Elizabethan collar for mouse Kent Scientific Corporation EC201V-10 For post-operative care
Enrofloxacin 2.27% Covetrus #074743 Injectable antibiotic for use during and after surgery
Epoxy gel Devcon 14265 For EMG electrode fabrication
Hopkins Bulldog Clamp (4) Stoelting 10-000-481 Tissue clamps for headplate implantation
Isoflurane Solution Covetrus 11695067771 Inhalable anesthesia
Lidocaine Hydrochloride Injectable – 2% Covetrus #002468 Topical analgesic for pain management during surgery
Medical Grade Oxygen Airgas OX USP200 For administering isoflurane during surgery
MetriCide 1 Gallon Metrex 10-1400 Glutaraldehyde solution for cold-sterilization of headplate and electrodes 
MetriTest Strips 1.5% Metrex 10-303 Test strips for monitoring glutaraldehyde solution (recommended)
Model 900LS Small Animal Stereotaxic Instrument Kopf Instruments  900LS Stereotax with lazy susan feature that allows platform rotation during surgery 
PFA-coated 0.0055" braided stainless steel wire  A-M systems  793200 For EMG electrode fabrication
Povidone-iodine prep pads Dynarex 1108 For cleaning skin 
Puralube Vet Ointment  Dechra 37327 Eye ointment for surgery 
Sterile alcohol prep pads Dynarex 1113 For cleaning skin 
Straight fine #5 forceps Fine science tools 11295-10 For curling wire after insertion 
Straight fine scissors Fine science tools 14060-11 For cutting wire 
Student Vannas Spring Scissors Fine science tools 91500-09 For making incisions, trimming fat and fascia, and suturing 
Technik Tweezers 7B-SA (2) Aven tools 18074USA Curved blunt forceps, for general use during surgery
Triple Antibiotic Ointment Walgreens 975863 Topical antibiotic for surgery
V-1 Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System VetEquip 901806 Contains all necessary equipment for anesthesia induction and scavenging including vaporizer, induction chamber, moveable plastic nose cone, and tubing 

References

  1. Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large scale neural activity with cellular resolution in awake mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
  2. Guo, Z. V., et al. Flow of cortical activity underlying a tactile decision in mice. Neuron. 81 (1), 179-194 (2014).
  3. Guo, J. Z., et al. Cortex commands the performance of skilled movement. eLife. 4, e10774 (2015).
  4. Morandell, K., Huber, D. The role of forelimb motor cortex areas in goal directed action in mice. Sci Rep. 7 (1), 15759 (2017).
  5. Galiñanes, G. L., Bonardi, C., Huber, D. Directional reaching for water as a cortex-dependent behavioral framework for mice. Cell Rep. 22 (10), 2767-2783 (2018).
  6. Evarts, E. V., Tanji, J. Reflex and intended responses in motor cortex pyramidal tract neurons of monkey. J Neurophysiol. 39 (5), 1069-1080 (1976).
  7. Hounsgaard, J., Hultborn, H., Jespersen, B., Kiehn, O. Bistability of alpha-motoneurones in the decerebrate cat and in the acute spinal cat after intravenous 5-hydroxytryptophan. J Physiol. 405, 345-367 (1988).
  8. Murphy, P. R., Hammond, G. R. The role of cutaneous afferents in the control of gamma-motoneurones during locomotion in the decerebrate cat. J Physiol. 434, 529-547 (1991).
  9. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiol Bethesda Md. 34 (1), 5-13 (2019).
  10. Sauerbrei, B. A., et al. Cortical pattern generation during dexterous movement is input-driven. Nature. 577 (7790), 386-391 (2020).
  11. Barrett, J. M., Raineri Tapies, M. G., Shepherd, G. M. G. Manual dexterity of mice during food-handling involves the thumb and a set of fast basic movements. PLoS One. 15 (1), e0226774 (2020).
  12. Serradj, N., et al. Task-specific modulation of corticospinal neuron activity during motor learning in mice. Nat Commun. 14, 2708 (2023).
  13. Scholle, H. C., et al. Spatiotemporal surface EMG characteristics from rat triceps brachii muscle during treadmill locomotion indicate selective recruitment of functionally distinct muscle regions. Exp Brain Res. 138 (1), 26-36 (2001).
  14. Scholle, H. C., et al. Kinematic and electromyographic tools for characterizing movement disorders in mice. Mov Disord off J Mov Disord Soc. 25 (3), 265-274 (2010).
  15. Pearson, K. G., Acharya, H., Fouad, K. A new electrode configuration for recording electromyographic activity in behaving mice. J Neurosci Methods. 148 (1), 36-42 (2005).
  16. Akay, T., Acharya, H. J., Fouad, K., Pearson, K. G. Behavioral and electromyographic characterization of mice lacking EphA4 receptors. J Neurophysiol. 96 (2), 642-651 (2006).
  17. Akay, T., Tourtellotte, W. G., Arber, S., Jessell, T. M. Degradation of mouse locomotor pattern in the absence of proprioceptive sensory feedback. Proc Natl Acad Sci USA. 111 (47), 16877-16882 (2014).
  18. Miri, A., et al. Behaviorally selective engagement of short-latency effector pathways by motor cortex. Neuron. 95 (3), 683-696 (2017).
  19. Osborne, J., Dudman, J. RIVETS: A mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging. PloS One. 9 (2), e89007 (2014).
  20. Santuz, A., Laflamme, O. D., Akay, T. The brain integrates proprioceptive information to ensure robust locomotion. J Physiol. 600 (24), 5267-5294 (2022).
  21. Warriner, C. L., Fageiry, S., Saxena, S., Costa, R. M., Miri, A. Motor cortical influence relies on task-specific activity covariation. Cell Rep. 40, 111427 (2022).

Play Video

Cite This Article
Kristl, A. C., Akay, T., Miri, A. Recording Forelimb Muscle Activity in Head-Fixed Mice with Chronically Implanted EMG Electrodes. J. Vis. Exp. (205), e66584, doi:10.3791/66584 (2024).

View Video