Cuantificación de la ingesta de alimentos en Caenorhabditis elegans mediante la medición del aclaramiento bacteriano
Summary
Este protocolo describe un ensayo para cuantificar la tasa de alimentación de Caenorhabditis elegans basado en la medición del aclaramiento de bacterias en cultivo líquido.
Abstract
La alimentación es un proceso biológico esencial para el crecimiento, la reproducción y la supervivencia de un organismo. Este ensayo tiene como objetivo medir la ingesta alimentaria de Caenorhabditis elegans (C. elegans), un parámetro importante a la hora de estudiar la genética del envejecimiento o el metabolismo. En la mayoría de las especies, la alimentación se determina midiendo la diferencia entre la cantidad de alimento proporcionada y la cantidad que queda después de un intervalo de tiempo determinado. El método presentado aquí utiliza la misma estrategia para determinar la alimentación de C. elegans. Mide la cantidad de bacterias, la fuente de alimento de C. elegans, eliminadas en 72 h. Este método utiliza placas de microtitulación de 96 pocillos y ha permitido el cribado de cientos de fármacos por su capacidad para modular la ingesta de alimentos a una velocidad y profundidad que no son posibles en otros modelos animales. La fortaleza de este ensayo es que permite medir la alimentación y la esperanza de vida simultáneamente y mide directamente la desaparición de alimentos y, por lo tanto, se basa en los mismos principios utilizados para otros organismos, lo que facilita la comparación entre especies.
Introduction
Caenorhabditis elegans se ha utilizado ampliamente en la investigación del envejecimiento. Ha sido un modelo poderoso para estudiar la genética que subyace a la longevidad mediada por el metabolismo inducida por la restricción dietética, la reducción de la actividad mitocondrial o la reducción de la señalización de la insulina. 1,2,3,4,5,6,7. Sin embargo, se ha demostrado difícil medir la alimentación en el contexto de la longevidad para C. elegans debido al pequeño tamaño del animal 3,8,9,10,11,12,13,14,15.
La alimentación es un comportamiento biológico fundamental necesario para la supervivencia, y su estricta regulación se encuentra en el centro del mantenimiento de la salud metabólica, la reproducción y el envejecimiento. El comportamiento alimentario está controlado por múltiples vías de señalización tanto en el sistema nervioso como en la periferia y, por lo tanto, solo puede estudiarse in vivo 16,17,18,19. La alimentación representa el primero de tres pilares: (i) ingesta de energía, (ii) almacenamiento de energía y (iii) gasto energético que gobiernan la homeostasis energética de un organismo. La alimentación en C. elegans se ha investigado principalmente midiendo el bombeo faríngeo, definido por la tasa de contracciones de la faringe. Este enfoque ha proporcionado información crucial sobre el comportamiento alimentario de C. elegans 3,4,8,12,13,20,21; Sin embargo, el bombeo faríngeo, especialmente medido en intervalos cortos de minutos, no se correlaciona necesariamente con la ingesta de alimentos.
La ingesta de alimentos no solo está determinada por la tasa de bombeo faríngeo, sino también por parámetros como la duración y la frecuencia de los episodios de alimentación y la densidad de bacterias alimentarias. Un animal puede tener un bombeo faríngeo muy alto, pero la duración de sus sesiones de alimentación puede ser más corta, lo que compensa el aumento de la tasa. Otro factor de confusión es la eficiencia con la que el bombeo puede o no ingerir y triturar bacterias. Un ejemplo extremo de desacoplamiento de la ingesta de alimentos del bombeo faríngeo es la adición de serotonina sin la presencia de ningún alimento (bacterias). En presencia de serotonina exógena, los animales bombean a una alta velocidad, pero sin bacterias presentes, la alta tasa de bombeo no conduce a la ingesta de alimentos 2,6,13,22,23.
El método de eliminación bacteriana presentado aquí mide la ingesta de alimento de las poblaciones de lombrices en pozos individuales a medida que disminuyen las concentraciones bacterianas con el tiempo (Figura 1). Este enfoque es similar a los utilizados en otras especies donde la desaparición del alimento representa una medida de la ingesta de alimento 10,11,24,25,26,27,28. En la publicación original, validamos este método de medición de la ingesta de alimentos alimentando a C. elegans con bacterias marcadas con isótopos 15N11. Las mediciones posteriores por espectrometría de masas mostraron que la medición de la desaparición de las bacterias se correlacionaba fuertemente con la aparición de marcaje de isótopos, revelando la absorción real de las bacterias en el animal11. Por lo tanto, estamos seguros de que el ensayo de depuración bacteriana representa la ingesta de alimentos en la mayoría de las circunstancias. El propósito del ensayo no es reemplazar el ensayo de bombeo faríngeo, sino agregar a la caja de herramientas de ensayos para estudiar la alimentación y el metabolismo en C. elegans y cómo se relaciona con el envejecimiento y la longevidad.
Protocol
Representative Results
Discussion
El protocolo presentado mide la eliminación bacteriana como una lectura de la ingesta de alimentos de C. elegans en placas de microtitulación de 96 pocillos. Las curvas dosis-respuesta en la sección de resultados representativos muestran que el ensayo mide cuantitativamente la ingesta de alimentos, una noción que se confirmó de forma independiente utilizando bacterias marcadas con isótopos11. Utilizando este ensayo, probamos con éxito medicamentos aprobados por la FDA, como los antipsicóticos, con efectos secundarios metabólicos humanos conocidos y demostramos que estos medicamentos aumentaron la alimentación en C. elegans10,26. El ensayo es útil para estudiar la genética o la farmacología de la alimentación y añade una nueva herramienta para la investigación de C. elegans para estudiar el metabolismo. Este ensayo proporciona un método de bajo costo para estudiar la alimentación de una manera escalable y amigable con el tiempo, lo que no es posible en la mayoría de los otros organismos. Nuestro trabajo sobre medicamentos aprobados por la FDA muestra que muchos efectos secundarios observados en pacientes humanos también se observan en C. elegans, lo que revela una conservación evolutiva 24,26,32.
El ensayo está limitado por la concentración de bacterias que se pueden medir dentro del rango lineal de la medición de OD600 . Como resultado, el número de gusanos y el rango de concentraciones bacterianas que se pueden analizar son limitados. Demasiados gusanos afectarán a OD600 al consumir las bacterias demasiado rápido, por lo tanto, “comerán” la concentración bacteriana de la ODlineal 600. En nuestra experiencia, la variabilidad en la preparación bacteriana es el parámetro crítico que hace que los resultados varíen de un experimento a otro. Hemos intentado sin éxito congelar grandes lotes de bacterias o utilizar bacterias liofilizadas. En estos casos, la tasa de autolisis se volvió demasiado alta o las bacterias eran de una calidad que ralentizaba el desarrollo de C. elegans . Sin embargo, nuestras pruebas no han sido exhaustivas y este problema puede tener solución.
En general, la tasa de autolisis de las bacterias es la más difícil de controlar y puede causar una variabilidad considerable. Descubrimos que algunos fármacos pueden aumentar la tasa de autolisis a niveles que el ensayo no pudo determinar de forma fiable la ingesta de alimentos. Debido a que la tasa de autolisis aumenta con el tiempo en el ensayo, no hemos medido la ingesta de alimentos más allá del día 5 de la edad adulta. A esa edad, las bacterias están ~ 10 días en cultivo. Para medir la ingesta de alimentos después del día 5 de la edad adulta, las bacterias viejas deben lavarse y reemplazarse por otras nuevas.
El ensayo presentado es una extensión de nuestro ensayo de vida útil basado en placas de microtitulación de 96 pocillos31. Esta combinación permite medir la esperanza de vida y la ingesta de alimentos en la misma población. Si bien el ensayo de depuración bacteriana presentado aquí no permite determinar la ingesta de alimentos durante toda la vida de C. elegans debido a la autolisis bacteriana, proporciona datos sólidos para los primeros cuatro días de la edad adulta, el momento con la mayor ingesta de alimentos. Especialmente para el descubrimiento de fármacos de moléculas pequeñas, es esencial controlar la ingesta de alimentos. En resumen, anticipamos que el ensayo presentado será útil para la comunidad de C. elegans y ampliará el conjunto de herramientas para estudiar el metabolismo o controlarlo en el contexto de los estudios de envejecimiento y esperanza de vida.
Planificación:
Antes de planificar la medición de la ingesta de alimentos, se deben hacer algunas consideraciones.
Matar las bacterias:
Eliminamos las bacterias por irradiación con rayos X en un tubo cónico de 50 mL (900 Gray durante 4 h ajustado a 160,0 kV y 25,0 mA). Utilizamos el RS2000 de Rad Source para la irradiación. Dependiendo del equipo, el tiempo específico y la dosis de radiación pueden variar de un centro a otro. La eliminación completa de las bacterias debe determinarse mediante la siembra de las bacterias después de la irradiación para detectar a los supervivientes por crecimiento. Es esencial matar todas las bacterias para evitar el crecimiento durante el ensayo, ya que esto causará una subestimación de la alimentación o incluso valores negativos de alimentación. Es importante destacar que las bacterias deben ser eliminadas para que C. elegans aún las coma. En nuestra experiencia, hay tres formas de matar grandes cantidades de bacterias de manera confiable: (i) irradiación por rayos X, (ii) por rayos γ y (iii) la adición de formaldehído29,30. Las tasas de autolisis entre estos tres métodos son comparables, con un coeficiente de variación del 8% entre las tasas de autolisis para los experimentos que se muestran en la Figura 3B. Los métodos que no funcionaron de manera confiable en nuestras manos fueron la irradiación UV, los cócteles de antibióticos, la inactivación por calor y la azida de sodio. Estos métodos no logran matar completamente las bacterias (UV y antibióticos), producen bacterias que C. elegans no come (calor) o cambian la ingesta de alimentos (azida de sodio).
Número de réplicas:
En nuestra experiencia, los cambios en el pliegue de la alimentación son generalmente pequeños en comparación con la variación observada. Por lo tanto, la medición de los cambios en la ingesta de alimentos requiere varios pozos replicados. La Figura 2A, B muestra placas de 96 pocillos diseñadas para cuatro o seis condiciones diferentes, con 21 o 14 pozos replicados y dos pozos de control de autolisis sin gusanos. Dada la gran variabilidad y los cambios relativamente pequeños que cabe esperar, los cambios de 0,5-2,5 veces en la alimentación tienden a ser los límites inferior y superior. Recomendamos de 14 a 21 pocillos de réplica para cada condición y al menos dos pocillos de control de autolisis, que se describen a continuación. Estas réplicas son suficientes para generar curvas cuantitativas dosis-respuesta para fármacos que cambian la alimentación11,26.
La autolisis controla:
OD600 mide el número de partículas en una solución, en su mayoría independiente del tamaño de las partículas. Sin embargo, las bacterias muertas se lisarán, perdiendo su naturaleza de partículas. A esto lo llamamos autolisis, que ocurre de forma independiente en presencia de gusanos y reduce las mediciones de OD600 sin que los gusanos coman. La autolisis ocurre durante el ensayo y debe medirse de forma independiente en al menos dos pocillos por condición. Estos pozos reciben el mismo tratamiento que los demás en la misma condición, excepto que no contienen lombrices. Descubrimos que muchos fármacos también pueden alterar la tasa de autolisis. Por lo tanto, cada condición necesita pozos de control de autolisis independientes con su respectiva concentración. La Figura 2 muestra una configuración de placa para cuatro o seis condiciones con todos los pozos de control de autolisis en la parte inferior de la placa en la fila H.
Población de referencia N2:
También observamos que la cantidad absoluta de bacterias consumidas puede fluctuar entre experimentos, muy probablemente en relación con la calidad de las bacterias. A pesar de nuestros mejores esfuerzos para prepararlos exactamente de la misma manera cada vez, hay fluctuaciones. Por ejemplo, las bacterias se pueden recolectar mientras se encuentran en un estado de división durante la fase de crecimiento logarítmico y, por lo tanto, ser mucho más grandes que las bacterias recolectadas en la fase estacionaria. Por lo tanto, estas simples diferencias en el tamaño de las bacterias pueden provocar cambios en el número de bacterias consumidas y diferentes valores de OD600 , ya que las mediciones de OD600 no distinguen entre tamaños. Por esta razón, siempre incluimos una población de animales control N2 no tratados que sirvan como valor de referencia, ya sea establecido en 1 o 100%, para determinar si los grupos experimentales comen más o menos que el control N2. Esta práctica permite comparaciones entre experimentos, incluso si los valores de OD600 varían.
Intervalos de tiempo:
El uso de valores de OD600 para medir la ingesta de alimentos requiere que la concentración bacteriana disminuya de manera medible. Debido a que el volumen de cultivo es mucho mayor que el de los gusanos, deben comer una cantidad significativa de bacterias para marcar una diferencia detectable. Permanecer en el rango lineal para los valores de OD600 requiere que la concentración bacteriana permanezca entre ~ 1 mg / mL y 10 mg / mL, de modo que una cantidad considerable de bacterias debe desaparecer para detectarla. Los gusanos comen más desde finales de L4 hasta el día 4 de la edad adulta debido a la producción de huevos. Por lo tanto, este intervalo es ideal. Los intervalos más cortos, como 24 h, se pueden medir11, pero eso es considerablemente más difícil y necesita ~ 40 pozos por condición. Otra opción para medir la ingesta de alimento de las larvas es duplicar el número de animales por pozo. Sin embargo, el problema con este enfoque es que demasiados gusanos comenzarán a afectar las lecturas de OD600 cuando crezcan.
Soluciones madre para medicamentos que se van a probar:
Si se prueba la capacidad de fármacos como la serotonina para modular la alimentación, tenga en cuenta lo siguiente al preparar soluciones madre. Por lo general, preparamos un stock de 50x para medicamentos solubles en agua y añadimos 3 μL a cada pocillo (1:50), pero otras concentraciones de stock (100x, 300x) también funcionan. Sin embargo, si los fármacos se diluyen en disolventes distintos del agua (por ejemplo, DMSO), la concentración final no debe superar el 0,5%. Los disolventes se vuelven rápidamente dañinos para C. elegan. Por lo tanto, las soluciones madre de medicamentos disueltos en solventes orgánicos como el DMSO deben ser 300x o más.
Puntuación de gusanos vivos y muertos:
La determinación de los animales vivos y muertos se basa en el movimiento del gusano. Se utiliza luz fuerte, especialmente luz azul, porque hace que los animales se muevan. Además, la puntuación del número de animales por pozo revelará si hay un exceso de muertes. El exceso de muertes puede ocurrir con sustancias tóxicas o altas concentraciones (>0.5%) de varios solventes, incluido el DMSO. Por lo general, debe haber menos de 1:100 (1%) animales muertos. Las placas se pueden agitar durante 30 s a 800 rpm en el agitador de placas de microtitulación si la comida se ha asentado y la población se vuelve difícil de contar. Ignore los pozos con machos o más de 16 gusanos (ver problemas).
Problemas potenciales:
Agitación inadecuada:
En un medio líquido, las bacterias pueden agruparse fácilmente y asentarse en el fondo de los pozos. En nuestra experiencia, agitar durante menos de 20 minutos puede no romper los grumos bacterianos y resuspenderlos, lo que provoca mediciones inexactas de OD600. Las mediciones de OD600 en presencia de grumos bacterianos subestimarán la concentración bacteriana. Los ajustes excesivos del agitador pueden hacer que el líquido se pegue al sellador. Una vez que se retira el sellador para la lectura de OD600, el líquido adherido al sellador dará como resultado una lectura de OD600 más baja. Si hay líquido en el sellador, gire rápidamente la placa a baja velocidad (500-1.000 rpm) y agite nuevamente durante 5 minutos. Además, asegúrese de leer dentro de los 10 minutos posteriores a la agitación de las placas para evitar que las bacterias se asienten.
Diferentes valores de ingesta absoluta de alimentos entre experimentos:
A pesar de nuestros mejores esfuerzos para estandarizar las preparaciones bacterianas, a menudo difieren en formas que afectan la ingesta de alimentos en los gusanos. Por ejemplo, debido a su estado de división, las bacterias difieren en tamaño en función de si se cosecharon en la fase de crecimiento logarítmico o estacionaria, siendo las bacterias logarítmicas más grandes. Debido a que las mediciones de DO600 no distinguen entre tamaños, las diferencias en el tamaño de las bacterias debidas a la fase en la que se cosechó la bacteria pueden dar lugar a las diferencias aparentes observadas en la ingesta basal de alimentos entre las preparaciones bacterianas. La mejor manera de comparar entre experimentos es incluir siempre una población de control N2 no tratada y normalizar los resultados a esta población N2.
Efectos de aglomeración:
La concentración bacteriana en este protocolo es suficiente para mantener el OD600 en el rango lineal para 2-16 gusanos por pocillo durante ~72 h. Dependiendo del fármaco de interés, un pocillo que contenga más de 16 gusanos puede agotar la concentración bacteriana antes de la segunda medición. También encontramos que los pozos con un animal tienden a ser poco confiables. El factor de lisis supera lo que come un solo gusano. Por lo tanto, errores menores en la determinación del factor de lisis afectan desproporcionadamente a los pozos con menos gusanos.
Recomendamos excluir los pozos de los análisis estadísticos si se cumple una de las siguientes condiciones. Hay machos en el pozo (no tenemos datos que comparen la ingesta de alimentos entre machos y hermafroditas); hay menos de 2 lombrices en el pozo o más de 16 lombrices en el pozo; los gusanos están muertos en la segunda lectura; o si hay descendencia en los pozos porque falló el FUdR. El FUdR es sensible al calor y se inactiva incluso a temperaturas tan bajas como 37 °C. Descongele siempre el FUdR en agua a temperatura ambiente.
Valores negativos de ingesta de alimentos:
Los valores de ingesta de alimentos son ocasionalmente negativos, lo que sugiere más comida en el día 4 que en el día 1. Los valores negativos de ingesta de alimentos pueden indicar uno de los siguientes factores: una alta tasa de autolisis , posiblemente causada por un fármaco añadido que actúa sobre las bacterias, o valores negativos de ingesta de alimentos, que pueden sugerir que el pozo está contaminado y que algo más que gusanos está creciendo. Las tasas de autolisis también aumentan a medida que las bacterias envejecen; Por lo tanto, recomendamos usar bacterias de no más de una semana de edad. Se ha añadido un fármaco que precipita con el tiempo, afectando al valor de OD600 . Un temblor insuficiente en el día 1 puede conducir a una lectura más baja de OD600 debido a los grumos bacterianos. Los gusanos sufrieron estrés hipóxico. Esto ocurre cuando la relación superficie-aire no es suficiente para permitir el intercambio de oxígeno. Utilice la placa específica de 96 pocillos en materiales y no exceda los 150 μL (120 μL + 30 μL de FUdR) por pocillo. La distancia entre la superficie del pozo y el fondo donde viven los gusanos determina la concentración de oxígeno.
Limitaciones:
Este ensayo se limita al cultivo líquido. Los comportamientos alimentarios observados en platos sólidos, como moverse dentro y fuera del césped, no se pueden evaluar con el ensayo.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Queremos agradecer a Xiaolan Ye, ya que este protocolo se desarrolló como resultado de una observación que hizo originalmente. Agradecemos a todos los miembros pasados y presentes del Laboratorio Petrascheck por su ayuda en el desarrollo y optimización de este protocolo. Este trabajo fue financiado por R21 AG080376 (a M.P.). Algunas cepas fueron proporcionadas por el CGC, que está financiado por la Oficina de Programas de Infraestructura de Investigación de los NIH (P40 OD010440).
Materials
| Amphotericin B | RPI | A40030-0.1 | solvent: EtOH |
| Ampicillin | Fisher Scientific | BP176025 | solvent: water |
| Bacto Peptone | BD Biosciences | 211677 | use to make NGM plates |
| Carbenicillin | Fisher Scientific | 46-100-RG | solvent: water |
| Cell strainer | Fisher Scientific | 22363547 | 40 µm to remove adults |
| Cholesterol | MP Biomedicals | 02101380-CF | 5 mg/mL stock |
| Difco, Agar, Bacteriological | BD Biosciences | 214510 | use to make NGM plates |
| Fluorodeoxyuridine | Sigma Aldrich | F0503 | to sterilize worms on L4 |
| Luria Broth | RPI | L24045-1000.0 | open capsule, mix with 1 L of water, autoclave |
| M9 Buffer | Laboratory Prepared | Store in sterile conditions at room temperature To prepare 1 L: 15 g Na2HPO4*12H2O (FW: 358) 3 g KH2PO4 (FW: 136) 5 g NaCl (FW: 58), 0.25 g MgSO4*7H2O (FW: 246) autoclave |
|
| Microplate Sealer | Fisher Scientific | 236707 | |
| OP50 | Caenorhabditis Genetics Center | ||
| Plate 96-well | Falcon | 351172 | |
| Plate reader | Tecan | 30016056 | use 600 nm filter lens |
| Potassium Citrate, 1 M , pH 6 | Laboratory Prepared | Store in sterile conditions at room temperature To prepare 1 L: 268.8 g Potassium citrate tribasic monohydrate (FW: 324) 26.3 g citric acid monohydrate (FW: 210) 900 mL of dH2O pH to 6 using 5 M KOH autoclave |
|
| Potassium Phosphate, 1 M , pH 6 | Laboratory Prepared | Store in sterile conditions at room temperature To prepare 1 L: 136 g KH2PO4 (FW: 136) 900 mL dH2O pH to 6 using 5 M KOH autoclave |
|
| S-Basal | Laboratory Prepared | Store in sterile conditions at room temperature To prepare 1 L: 5.9 g NaCl (FW: 58) 50 mL 1 M potassium phosphate (pH 6) add 900 mL dH2O autoclave, cool to 55 °C |
|
| S-Complete | Laboratory Prepared | Store in sterile conditions at room temperature To prepare 1 L: Add to 1 L of S-basal (cooled to 55 °C or RT) 10 mL of 1 M potassium citrate pH 6, 10 mL of trace metal solutions 3 mL of 1 M CaCl2 3 mL of 1 M MgSO4 |
|
| Serotonin hydrochloride | Thermo Scientific | AAB2126309 | used at 5 mM |
| Sodium Chloride | Sigma Aldrich | S7653-5KG | to make buffers and NGM plates |
| Terrific Broth | Thermo Scientific | J75856-A1 | 12.5 g in 250 mL of water, autoclave |
| Titer plate Shaker | Thermo Scientific | 88880023 | shaken at 800 rpm, depends on shaker |
| Trace Metals Solution | Laboratory Prepared | Store in sterile conditions at room temperature To prepare 1 L: 1.86 g Na2EDTA (FW: 372.24) 0.69 g FeSO4*7H2O (FW: 278) 0.20 g MnCl2*4H2O (FW: 198) 0.29 g ZnSO4*7H2O (FW: 287) 0.016 g CuSO4 (FW: 158) autoclave wrap in aluminum foil to keep in the dark |
|
References
- Taormina, G., Mirisola, M. G. Calorie restriction in mammals and simple model organisms. Biomed Res Int. 2014, 308690 (2014).
- Cunningham, K. A., et al. Amp-activated kinase links serotonergic signaling to glutamate release for regulation of feeding behavior in C. elegans. Cell Metab. 16 (1), 113-121 (2012).
- You, Y. J., Kim, J., Raizen, D. M., Avery, L. Insulin, cgmp, and tgf-beta signals regulate food intake and quiescence in C. elegans: A model for satiety. Cell Metab. 7 (3), 249-257 (2008).
- Dorman, J. B., Albinder, B., Shroyer, T., Kenyon, C. The age-1 and daf-2 genes function in a common pathway to control the lifespan of Caenorhabditis elegans. Genetics. 141 (4), 1399-1406 (1995).
- Apfeld, J., Kenyon, C. Cell nonautonomy of C. elegans daf-2 function in the regulation of diapause and life span. Cell. 95 (2), 199-210 (1998).
- Srinivasan, S. Neuroendocrine control of lipid metabolism: Lessons from C. elegans. J Neurogenet. 34 (3-4), 482-488 (2020).
- Calculli, G., et al. Systemic regulation of mitochondria by germline proteostasis prevents protein aggregation in the soma of. elegans. Sci Adv. 7 (26), eabg3012 (2021).
- Avery, L. The genetics of feeding in Caenorhabditis elegans. Genetics. 133 (4), 897-917 (1993).
- Wu, Z., et al. Dietary restriction extends lifespan through metabolic regulation of innate immunity. Cell Metab. 29 (5), 1192-1205.e8 (2019).
- Chen, A. L., et al. Pharmacological convergence reveals a lipid pathway that regulates C. elegans lifespan. Nat Chem Biol. 15 (5), 453-462 (2019).
- Gomez-Amaro, R. L., et al. Measuring food intake and nutrient absorption in Caenorhabditis elegans. Genetics. 200 (2), 443-454 (2015).
- Mckay, J. P., Raizen, D. M., Gottschalk, A., Schafer, W. R., Avery, L. Eat-2 and eat-18 are required for nicotinic neurotransmission in the Caenorhabditis elegans pharynx. Genetics. 166 (1), 161-169 (2004).
- Hobson, R. J., et al. Ser-7, a Caenorhabditis elegans 5-ht7-like receptor, is essential for the 5-ht stimulation of pharyngeal pumping and egg laying. Genetics. 172 (1), 159-169 (2006).
- Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: Comparative analysis of current methodology. Nat Methods. 11 (5), 535-540 (2014).
- Webster, C. M., et al. Genome-wide rnai screen for fat regulatory genes in C. elegans identifies a proteostasis-ampk axis critical for starvation survival. Cell Rep. 20 (3), 627-640 (2017).
- Reis Rodrigues, P., et al. Synthetic ligands of cannabinoid receptors affect dauer formation in the nematode Caenorhabditis elegans. G3 (Bethesda). 6 (6), 1695-1705 (2016).
- Levichev, A., et al. The conserved endocannabinoid anandamide modulates olfactory sensitivity to induce hedonic feeding in C. elegans. Curr Biol. 33 (9), 1625-1639.e4 (2023).
- Wang, D., et al. Genetic behavioral screen identifies an orphan anti-opioid system. Science. 365 (6459), 1267-1273 (2019).
- Cheong, M. C., Artyukhin, A. B., You, Y. J., Avery, L. An opioid-like system regulating feeding behavior in C. elegans. Elife. 4, e06683 (2015).
- Lakowski, B., Hekimi, S. The genetics of caloric restriction in Caenorhabditis elegans. Proc Natl Acad Sci U S A. 95 (22), 13091-13096 (1998).
- Huang, C., Xiong, C., Kornfeld, K. Measurements of age-related changes of physiological processes that predict lifespan of Caenorhabditis elegans. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (21), 8084-8089 (2004).
- Witham, E., et al. C. elegans body cavity neurons are homeostatic sensors that integrate fluctuations in oxygen availability and internal nutrient reserves. Cell Rep. 14 (7), 1641-1654 (2016).
- Hussey, R., et al. Oxygen-sensing neurons reciprocally regulate peripheral lipid metabolism via neuropeptide signaling in Caenorhabditis elegans. PLoS Genet. 14 (3), e1007305 (2018).
- Zapata, R. C., et al. Adipocytes control food intake and weight regain via vacuolar-type h(+) atpase. Nat Commun. 13 (1), 5092 (2022).
- Clay, K. J., Yang, Y., Clark, C., Petrascheck, M. Proteostasis is differentially modulated by inhibition of translation initiation or elongation. Elife. 12, e76465 (2023).
- Perez-Gomez, A., et al. A phenotypic caenorhabditis elegans screen identifies a selective suppressor of antipsychotic-induced hyperphagia. Nat Commun. 9 (1), 5272 (2018).
- Zapata, R. C., Zhang, D., Chaudry, B., Osborn, O. Self-administration of drugs in mouse models of feeding and obesity. J Vis Exp. (172), 62775 (2021).
- Zapata, R. C., et al. Targeting clic1 for the treatment of obesity: A novel therapeutic strategy to reduce food intake and body weight. Mol Metab. 76, 101794 (2023).
- Stuhr, N. L., Curran, S. P. Bacterial diets differentially alter lifespan and healthspan trajectories in C. elegans. Commun Biol. 3 (1), 653 (2020).
- Stuhr, N. L., Curran, S. P. Different methods of killing bacteria diets differentially influence Caenorhabditis elegans physiology. MicroPubl Biol. 2023, (2023).
- Solis, G. M., Petrascheck, M. Measuring caenorhabditis elegans life span in 96 well microtiter plates. J Vis Exp. (49), (2011).
- Wofford, M. R., King, D. S., Harrell, T. K. Drug-induced metabolic syndrome. J Clin Hypertens (Greenwich). 8 (2), 114-119 (2006).
