Der Schwerpunkt dieses Papiers liegt auf der Beschreibung von Best Practices für die Herstellung von Medien für anspruchsvolle anaerobe Mikroorganismen, die aus einer Umgebung stammen. Diese Methoden helfen bei der Verwaltung anaerober Kulturen und können angewendet werden, um das Wachstum von schwer fassbaren, unkultivierten Mikroorganismen, der “mikrobiellen dunklen Materie”, zu unterstützen.
Die kulturabhängige Erforschung anaerober Mikroorganismen beruht auf Methodenkompetenz. Diese Methoden müssen geeignete Wachstumsbedingungen (z. B. pH-Wert und Kohlenstoffquellen) für anaerobe Mikroorganismen schaffen und aufrechterhalten und gleichzeitig die Entnahme von Proben ermöglichen, ohne die künstliche Umgebung zu beeinträchtigen. Zu diesem Zweck können Methoden, die von einer In-situ-Umgebung geprägt sind und diese simulieren, eine große Hilfe bei der Kultivierung von Mikroorganismen aus dieser Umgebung sein. Hier skizzieren wir eine in situ informierte und simulierte anaerobe Methode zur Kultivierung terrestrischer Oberflächen- und Unterwassermikroorganismen, wobei der Schwerpunkt auf der anaeroben Probenentnahme mit minimaler Störung liegt. Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung eines anpassbaren anaeroben flüssigen Mediums sowie die Aufnahme und das In-vitro-Wachstum von anaeroben Mikroorganismen in die Umwelt. Das Protokoll deckt auch kritische Komponenten eines anaeroben Bioreaktors ab, der für Umweltsimulationen von Sedimenten und anaeroben flüssigen Medien für ökologisch erworbene Kulturen verwendet wird. Wir haben vorläufige Next Generation Sequencing-Daten aus einem erhaltenen Mikrobiom über die Lebensdauer eines Bioreaktors einbezogen, bei dem sich die aktive Kultur als Reaktion auf eine experimentelle Kohlenstoffquelle dynamisch anpasste.
Die meisten Mikroorganismen bleiben unkultiviert; Dies wird durch die große Ungleichheit zwischen den mikroskopisch beobachteten Zellen im Gegensatz zu den wenigen Mikroorganismen unterstützt, die erfolgreich mit Agarplatten kultiviert wurden. Staley und Konopka nannten diese Diskrepanz die “Great Plate Count Anomaly”1. Die geschätzte unberücksichtigte Diversität wird durch metagenomische und metatranskriptomische Daten gestützt, die zeigen, dass viele neue Gattungen in Rangabundanzkurven aus verschiedenen Umgebungen verteilt sind2. Mikroorganismen, die beobachtet wurden (in der Regel durch zufällige Sequenzierung einer mikrobiellen Gemeinschaft), aber nicht kultiviert wurden, wurden als “mikrobielle dunkle Materie” bezeichnet3,4.
Im Zeitalter der -omics ist die Kultivierung von Mikroorganismen nach wie vor unerlässlich, um genomische Daten vollständig auszuwerten und die Funktion/den Phänotyp der vorhandenen Gene zu überprüfen. Die Sequenzierung kultivierter Mikroorganismen ist immer noch der einzige Weg, um sicher vollständige Genome zu erhalten, bis Technologien wie Schrotflinten-Metagenomik und Metagenom-assemblierte Genome aus der Umwelt zulässig unfehlbar werden5. Genomische Bewertungen in Verbindung mit kultivierten Mikroorganismen liefern starke Schlussfolgerungen für das Verständnis der “mikrobiellen dunklen Materie”. Viele Mitglieder der “mikrobiellen Dunklen Materie” erfüllen entscheidende Funktionen, die den Kreislauf von Nährstoffen und anderen Elementen sowie die Produktion wertvoller Naturprodukte beeinflussen, ökologische Systeme unterstützen und ökologische Dienstleistungen erbringen. Aus medizinischer Sicht sind etwa die Hälfte aller derzeit vermarkteten Arzneimittel Produkte und Derivate von Produkten aus Bakterien, und es wird vermutet, dass die Profilierung unkultivierter Spezies die Antibiotika der Zukunft aufzeigt. Um Zugang zu dieser unkultivierten Mehrheit zu erhalten, muss eine Vielzahl von Kultivierungsmethoden erweitert werden6. Unter den Mitgliedern der “mikrobiellen dunklen Materie” werden anaerobe oligotrophe Mikroorganismen weitgehend unterschätzt und verfügen wahrscheinlich über ökologisch und industriell wertvolle biochemische Signalwege7, was sie zu wichtigen Zielen der Kultivierung macht. Anaerobe oligotrophe Mikroorganismen sind jedoch schwieriger zu kultivieren als ihre aeroben und copiotrophen Gegenstücke, da oft längere Inkubationszeiten, anspruchsvolle Bedingungen (z. B. bestimmte nicht standardmäßige In-vitro-Temperaturen ) und die Verwendung spezieller Medienrezepturen erforderlich sind.
Aktuelle Entwicklungstechniken zur Kultivierung von Mitgliedern der “mikrobiellen dunklen Materie”, einschließlich neuartiger anaerober oligotropher Mikroorganismen, haben unser Verständnis erheblich verbessert und die Repräsentation dieser Mikroorganismen innerhalb des phylogenetischen Baums erhöht. Aktuelle Techniken, die informierte Medien zur Kultivierung neuartiger Mikroorganismen verwenden (d. h. Medien, die aus dem Wissen über den/die interessierenden Mikroorganismus gewonnen werden), können in drei verschiedene Methoden unterteilt werden. Die erste der Methoden beinhaltet die direkte Entfernung eines diskreten Abschnitts der Umgebung für den Transfer in eine In-vitro-Wachstumskammer, die die interessierenden Mikroorganismen bereits in einer Membran enthält. Der diskrete Abschnitt (z. B. Meerwasser) dient dazu, den interessierenden Mikroorganismen den geochemischen Lebensraum zu bieten, den sie in situ nutzen, während die Membran die Bewegung der Zellen stoppt (die interessierenden Zellen bleiben drinnen; fremde Zellen, die mit dem diskreten Abschnitt angekommen sind, bleiben ohne). Durch die Einbeziehung von Verbindungen, die natürlich verfügbar sind, um Mikroorganismen in ihrem natürlichen Lebensraum zu bekämpfen, können solche Mikroorganismen kultiviert werden8. Die zweite Methode nutzt Metatranskriptomik oder Genomik, um metabolische Fähigkeiten aufzuklären und Hinweise auf enge Kultivierungsparameter für ein gezieltes Mediumdesign zu liefern. Dieser Ansatz liefert ein ökophysiologisches Profil, mit dem die Anreicherung bestimmter Arten von Mikroorganismen aus einer Umgebung gezielt erreicht werden kann. Die Bestimmungen des Mediums sind auf die identifizierten vorhandenen Gene ausgerichtet, von denen angenommen wird, dass sie den/die Zielmikroorganismus(en) unterstützen, um die Anreicherungsvielfalt zu reduzieren,9,10. Ein Vorbehalt ist, dass genomische Informationen nicht direkt auf die Expression von Genen schließen, während transkriptomische Informationen dies tun.
Die dritte Methode umfasst umweltinformierte und simulierte Medien, die sich von der ersten Methode unterscheidet, die die Medien nicht simuliert, sondern die Umwelt direkt als Medienquelle nutzt. Diese dritte Methode erfordert eine Umwelterkundung der Geochemie eines Feldstandorts, der Mikroorganismen von Interesse enthält. Mit diesem Wissen werden Primärkomponenten und physikalische Parameter identifiziert, um ein umweltbewusstes simuliertes Medium herzustellen. Das Medium erhält dann eine direkte Infusion von Mikroorganismen-haltigen Sedimenten oder Flüssigkeiten aus der Umgebung in das Medium. Diese Methode ist von besonderem Wert in Fällen, in denen der kultivierende Mikrobiologe weder Zugang zu ausreichenden Mengen an Quellumgebung (wie für die erste Methode erforderlich) noch zu geeigneten metatranskriptomischen oder genomischen Daten (wie für die zweite Methode erforderlich) hat.
Das folgende Protokoll ist ein Beispiel für die dritte Methode; Es basiert auf interessanten Umgebungen und zielt darauf ab, diese zu simulieren. Drei naive Medienrezepte, die auf verschiedene im Feld erworbene anaerobe Mikroorganismenkulturen abzielen, werden parallel im Protokoll vorgestellt. Bei den drei vertretenen Kulturen handelt es sich um Mischkulturen, die aus dem Boden stammen (im Folgenden “Bodenmischkultur”), Mischkulturen, die aus einem Bohrloch stammen (im Folgenden “Bohrlochmischkultur”) und um ein isoliertes Methanogen, das aus einem Bohrloch stammt (im Folgenden “isoliertes Methanogen” aus dem Bohrloch). Die zusammengesetzten Identitäten und Mengen in den hier geteilten Medienrezepten sind als erster Leitfaden gedacht; Sie können und werden ermutigt, an die Umgebung und die interessierenden Mikroorganismen des Lesers angepasst zu werden.
Der Abschnitt über die mittlere Produktion dieses Protokolls (Abschnitt 1) verdankt seine Struktur der modifizierten Hungate-Technik von Miller und Wolin17, die seit ihrer Veröffentlichung weit verbreitet ist. Die Praktikabilität dieses erweiterten Protokolls ergibt sich aus seinem beschreibenden Charakter und der Kombination mit der In-situ-Erfassung von Mikroorganismen. Kulturflaschen mit umweltbewussten und simulierten Medien wurden erfolgreich verwendet, um die folgenden in sit…
The authors have nothing to disclose.
Die Autoren möchten die Abstammung von Informationen und Mentoring anerkennen, die diese Techniken im Laufe der Jahre beeinflusst/weiterentwickelt hat. Dr. Hamilton-Brehm als ehemaliger Doktorand, Postdoc und derzeitiger Professor schuldet denjenigen, die sich die Zeit genommen haben, anaerobe Techniken zu unterrichten, Dankbarkeit: Dr. Mike Adams, Dr. Gerti Schut, Dr. Jim Elkins, Dr. Mircea Podar, Dr. Duane Moser und Dr. Brian Hedlund. Die Nature Conservancy und American Rivers unterstützten diese Arbeit durch die Zuschüsse G21-026-CON-P bzw. AR-CE21GOS373. Alle Meinungen, Erkenntnisse, Schlussfolgerungen oder Empfehlungen, die in diesem Artikel geäußert werden, sind die der Autoren und spiegeln nicht unbedingt die Ansichten der Nature Conservancy oder American Rivers wider. Diese Arbeit wurde durch einen Zuschuss des SIU Advanced Energy Institute unterstützt, das die vom Advanced Energy Resource Board gewährte Finanzierung dankbar anerkennt. NGS wurde von LC Sciences durchgeführt.
General Materials | |||
1 L borosillicate bottle | Fisher Scientific | ||
1 mL syringe with slip tip | Fisher Scientific | ||
10 mL glass pipette | Fisher Scientific | ||
100 mL culture bottle | Fisher Scientifc | ||
20 mm hand crimper | Fisher Scientifc | ||
23 G needle | Fisher Scientifc | ||
500 mL borosilicate bottle | Fisher Scientific | ||
Aluminum seal | Fisher Scientifc | ||
Cannula, 31.5 cm length | Fisher Scientific | ||
Cannula, 6 cm length | Fisher Scientifc | ||
Corer | Giddings Machine Company | Assembled from company parts | |
Gas manifold | Swagelok | Assembled from many different parts | |
Lighter | Lowe's | ||
N2 gas | Airgas | ||
Nitrile gloves | Fisher Scientific | ||
Rubber stopper (for GL45 bottles) | Glasgeratebau OCHS | ||
Rubber stopper (for culture bottles) | Ace Glass | ||
Stirring hot plate | Corning | ||
Trace minerals | ATCC | ||
Vitamins | ATCC | ||
Bioreactor-specific Materials | |||
#10 rubber stopper | Ace Glass | ||
#7 rubber stopper | Fisher Scientifc | ||
1 mL syringe with luer lock tip | Fisher Scientifc | ||
1/4" hose barb ball valve | Amazon | ||
10 mL syringe with luer lock tip | Fisher Scientifc | ||
3.5 L borosilicate bottle | Fisher Scientific | ||
5/16" – 1/4" hose barb adapter fitting | Amazon | ||
60 mL syringe with luer lock tip | Fisher Scientifc | ||
8 L borosillicate carboy | Allen Glass | ||
Angled hose connector for GL14 open top cap | Ace Glass | 7623-20 | |
Balloon | Party City | ||
Borosillicate bioreactor | Allen Scientific Glass | Custom made upon request | |
Drill | Lowe's | ||
Female luer lock adapter coupler | Amazon | ||
GL14 open top cap | Ace Glass | 7621-04 | |
GL18 open top cap | Ace Glass | 7621-08 | |
GL45 open top cap | Ace Glass | ||
PTFE faced silicone septum for GL14 open top cap | Ace Glass | 7625-06 | |
PTFE faced silicone septum for GL18 open top cap | Ace Glass | 7625-07 | |
Ring stand | Fisher Scientific | ||
Ring stand chain clamp | Amazon | ||
Ring stand clamp | Fisher Scientific | ||
Silicone tubing; 1/4" id, 1/2" od | Grainger | 55YG13 | |
Silicone tubing; 3/16" id, 3/8" od | Grainger | ||
Straight hose connector for GL14 open top cap | Ace Glass | 7623-22 | |
Three-way stopcock | Amazon | ||
Two-way stopcock | Amazon | ||
Ultra low flow variable flow mini-pump | VWR | ||
Water bath | Fisher Scientifc | ||
White rubber septum for 13-18 mm od tubes | Ace Glass | 9096-49 | |
Wire | Lowe's | ||
Zip tie | Lowe's |