Dit protocol beschrijft de handfabricage en chirurgische implantatie van elektromyografische (EMG) elektroden in de voorpootspieren van muizen om spieractiviteit vast te leggen tijdens experimenten met hoofdgefixeerd gedrag.
Krachtige genetische en moleculaire hulpmiddelen die beschikbaar zijn in neurowetenschappelijk onderzoek naar muissystemen hebben onderzoekers in staat gesteld om de functie van het motorische systeem met ongekende precisie te ondervragen bij muizen met een hoofdfixatie die een verscheidenheid aan taken uitvoeren. Het kleine formaat van de muis maakt het meten van motorische output moeilijk, aangezien de traditionele methode van elektromyografische (EMG) registratie van spieractiviteit is ontworpen voor grotere dieren zoals katten en primaten. In afwachting van in de handel verkrijgbare EMG-elektroden voor muizen, is de huidige gouden standaardmethode voor het registreren van spieractiviteit bij muizen het maken van elektrodesets in eigen huis. Dit artikel beschrijft een verfijning van gevestigde procedures voor handmatige fabricage van een elektrodeset, implantatie van elektroden in dezelfde operatie als implantatie van de hoofdplaat, fixatie van een connector op de hoofdplaat en postoperatieve herstelzorg. Na herstel kunnen EMG-opnamen met een resolutie van milliseconden worden verkregen tijdens hoofdfixatiegedrag gedurende enkele weken zonder merkbare veranderingen in de signaalkwaliteit. Deze opnames maken nauwkeurige meting van de spieractiviteit van de voorpoten mogelijk, naast in vivo neurale registratie en/of verstoring om mechanismen van motorische controle bij muizen te onderzoeken.
In de afgelopen decennia zijn muizen een aantrekkelijk modelorganisme geworden voor het bestuderen van het motorische systeem van zoogdieren. Gebruikelijke experimentele benaderingen omvatten muizen met een vast hoofd die motorische taken uitvoeren naast het monitoren en/of verstoren van neurale activiteit 1,2,3,4,5. Motorische systeemstudies bij grotere soorten (zoals katten en primaten) zijn van oudsher gebaseerd op elektromyografie (EMG) om de motorische output direct te meten tijdens dergelijke experimenten 6,7,8. Het registreren van spieractiviteit bij muizen is echter een uitdaging omdat hun spierstelsel te klein is voor in de handel verkrijgbare EMG-elektroden die worden gebruikt in experimenten met grote zoogdieren9. Veel onderzoekers kiezen ervoor om de kinematica van ledematen te volgen via video 4,10,11 en/of gedragsprestaties 2,4,12 om de motorische output indirect te onderzoeken, maar deze methoden missen de resolutie om de invloed van neurale activiteit op milliseconden en verstoring daarvan op spieren te detecteren. Het opnemen van EMG is dus wenselijk voor onderzoekers die geïnteresseerd zijn in directe neurale controle van spieren.
EMG omvat het meten van de spanning tussen twee punten, meestal gescheiden door een korte afstand die ongeveer evenwijdig is aan de vezels van de spier die wordt geregistreerd. EMG-elektroden zijn er in oppervlakte- (of “patch”) en intramusculaire (of “naald”) varianten. Oppervlakte-elektroden worden op de huid geplaatst of over het spierweefsel gelegd en vastgezet met lijm of hechten. Als zodanig zijn oppervlakte-elektroden minder invasief dan intramusculaire elektroden en zijn ze het populairst bij mensen, katten en primaten vanwege hun relatieve gebruiksgemak. Oppervlakte-elektroden zijn ook met succes gebruikt bij ratten en muizen13,14; Ze moeten echter met de hand worden vervaardigd en chirurgisch onder de huid worden geïmplanteerd vanwege de neiging van knaagdieren om te proberen vreemde voorwerpen te verwijderen tijdens het verzorgen. Intramusculaire EMG-elektroden daarentegen worden chirurgisch geïmplanteerd in het spierweefsel. Omdat ze worden opgeslokt door spierweefsel, bieden ze een hoge ruimtelijke resolutie en blijven ze voor onbepaalde tijd op hun plaats gefixeerd. Geïmplanteerde intramusculaire EMG-elektroden zijn dus ideaal over oppervlakte-elektroden voor langdurige experimenten met knaagdieren. Om intramusculaire EMG betrouwbaar bij muizen vast te leggen, hebben onderzoekers een methode ontwikkeld voor het met de hand vervaardigen en implanteren van EMG-elektroden in spieren die zo klein zijn als die in de onderarm van een volwassen muis. Deze elektroden maken chronische spierregistratie mogelijk tijdens motorisch gedrag bij knaagdieren gedurende meerdere weken.
Het hier beschreven protocol is het resultaat van een tien jaar durende verfijning van gevestigde methoden 15,16,17,18, die heeft geleid tot een procedure voor het met de hand vervaardigen, implanteren en registreren van draad-EMG-elektroden die chronisch zijn geïmplanteerd in buig-/strekspierparen van de elleboog en pols bij zich gedragende muizen. Het eerste deel beschrijft de handmatige fabricage van een elektrodeset met vier elektrodeparen en een 8-pins connector voor de interface van de hoofdstage. In het volgende deel wordt de chirurgische implantatie van de elektroden intramusculair in de boven- en onderarmspieren beschreven in dezelfde operatie als de implantatie van de hoofdplaat. Ten slotte worden representatieve opnames van muizen die verschillende gedragingen vertonen besproken. Over het algemeen is deze methode een kosteneffectieve en aanpasbare manier om spieractiviteitsmetingen op te nemen in experimenten met hoofdvast gedrag, wat ideaal is voor laboratoria met enige ervaring met het vervaardigen van elektroden.
Dit protocol maakt stabiele spieractiviteitsregistraties mogelijk van muizen met een gefixeerd hoofd die gedurende enkele weken verschillende gedragingen vertonen. Onlangs is deze methode gebruikt om neurale controle van de spieren van de ledematen te onderzoeken tijdens gedrag zoals de voortbeweging van de loopband18,20, een joysticktrektaak18 en een co-contractietaak21. Hoewel het hier beschreven protocol specifiek is voor elleboog- en polsspieren van muizen, kan het eenvoudig worden aangepast om van verschillende spieren of een ander aantal spieren op te nemen door de lengte en/of het totale aantal elektrodeparen te wijzigen. De hier beschreven methode is aangepast van de methoden die eerder werden gebruikt om de spieractiviteit van de voor- en achterpoten te registreren bij muizen zonder hoofdsteun 15,16,17.
De fabricage van elektroden vereist veel oefening om onder de knie te krijgen. Dagelijkse oefening gedurende 1-2 uur wordt aanbevolen tijdens het leren. Het strippen van de elektroden is de meest uitdagende stap vanwege het precieze krachtniveau dat nodig is om de isolatie door te snijden zonder de onderliggende draad te beschadigen. Dit krachtniveau is afhankelijk van de scherpte van het mesje, dus het regelmatig vervangen van het scalpelmesje kan de reproduceerbaarheid tijdens het leren helpen garanderen. Het solderen van de draden aan de messing bladen van de connector kan ook moeilijk zijn omdat roestvrij staal niet gemakkelijk soldeert. Het toepassen van een ruime hoeveelheid roestvrijstalen flux helpt de verbinding te bevorderen.
De grootste uitdaging tijdens de implantatiechirurgie is het leggen van de distale knoop zonder de geïmplanteerde draad of proximale knoop te verstoren. De proximale knoop moet groot genoeg zijn om te voorkomen dat hij op de inbrengplaats in de spier glijdt – vermijd dus om de knoop te strak te leggen in stap 2 van de fabricage van de elektrodeset. Als de proximale knoop na implantatie migreert, gebruik dan een tang met koolstofvezelpunt om deze voorzichtig te herpositioneren. Draai de distale knoop langzaam vast terwijl u de draad stevig vasthoudt met een tang om te voorkomen dat u de hele elektrode erdoorheen trekt. Deze stap is van cruciaal belang om de levensduur van geïmplanteerde elektroden te garanderen: te veel spanning op de elektrode kan ervoor zorgen dat deze breekt wanneer het dier beweegt, terwijl een losse elektrode tijdens het herstel kan verschuiven en het contact met de bijbehorende spier kan verliezen naarmate het weefsel geneest.
Dieren herstellen opmerkelijk goed van de operatie, hoewel er mogelijke complicaties zijn op te merken. Ten eerste zullen muizen op hun hechtingen en elektroden kauwen als ze de kans krijgen. Hoewel de Elizabethaanse halsband dit voorkomt, voorkomt het ook dat het dier zichzelf verzorgt. Sommige muizen ontwikkelen een slijmachtige ophoping rond hun ogen. Af en toe ervaren mannelijke muizen, vooral oudere, urethra-blokkades die verontrustend kunnen zijn voor het dier. Door het dier elke dag 20 minuten de tijd te geven zich te verzorgen voordat de hechtingen worden geïnspecteerd, moet het dier voldoende tijd hebben om deze problemen te voorkomen.
Er zijn belangrijke beperkingen van deze methode om op te merken. Ten eerste kunnen deze aangepaste elektroden over het algemeen de activiteit van een enkele motoreenheid niet oplossen. Bovendien is het niet gegarandeerd dat het elektrische signaal uitsluitend afkomstig is van een specifieke spier (d.w.z. biceps), omdat het moeilijk is om overspraak uit te sluiten van activiteit in nabijgelegen synergetische spieren. Daarom verwijzen onderzoekers in publicaties vaak naar de geregistreerde spieren door hun synergiegroep (d.w.z. elleboogbuiger). Het wordt aanbevolen om na elk experiment postmortale dissecties uit te voeren om de positie van elke elektrode te verifiëren, aangezien deze tijdens het herstel in het weefsel kan verschuiven.
Onderzoekers die geïnteresseerd zijn in de activiteit van een enkele motoreenheid, zouden moeten overwegen om nieuw ontwikkelde EMG-elektroden te proberen door het Center for Advanced Motor Bioengineering Research (CAMBER) aan de Emory University. Deze elektroden zijn nog in ontwikkeling, maar CAMBER zal het nieuwste elektrodeontwerp leveren. Het belangrijkste nadeel van deze elektroden is de lange levensduur: de met de hand vervaardigde elektroden die in dit protocol worden beschreven, maken over het algemeen opnames van enkele weken mogelijk, terwijl CAMBER-elektroden het beste werken voor kortetermijnexperimenten. Onderzoekers die een EMG-opnamemethode selecteren, kunnen rechtstreeks contact opnemen met CAMBER om te bepalen of hun elektroden geschikt zijn voor een bepaald experiment.
The authors have nothing to disclose.
De auteurs willen Dr. Claire Warriner bedanken voor haar bijdrage aan de ontwikkeling van deze methode. Mark Agrios en Sajishnu Savya hielpen bij het voorbereiden van de figuren. Dit onderzoek werd ondersteund door een Searle Scholar Award, een Sloan Research Fellowship, een Simons Collaboration on the Global Brain Pilot Award, een Whitehall Research Grant Award, The Chicago Biomedical Consortium met steun van de Searle Funds van The Chicago Community Trust, NIH-subsidie DP2 NS120847 (A.M.) en NIH-subsidie 2T32MH067564 (AK).
#11 Scalpel Blades | World Precision Instruments | 504170 | For EMG electrode fabrication |
#3 Scalpel Handle | Fine Science Tools | 10003-12 | For EMG electrode fabrication |
1 mL Sub-Q Syringe (100 pack) | Becton Dickinson | 309597 | For administering injectable drugs |
12-pin connector | Newark | 33AC2371 | 12-pin connector with brass fittings; for EMG electrode fabrication |
18 G Needles | Exel International | 26419 | For EMG electrode fabrication |
27 G Needles | Exel International | 26426 | For EMG electrode fabrication |
3 M Transpore Surgical Tape | 3M | 1527-0 | For taping animal's limbs out during surgery |
6-0 silk sutures | Henry Schein | 101-2636 | These sutures work well with delicate skin around the wrists |
C&B Metabond Complete Kit | Pearson Dental | P16-0126 | Dental cement to affix connector to headplate |
C57BL6/J Mice | Jackson Laboratories | #000664 | Wild type mice |
Carbofib 5-CF Tweezers (2) | Aven tools | 18762 | Carbon fiber tipped forceps, used to manipulate delicate parts of electrode (stripped or inserted sections) |
Carprodyl (Carprofen) 50 mg/mL Injection | Ceva Animal Health, LLC | G43010B | Injectable analgesic for pain management during and after surgery |
Castroviejo Micro Needle Holder | Fine science tools | 12060-01 | For suturing |
Castroviejo Needle Holder (large) | Fine science tools | 12565-14 | For inserting needle into muscle |
Delicate Bone Scraper | Fine science tools | 10075-16 | To separate skin from underlying tissue |
Dietgel 76A Dietary Supplement | Clear H2O | 72-07-5022 | For post-operative care |
Dumont #5/45 Forceps | Fine science tools | 11251-35 | To remove fascia overlying muscle |
Elizabethan collar for mouse | Kent Scientific Corporation | EC201V-10 | For post-operative care |
Enrofloxacin 2.27% | Covetrus | #074743 | Injectable antibiotic for use during and after surgery |
Epoxy gel | Devcon | 14265 | For EMG electrode fabrication |
Hopkins Bulldog Clamp (4) | Stoelting | 10-000-481 | Tissue clamps for headplate implantation |
Isoflurane Solution | Covetrus | 11695067771 | Inhalable anesthesia |
Lidocaine Hydrochloride Injectable – 2% | Covetrus | #002468 | Topical analgesic for pain management during surgery |
Medical Grade Oxygen | Airgas | OX USP200 | For administering isoflurane during surgery |
MetriCide 1 Gallon | Metrex | 10-1400 | Glutaraldehyde solution for cold-sterilization of headplate and electrodes |
MetriTest Strips 1.5% | Metrex | 10-303 | Test strips for monitoring glutaraldehyde solution (recommended) |
Model 900LS Small Animal Stereotaxic Instrument | Kopf Instruments | 900LS | Stereotax with lazy susan feature that allows platform rotation during surgery |
PFA-coated 0.0055" braided stainless steel wire | A-M systems | 793200 | For EMG electrode fabrication |
Povidone-iodine prep pads | Dynarex | 1108 | For cleaning skin |
Puralube Vet Ointment | Dechra | 37327 | Eye ointment for surgery |
Sterile alcohol prep pads | Dynarex | 1113 | For cleaning skin |
Straight fine #5 forceps | Fine science tools | 11295-10 | For curling wire after insertion |
Straight fine scissors | Fine science tools | 14060-11 | For cutting wire |
Student Vannas Spring Scissors | Fine science tools | 91500-09 | For making incisions, trimming fat and fascia, and suturing |
Technik Tweezers 7B-SA (2) | Aven tools | 18074USA | Curved blunt forceps, for general use during surgery |
Triple Antibiotic Ointment | Walgreens | 975863 | Topical antibiotic for surgery |
V-1 Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System | VetEquip | 901806 | Contains all necessary equipment for anesthesia induction and scavenging including vaporizer, induction chamber, moveable plastic nose cone, and tubing |