Summary

Trois stratégies pour induire la kératite neurotrophique et la régénération nerveuse dans la cornée murine

Published: December 08, 2023
doi:

Summary

Nous proposons ici trois méthodes différentes pour endommager les fibres sensorielles qui innervent la cornée. Ces méthodes facilitent l’étude de la régénération axonale chez la souris. Ces trois méthodes, adaptables à d’autres modèles animaux, sont idéales pour l’étude de la physiologie et de la régénération de l’innervation cornéenne.

Abstract

La cornée est un tissu transparent qui recouvre l’œil et qui est crucial pour une vision claire. C’est le tissu le plus innervé du corps. Cette innervation procure sensation et fonction trophique à l’œil et contribue à préserver l’intégrité cornéenne. La perturbation pathologique de cette innervation est appelée kératite neurotrophique. Cela peut être déclenché par une blessure à l’œil, une intervention chirurgicale ou une maladie. Dans cette étude, nous proposons trois protocoles différents pour infliger des dommages à l’innervation de manière à récapituler les trois types de cas généralement rencontrés en clinique.

La première méthode consiste à effectuer une abrasion de l’épithélium à l’aide d’une fraise ophtalmique. Cela implique l’ablation de la couche épithéliale, des terminaisons nerveuses libres et du plexus sous-basal d’une manière similaire à la chirurgie de kératectomie photoréfractive réalisée en clinique. La deuxième méthode ne cible l’innervation qu’en la sectionnant à la périphérie avec un poinçon de biopsie, en maintenant l’intégrité de l’épithélium. Cette méthode est similaire aux premières étapes de la kératoplastie lamellaire et conduit à une dégénérescence de l’innervation suivie d’une repousse des axones dans la cornée centrale. Cette dernière méthode endommage l’innervation d’un modèle de souris transgénique à l’aide d’un microscope multiphotonique, qui localise spécifiquement le site de cautérisation des fibres nerveuses fluorescentes. Cette méthode inflige les mêmes dommages que la photokératite, c’est-à-dire une surexposition aux rayons UV.

Cette étude décrit différentes options pour étudier la physiopathologie de l’innervation cornéenne, en particulier la dégénérescence et la régénération des axones. Favoriser la régénération est crucial pour éviter des complications telles que des défauts de l’épithélium ou même une perforation de la cornée. Les modèles proposés peuvent aider à tester de nouvelles molécules pharmacologiques ou des thérapies géniques qui améliorent la régénération nerveuse et limitent la progression de la maladie.

Introduction

La cornée, qui est la surface transparente de l’œil, est composée de trois couches distinctes : l’épithélium, le stroma et l’endothélium. Cet organe a la plus forte densité d’innervation dans le corps et est composé principalement de fibres sensorielles (types Aδ et C) provenant de la branche ophtalmique du ganglion trijumeau. Les fibres sensorielles pénètrent à la périphérie de la cornée dans le stroma moyen sous la forme de gros faisceaux qui se ramifient pour couvrir la surface. Ils bifurquent ensuite pour percer la membrane de Bowmann et former le plexus sous-basal, facilement reconnaissable par la formation d’un vortex au centre de la cornée. Ces fibres se terminent par des terminaisons nerveuses libres à la surface externe de l’épithélium. Ils sont capables de transduire des stimuli thermiques, mécaniques et chimiques et de libérer des facteurs trophiques essentiels à l’homéostasie de l’épithélium 1,2. La kératite neurotrophique (NK) est une maladie dégénérative affectant l’innervation sensorielle cornéenne. Cette maladie rare provient d’une diminution ou d’une perte de sensibilité cornéenne qui se traduit par une baisse de la production de larmes et de mauvaises propriétés cicatrisantes de la cornée3. La NK progresse à travers trois stades bien décrits, du stade 1 où les patients souffrent de défauts épithéliaux, au stade 3 où une fusion stromale et/ou une perforation cornéennese produisent 4.

Cliniquement, les origines de cette maladie peuvent être diverses. Les patients peuvent perdre l’innervation cornéenne après une blessure physique à l’œil, une intervention chirurgicale ou à la suite de maladies chroniques, telles que le diabète 5,6. À ce jour, le processus de pathogenèse NK reste mal compris, et les options thérapeutiques pour cette maladie menaçant la vue sont très limitées. Par conséquent, une meilleure compréhension des caractéristiques des défauts épithéliaux est nécessaire pour mieux comprendre les mécanismes à l’origine de la régénération de ces fibres et potentiellement les favoriser. Ici, nous proposons plusieurs modèles de lésions cornéennes qui induisent la NK chez la souris.

Le premier modèle est l’abrasion de la couche épithéliale de la cornée avec une bavure oculaire. Ce modèle a été principalement étudié dans le cadre de la régénération de l’épithélium chez différents animaux, tels que les rongeurs et les poissons 7,8,9, et pour tester des molécules favorisant la cicatrisation cornéenne10,11. Physiologiquement, il faut 2 à 3 jours pour que les cellules épithéliales referment la plaie. Le schéma physiologique de l’innervation, cependant, prend plus de quatre semaines pour se remettre de l’abrasion12,13. Au cours de la chirurgie, la bavure oculaire enlève la couche épithéliale de la cornée qui contient le plexus sous-basal et les terminaisons nerveuses libres des fibres. Cette procédure peut être comparée cliniquement aux patients ayant subi une kératectomie photoréfractive (PKR) pour corriger les défauts de réfraction oculaire. L’intervention consiste à enlever l’épithélium de la cornée puis à remodeler le stroma à l’aide d’un laser14. Les patients peuvent ressentir plusieurs effets secondaires à la suite d’une telle chirurgie, tels qu’une diminution de la densité du nerf cornéen pendant 2 ans et une réduction de la sensibilité pendant une durée de 3 mois à un an après la chirurgie15. Étant donné que la chirurgie induit une fragilité du microenvironnement cornéen, ce modèle pourrait permettre d’étudier ces effets secondaires et de développer des approches thérapeutiques qui favoriseraient une réinnervation plus rapide, réduisant ainsi les effets secondaires en question.

Le second modèle consiste à sectionner les axones à la périphérie de la cornée à l’aide d’un poinçon de biopsie, induisant une dégénérescence wallérienne de l’innervation centrale 16. Cliniquement, cette méthode pourrait être comparée à la kératoplastie lamellaire antérieure, dans laquelle le chirurgien réalise une trépanation partielle de la cornée pour enlever une partie de l’épaisseur antérieure de la cornée et la remplacer par une greffe de donneur 17. Après une kératoplastie lamellaire, les patients peuvent souffrir d’un certain nombre de symptômes, notamment la sécheresse oculaire, la perte de l’innervation cornéenne et le rejet du greffon18. Ce modèle d’axotomie réalisée sur les nerfs cornéens pourrait permettre de mieux comprendre les mécanismes de la dégénérescence des fibres, qui se produit après une greffe, suivie de la régénération des axones.

La troisième méthode endommage les nerfs cornéens avec un laser. En utilisant un microscope multiphotonique sur la cornée d’animaux anesthésiés, la dégénérescence des nerfs localisés dans le champ optique est induite à la suite de la formation d’espèces réactives de l’oxygène (ROS), ce qui entraîne des dommages à l’ADN et une cavitation cellulaire19. Cette méthode récapitule les photodommages cornéens induits par une surexposition aux UV naturels (coups de soleil), qui déclenchent également la formation de ROS, entraînant des dommages à l’ADN20. Les patients qui souffrent de coups de soleil cornéens ressentent une grande douleur, car la détérioration des cellules épithéliales prive les extrémités des fibres cornéennes de tout.

Les trois méthodes décrites ici sont conçues pour permettre l’étude du processus de pathogenèse NK et de la régénération axonale. Ils sont facilement reproductibles et précis. De plus, ils permettent une récupération rapide et un suivi facile des animaux.

Protocol

Toutes les expériences ont été approuvées par le National Animal Experiment Board. 1. Préparatifs Préparez une solution anesthésique de kétamine-xylazine pour l’anesthésie. Injecter de la kétamine à 80 mg/kg et de la xylazine à 10 mg/kg en diluant 200 μL de kétamine (100 mg/mL) et 125 μL de xylazine (20 mg/mL) dans 2 175 mL de NaCl stérile à 0,9 %. Préparer une solution de buprénorphine à 0,02 mg/mL comme solution analgésique en ajout…

Representative Results

Cette étude propose plusieurs protocoles pour infliger des dommages à l’innervation cornéenne chez la souris. Alors que des protocoles similaires ont été utilisés pour étudier la physiopathologie de la cicatrisation de l’épithélium, nous avons choisi d’adapter et de développer de nouvelles méthodes d’étude de la régénération de l’innervation cornéenne. Pour observer l’innervation, nous avons utilisé deux techniques. Dans un premier temps, nous avons utilisé une technique d’immunofluorescen…

Discussion

La kératite neurotrophique est considérée comme une maladie rare, affectant 5 personnes sur 10 000. Cependant, les personnes souffrant de NK en raison d’une blessure physique telle que des brûlures chimiques, ou des syndromes tels que le diabète ou la sclérose en plaques ne sont pas incluses dans ces statistiques3. De plus, cette affection reste largement sous-diagnostiquée22 et la prévalence de la maladie est sous-estimée. Il existe un fort besoin de nouveaux tr…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs remercient le Dr Karine Loulier pour l’accès à la lignée de souris transgéniques MAGIC-Markers. Les auteurs remercient également la plateforme de carottage animalier RAM-Neuro et la plateforme d’imagerie IRM, membre de l’infrastructure nationale France-BioImaging soutenue par l’Agence nationale de la recherche (ANR-10-INBS-04, « Investissements d’avenir »). Ces recherches ont été soutenues par le programme ATIP-Avenir, l’Inserm, la Région Occitanie, l’Université de Montpellier, l’Agence Nationale de la Recherche (ANR-21-CE17-0061), la Fondation pour la Recherche Médicale (FRM Regenerative Medicine, REP202110014140) et la Fondation Groupama.

Materials

0.2 µm seringe filter CLEARLINE 51733
0.5 mm rust ring remover Alger Equipment Company BU-5S
2 mL plastic tubes Eppendrof  30120094
Algerbrush burr, Complete instrument Alger Equipment Company BR2-5
Anti-beta III Tubulin antibody Abcam ab18207
Antigenfix Diapath P0016
Artificial tear Larmes artificielles Martinet N/A
Buprecare Animalcare N/A
Cotton swab Any provider N/A
Dissecting tools Fine Science Tools N/A
Fluorescein Merck 103887
Gelatin from cold water fish skin Sigma G7765
Goat serum Merck S26
Head Holder Narishige SGM 4
Heated plate BIOSEB LAB instruments BIO-HE002
Hoechst 33342 Thermo Fisher Scientific H3570
Imalgene 1000 BOEHRINGER INGELHEIM ANIMAL HEALTH France N/A French marketing authorization numbre: FR/V/0167433 4/1992
LAS X software Leica N/A Large volume computational clearing (LVCC) process
Laser Chameleon Ultra II Coherent N/A
Laser power meter Coherent N/A
Leica Thunder Imager Tissue microscope Leica N/A
Multi-photon Zeiss LSM 7MP upright microscope Zeiss N/A
Ocry-gel TVM lab N/A
Parametric oscillator Coherent N/A
Penlights with blue cobalt filtercap Bernell ALPEN
Petri dish Thermo Scientific 150318 Axotomy protocol
Petridish Thermo Scientific 150288 Cornea whole-mount processing
Rompun 2% Elanco N/A French marketing authorization numbre: FR/V/8146715 2/1980
Sterile biopsy punch 2.5 mm LCH medical LCH-PUK-25
Triton X-100 VWR 0694
Vectashield EuroBioSciences H-1000 Mounting medium

References

  1. Marfurt, C. F., Cox, J., Deek, S., Dvorscak, L. Anatomy of the human corneal innervation. Exp Eye Res. 90 (4), 478-492 (2010).
  2. Al-Aqaba, M. A., Dhillon, V. K., Mohammed, I., Said, D. G., Dua, H. S. Corneal nerves in health and disease. Prog Retin Eye Res. 73, 100762 (2019).
  3. Dua, H. S., et al. Neurotrophic keratopathy. Prog Retin Eye Res. 66, 107-131 (2018).
  4. Bonini, S., Rama, P., Olzi, D., Lambiase, A. Neurotrophic keratitis. Eye. 17 (8), 989-995 (2003).
  5. Barrientez, B., et al. Corneal Injury: Clinical and molecular aspects. Exp Eye Res. 186, 107709 (2019).
  6. Willmann, D., Fu, L., Melanson, S. W. Corneal Injury. StatPearls. , (2023).
  7. Kalha, S., et al. Bmi1+ progenitor cell dynamics in murine cornea during homeostasis and wound healing. Stem Cells. 36 (4), 562-573 (2018).
  8. Park, J. W., et al. Potential roles of nitrate and nitrite in nitric oxide metabolism in the eye. Sci Rep. 10 (1), 13166 (2020).
  9. Ikkala, K., Stratoulias, V., Michon, F. Unilateral corneal insult in Zebrafish results in a bilateral cell shape and identity modification, supporting wound closure. bioRxiv. , (2021).
  10. Yang, L., et al. Substance P promotes diabetic corneal epithelial wound healing through molecular mechanisms mediated via the Neurokinin-1 receptor. Diabetes. 63 (12), 4262-4274 (2014).
  11. Zhao, W., He, X., Liu, R., Ruan, Q. Accelerating corneal wound healing using exosome-mediated targeting of NF-κB c-Rel. Inflamm Regen. 43 (1), 6 (2023).
  12. Downie, L. E., et al. Recovery of the sub-basal nerve plexus and superficial nerve terminals after corneal epithelial injury in mice. Exp Eye Res. 171, 92-100 (2018).
  13. He, J., Pham, T. L., Kakazu, A. H., Bazan, H. E. P. Remodeling of substance P sensory nerves and transient receptor potential melastatin 8 (TRPM8) cold receptors after corneal experimental surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 60 (7), 2449-2460 (2019).
  14. Bandeira, F., Yusoff, N. Z., Yam, G. H. -. F., Mehta, J. S. Corneal reinnervation following refractive surgery treatments. Neural Regen Res. 14 (4), 557-565 (2019).
  15. Erie, J. C., McLaren, J. W., Hodge, D. O., Bourne, W. M. Recovery of corneal subbasal nerve density after PRK and LASIK. Am J Ophthalmol. 140 (6), 1059-1064.e1 (2005).
  16. Coleman, M. P., Freeman, M. R. Wallerian degeneration, WldS, and Nmnat. Annu Rev Neurosci. 33, 245-267 (2010).
  17. Arenas, E., Esquenazi, S., Anwar, M., Terry, M. Lamellar corneal transplantation. Surv Ophthalmol. 57 (6), 510-529 (2012).
  18. Niederer, R. L., Perumal, D., Sherwin, T., McGhee, C. N. J. Corneal innervation and cellular changes after corneal transplantation: An in vivo confocal microscopy study. Invest Ophthalmol Vis Sci. 48 (2), 621-626 (2007).
  19. Icha, J., Weber, M., Waters, J. C., Norden, C. Phototoxicity in live fluorescence microscopy, and how to avoid it. BioEssays. 39 (8), 1700003 (2017).
  20. Volatier, T., Schumacher, B., Cursiefen, C., Notara, M. UV protection in the cornea: Failure and rescue. Biology. 11 (2), 278 (2022).
  21. Loulier, K., et al. Multiplex cell and lineage tracking with combinatorial labels. Neuron. 81 (3), 505-520 (2014).
  22. Dana, R., et al. Expert consensus on the identification, diagnosis, and treatment of neurotrophic keratopathy. BMC Ophthalmol. 21 (1), 327 (2021).
  23. Matsumoto, Y., et al. Autologous serum application in the treatment of neurotrophic keratopathy. Ophthalmology. 111 (6), 1115-1120 (2004).
  24. Bonini, S., et al. Phase II randomized, double-masked, vehicle-controlled trial of recombinant human nerve growth factor for neurotrophic keratitis. Ophthalmology. 125 (9), 1332-1343 (2018).
  25. Aggarwal, S., Colon, C., Kheirkhah, A., Hamrah, P. Efficacy of autologous serum tears for treatment of neuropathic corneal pain. Ocul Surf. 17 (3), 532-539 (2019).
  26. Singh, N. P., Said, D. G., Dua, H. S. Lamellar keratoplasty techniques. Indian J Ophthalmol. 66 (9), 1239-1250 (2018).
  27. Gautier, B., et al. AAV2/9-mediated gene transfer into murine lacrimal gland leads to a long-term targeted tear film modification. Mol Ther Methods Clin Dev. 27, 1-16 (2022).

Play Video

Cite This Article
Meneux, L., Caballero, A., Boukhaddaoui, H., Michon, F. Three Strategies to Induce Neurotrophic Keratitis and Nerve Regeneration in Murine Cornea. J. Vis. Exp. (202), e66182, doi:10.3791/66182 (2023).

View Video