Qui proponiamo tre diversi metodi per danneggiare le fibre sensoriali che innervano la cornea. Questi metodi facilitano lo studio della rigenerazione degli assoni nei topi. Questi tre metodi, adattabili ad altri modelli animali, sono ideali per lo studio della fisiologia e della rigenerazione dell’innervazione corneale.
La cornea è un tessuto trasparente che copre l’occhio ed è fondamentale per una visione chiara. È il tessuto più innervato del corpo. Questa innervazione fornisce sensibilità e funzione trofica all’occhio e contribuisce a preservare l’integrità corneale. L’interruzione patologica di questa innervazione è definita cheratite neurotrofica. Questo può essere innescato da lesioni all’occhio, interventi chirurgici o malattie. In questo studio, proponiamo tre diversi protocolli per infliggere danni all’innervazione in modi che ricapitolano i tre tipi di casi generalmente riscontrati in clinica.
Il primo metodo consiste nell’effettuare un’abrasione dell’epitelio con una fresa oftalmica. Ciò comporta la rimozione dello strato epiteliale, delle terminazioni nervose libere e del plesso sottobasale in modo simile all’intervento di cheratectomia fotorefrattiva eseguito in clinica. Il secondo metodo mira solo all’innervazione sezionandola alla periferia con un punzone da biopsia, mantenendo l’integrità dell’epitelio. Questo metodo è simile alle prime fasi della cheratoplastica lamellare e porta a una degenerazione dell’innervazione seguita dalla ricrescita degli assoni nella cornea centrale. L’ultimo metodo danneggia l’innervazione di un modello murino transgenico utilizzando un microscopio multifotone, che localizza in modo specifico il sito di cauterizzazione delle fibre nervose fluorescenti. Questo metodo infligge gli stessi danni della fotocheratite, una sovraesposizione alla luce UV.
Questo studio descrive diverse opzioni per studiare la fisiopatologia dell’innervazione corneale, in particolare la degenerazione e la rigenerazione degli assoni. Promuovere la rigenerazione è fondamentale per evitare complicazioni come difetti dell’epitelio o persino la perforazione della cornea. I modelli proposti possono aiutare a testare nuove molecole farmacologiche o terapie geniche che migliorano la rigenerazione nervosa e limitano la progressione della malattia.
La cornea, che è la superficie trasparente dell’occhio, è composta da tre strati distinti: l’epitelio, lo stroma e l’endotelio. Questo organo ha la più alta densità di innervazione nel corpo ed è composto principalmente da fibre sensoriali (tipi Aδ e C) che originano dal ramo oftalmico del ganglio trigemino. Le fibre sensoriali penetrano nella periferia della cornea nello stroma medio sotto forma di grandi fasci che si ramificano per coprire la superficie. Quindi si biforcano per perforare la membrana di Bowmann e formare il plesso sottobasale, che è facilmente riconoscibile per la formazione di un vortice al centro della cornea. Queste fibre terminano come terminazioni nervose libere sulla superficie esterna dell’epitelio. Sono in grado di trasdurre stimoli termici, meccanici e chimici e di rilasciare fattori trofici essenziali per l’omeostasi dell’epitelio 1,2. La cheratite neurotrofica (NK) è una malattia degenerativa che colpisce l’innervazione sensoriale corneale. Questa malattia rara deriva da una diminuzione o da una perdita della sensibilità corneale che si traduce in una minore produzione di lacrime e scarse proprietà curative della cornea3. La NK progredisce attraverso tre fasi ben descritte, dalla fase 1 in cui i pazienti soffrono di difetti epiteliali, alla fase 3 in cui si verificano la fusione stromale e/o la perforazione corneale4.
Dal punto di vista clinico, le origini di questa malattia possono essere diverse. I pazienti possono perdere l’innervazione corneale dopo lesioni fisiche all’occhio, interventi chirurgici o malattie croniche, come il diabete 5,6. Ad oggi, il processo di patogenesi delle NK rimane poco compreso e le opzioni terapeutiche per questa condizione pericolosa per la vista sono molto limitate. Pertanto, è necessaria una migliore comprensione delle caratteristiche dei difetti epiteliali per comprendere meglio i meccanismi alla base della rigenerazione di tali fibre e potenzialmente promuoverle. Qui, proponiamo diversi modelli di lesioni corneali che inducono NK nei topi.
Il primo modello è l’abrasione dello strato epiteliale della cornea con una bava oculare. Questo modello è stato studiato principalmente nel contesto della rigenerazione dell’epitelio in diversi animali, come roditori e pesci 7,8,9, e per testare molecole che promuovono la guarigione corneale10,11. Fisiologicamente, ci vogliono 2-3 giorni perché le cellule epiteliali chiudano la ferita. Il modello fisiologico dell’innervazione, tuttavia, impiega più di quattro settimane per riprendersi dall’abrasione12,13. Durante l’intervento chirurgico, la bava oculare rimuove lo strato epiteliale della cornea che contiene il plesso sottobasale e le terminazioni nervose libere delle fibre. Questa procedura può essere clinicamente paragonata a quella dei pazienti con cheratectomia fotorefrattiva (PRK) per correggere i difetti refrattivi oculari. La procedura consiste nell’asportazione dell’epitelio della cornea e nel rimodellamento dello stroma con un laser14. I pazienti possono manifestare diversi effetti collaterali a seguito di tale intervento chirurgico, come una diminuzione della densità del nervo corneale per 2 anni e una riduzione della sensibilità per una durata da 3 mesi a un anno dopo l’intervento chirurgico15. Dato che l’intervento chirurgico induce una fragilità del microambiente corneale, questo modello potrebbe aiutare a studiare questi effetti collaterali e sviluppare approcci terapeutici che promuoverebbero una reinnervazione più rapida, riducendo così gli effetti collaterali in questione.
Il secondo modello consiste nel sezionare gli assoni alla periferia della cornea con un punzone bioptico, inducendo una degenerazione walleriana dell’innervazione centrale 16. Dal punto di vista clinico, questo metodo potrebbe essere paragonato alla cheratoplastica lamellare anteriore, in cui il chirurgo realizza una trapanazione parziale della cornea per rimuovere una parte dello spessore anteriore della cornea e sostituirla con un trapianto da donatore 17. Dopo la cheratoplastica lamellare, i pazienti possono soffrire di una serie di sintomi tra cui secchezza oculare, perdita di innervazione corneale e rigetto del trapianto18. Questo modello di assotomia eseguito sui nervi corneali potrebbe fornire informazioni sui meccanismi della degenerazione delle fibre, che si verifica dopo un innesto, seguita dalla rigenerazione degli assoni.
Il terzo metodo danneggia i nervi corneali con un laser. Utilizzando un microscopio multifotone sulla cornea di animali anestetizzati viene indotta la degenerazione dei nervi localizzati nel campo ottico a seguito della formazione di specie reattive dell’ossigeno (ROS), che porta al danno del DNA e alla cavitazione cellulare19. Questo metodo ricapitola il fotodanno corneale indotto dalla sovraesposizione ai raggi UV naturali (scottature solari), che innesca anche la formazione di ROS, portando al danno al DNA20. I pazienti che soffrono di scottature solari corneali provano un grande dolore, poiché il deterioramento delle cellule epiteliali priva le estremità delle fibre corneali di tutto.
I tre metodi qui descritti sono progettati per consentire lo studio del processo di patogenesi NK e della rigenerazione degli assoni. Sono facilmente riproducibili e precisi. Inoltre, consentono un rapido recupero e un facile monitoraggio degli animali.
La cheratite neurotrofica è considerata una malattia rara, che colpisce 5 individui su 10.000. Tuttavia, le persone che soffrono di NK a causa di una lesione fisica come ustioni chimiche o sindromi come il diabete o la sclerosi multipla non sono incluse in tali statistiche3. Inoltre, questa condizione rimane significativamente sottodiagnosticata22 e la prevalenza della malattia è sottostimata. C’è un forte bisogno di nuovi trattamenti e terapie che promuovano la rigenera…
The authors have nothing to disclose.
Gli autori ringraziano la dottoressa Karine Loulier per l’accesso alla linea di topi transgenici MAGIC-Markers. Gli autori ringraziano anche la struttura RAM-Neuro e la struttura di imaging MRI, un membro dell’infrastruttura nazionale France-BioImaging supportata dall’Agenzia Nazionale Francese per la Ricerca (ANR-10-INBS-04, “Investimenti per il futuro”). Questa ricerca è stata sostenuta dal programma ATIP-Avenir, dall’Inserm, dalla Région Occitanie, dall’Università di Montpellier, dall’Agenzia Nazionale Francese per la Ricerca (ANR-21-CE17-0061), dalla Fondation pour la Recherche Médicale (FRM Regenerative Medicine, REP202110014140) e dalla Fondazione Groupama.
0.2 µm seringe filter | CLEARLINE | 51733 | |
0.5 mm rust ring remover | Alger Equipment Company | BU-5S | |
2 mL plastic tubes | Eppendrof | 30120094 | |
Algerbrush burr, Complete instrument | Alger Equipment Company | BR2-5 | |
Anti-beta III Tubulin antibody | Abcam | ab18207 | |
Antigenfix | Diapath | P0016 | |
Artificial tear | Larmes artificielles Martinet | N/A | |
Buprecare | Animalcare | N/A | |
Cotton swab | Any provider | N/A | |
Dissecting tools | Fine Science Tools | N/A | |
Fluorescein | Merck | 103887 | |
Gelatin from cold water fish skin | Sigma | G7765 | |
Goat serum | Merck | S26 | |
Head Holder | Narishige | SGM 4 | |
Heated plate | BIOSEB LAB instruments | BIO-HE002 | |
Hoechst 33342 | Thermo Fisher Scientific | H3570 | |
Imalgene 1000 | BOEHRINGER INGELHEIM ANIMAL HEALTH France | N/A | French marketing authorization numbre: FR/V/0167433 4/1992 |
LAS X software | Leica | N/A | Large volume computational clearing (LVCC) process |
Laser Chameleon Ultra II | Coherent | N/A | |
Laser power meter | Coherent | N/A | |
Leica Thunder Imager Tissue microscope | Leica | N/A | |
Multi-photon Zeiss LSM 7MP upright microscope | Zeiss | N/A | |
Ocry-gel | TVM lab | N/A | |
Parametric oscillator | Coherent | N/A | |
Penlights with blue cobalt filtercap | Bernell | ALPEN | |
Petri dish | Thermo Scientific | 150318 | Axotomy protocol |
Petridish | Thermo Scientific | 150288 | Cornea whole-mount processing |
Rompun 2% | Elanco | N/A | French marketing authorization numbre: FR/V/8146715 2/1980 |
Sterile biopsy punch 2.5 mm | LCH medical | LCH-PUK-25 | |
Triton X-100 | VWR | 0694 | |
Vectashield | EuroBioSciences | H-1000 | Mounting medium |