Summary

Drie strategieën om neurotrofe keratitis en zenuwregeneratie in het hoornvlies van muizen te induceren

Published: December 08, 2023
doi:

Summary

Hier stellen we drie verschillende methoden voor om de sensorische vezels die het hoornvlies innerveren te beschadigen. Deze methoden vergemakkelijken de studie van axonregeneratie bij muizen. Deze drie methoden, die kunnen worden aangepast aan andere diermodellen, zijn ideaal voor de studie van de fysiologie en regeneratie van de innervatie van het hoornvlies.

Abstract

Het hoornvlies is een transparant weefsel dat het oog bedekt en cruciaal is voor een helder zicht. Het is het meest geïnnerveerde weefsel in het lichaam. Deze innervatie geeft het oog gevoel en trofische functie en draagt bij aan het behoud van de integriteit van het hoornvlies. De pathologische verstoring van deze innervatie wordt neurotrofe keratitis genoemd. Dit kan worden veroorzaakt door oogletsel, een operatie of een ziekte. In deze studie stellen we drie verschillende protocollen voor om schade toe te brengen aan de innervatie op manieren die de drie soorten gevallen samenvatten die over het algemeen in de kliniek voorkomen.

De eerste methode bestaat uit het maken van een schuur van het epitheel met een oogheelkundige braam. Dit omvat het verwijderen van de epitheellaag, de vrije zenuwuiteinden en de subbasale plexus op een manier die vergelijkbaar is met de fotorefractieve keratectomie-operatie die in de kliniek wordt uitgevoerd. De tweede methode richt zich alleen op de innervatie door deze aan de periferie te doorsnijden met een biopsiepons, waardoor de integriteit van het epitheel behouden blijft. Deze methode is vergelijkbaar met de eerste stappen van lamellaire keratoplastiek en leidt tot een degeneratie van de innervatie, gevolgd door hergroei van de axonen in het centrale hoornvlies. De laatste methode beschadigt de innervatie van een transgeen muismodel met behulp van een multifotonenmicroscoop, die specifiek de plaats van cauterisatie van de fluorescerende zenuwvezels lokaliseert. Deze methode veroorzaakt dezelfde schade als fotokeratitis, een overmatige blootstelling aan UV-licht.

Deze studie beschrijft verschillende opties voor het onderzoeken van de fysiopathologie van cornea-innervatie, met name de degeneratie en regeneratie van de axonen. Het bevorderen van regeneratie is cruciaal om complicaties zoals epitheeldefecten of zelfs perforatie van het hoornvlies te voorkomen. De voorgestelde modellen kunnen helpen bij het testen van nieuwe farmacologische moleculen of gentherapie die de zenuwregeneratie verbeteren en de ziekteprogressie beperken.

Introduction

Het hoornvlies, het transparante oppervlak van het oog, bestaat uit drie verschillende lagen: het epitheel, het stroma en het endotheel. Dit orgaan heeft de hoogste dichtheid van innervatie in het lichaam en bestaat voornamelijk uit sensorische vezels (typen Aδ en C) die afkomstig zijn van de oogheelkundige tak van het trigeminusganglion. Sensorische vezels dringen de periferie van het hoornvlies in het midden van het stroma binnen in de vorm van grote bundels die zich vertakken om het oppervlak te bedekken. Vervolgens splitsen ze zich om het membraan van Bowmann te doorboren en vormen ze de subbasale plexus, die gemakkelijk te herkennen is aan de vorming van een vortex in het midden van het hoornvlies. Die vezels eindigen als vrije zenuwuiteinden aan de buitenkant van het epitheel. Ze zijn in staat om thermische, mechanische en chemische prikkels om te zetten en trofische factoren vrij te maken die essentieel zijn voor de homeostase van epitheel 1,2. Neurotrofe keratitis (NK) is een degeneratieve ziekte die de sensorische innervatie van het hoornvlies aantast. Deze zeldzame ziekte komt voort uit een afname of verlies van de gevoeligheid van het hoornvlies, wat resulteert in een lagere traanproductie en slechte genezende eigenschappen van het hoornvlies3. NK doorloopt drie goed beschreven stadia, van stadium 1 waarin patiënten epitheeldefecten oplopen, tot stadium 3 waarin stromaal smelten en/of hoornvliesperforatie optreedt4.

Klinisch gezien kan de oorsprong van deze ziekte divers zijn. Patiënten kunnen de innervatie van het hoornvlies verliezen na lichamelijk letsel aan het oog, een operatie of door chronische ziekten, zoals diabetes 5,6. Tot op heden blijft het NK-pathogeneseproces slecht begrepen en zijn de therapeutische opties voor deze gezichtsbedreigende aandoening zeer beperkt. Daarom is een beter begrip van de kenmerken van epitheeldefecten nodig om de mechanismen achter de regeneratie van die vezels beter te begrijpen en mogelijk te bevorderen. Hier stellen we verschillende modellen van hoornvliesbeschadiging voor die NK bij muizen induceren.

Het eerste model is het schuren van de epitheellaag van het hoornvlies met een oculaire braam. Dit model is voornamelijk bestudeerd in het kader van de regeneratie van het epitheel bij verschillende dieren, zoals knaagdieren en vissen 7,8,9, en om moleculen te testen die de genezing van het hoornvlies bevorderen10,11. Fysiologisch duurt het 2-3 dagen voordat de epitheelcellen de wond sluiten. Het fysiologische patroon van de innervatie heeft echter meer dan vier weken nodig om te herstellen van de slijtage12,13. Tijdens de operatie verwijdert de oculaire braam de epitheellaag van het hoornvlies die de subbasale plexus en de vrije zenuwuiteinden van de vezels bevat. Deze procedure kan klinisch worden vergeleken met patiënten met fotorefractieve keratectomie (PRK) om oogrefractiedefecten te corrigeren. De procedure bestaat uit het verwijderen van het epitheel van het hoornvlies en vervolgens het opnieuw vormgeven van het stroma met een laser14. Patiënten kunnen verschillende bijwerkingen ervaren na een dergelijke operatie, zoals een afname van de dichtheid van de hoornvlieszenuw gedurende 2 jaar en een vermindering van de gevoeligheid gedurende een periode van 3 maanden tot een jaar na de operatie15. Aangezien de operatie een kwetsbaarheid van de micro-omgeving van het hoornvlies induceert, zou dit model kunnen helpen bij het onderzoeken van deze bijwerkingen en het ontwikkelen van therapeutische benaderingen die een snellere reïnnervatie zouden bevorderen, waardoor de bijwerkingen in kwestie zouden worden verminderd.

Het tweede model bestaat uit het doorsnijden van de axonen aan de periferie van het hoornvlies met een biopsiepons, waardoor een Walleriaanse degeneratie van de centrale innervatie wordt geïnduceerd 16. Klinisch kan deze methode worden vergeleken met anterieure lamellaire keratoplastiek, waarbij de chirurg een gedeeltelijke trephination van het hoornvlies realiseert om een deel van de voorste dikte van het hoornvlies te verwijderen en te vervangen door een donortransplantatie 17. Na lamellaire keratoplastiek kunnen patiënten last hebben van een aantal symptomen, waaronder droge ogen, verlies van hoornvliesinnervatie en afstoting van hettransplantaat18. Dit axotomiemodel dat op hoornvlieszenuwen wordt uitgevoerd, zou inzicht kunnen geven in de mechanismen van vezeldegeneratie, die optreedt na een transplantaat, gevolgd door de regeneratie van de axonen.

De derde methode beschadigt de hoornvlieszenuwen met een laser. Door gebruik te maken van een multifotonenmicroscoop op het hoornvlies van verdoofde dieren, wordt degeneratie van de zenuwen gelokaliseerd in het optische veld geïnduceerd als gevolg van de vorming van reactieve zuurstofsoorten (ROS), wat leidt tot DNA-schade en cellulaire cavitatie19. Deze methode recapituleert de fotoschade aan het hoornvlies die wordt veroorzaakt door overmatige blootstelling aan natuurlijke UV (zonnebrand), die ook ROS-vorming veroorzaakt, wat leidt tot DNA-schade20. Patiënten die lijden aan zonnebrand op het hoornvlies ervaren veel pijn, omdat de achteruitgang van epitheelcellen de uiteinden van de hoornvliesvezels van alles berooft.

De drie methoden die hier worden beschreven, zijn ontworpen om het onderzoek van het NK-pathogeneseproces en axonregeneratie mogelijk te maken. Ze zijn gemakkelijk reproduceerbaar en nauwkeurig. Bovendien zorgen ze voor een snel herstel en een gemakkelijke monitoring van de dieren.

Protocol

Alle experimenten werden goedgekeurd door de National Animal Experiment Board. 1. Voorbereidingen Bereid een verdovingsoplossing van ketamine-xylazine voor anesthesie. Injecteer ketamine in een dosis van 80 mg/kg en xylazine in een dosis van 10 mg/kg door 200 μL ketamine (100 mg/ml) en 125 μl xylazine (20 mg/ml) te verdunnen in 2.175 ml steriele 0,9% NaCl. Bereid 0,02 mg/ml buprenorfine-oplossing als pijnstillende oplossing door 100 μl 0,3 mg/ml buprenor…

Representative Results

Deze studie stelt verschillende protocollen voor voor het toebrengen van schade aan de innervatie van het hoornvlies bij muizen. Hoewel vergelijkbare protocollen zijn gebruikt om de fysiopathologie van de genezing van het epitheel te onderzoeken, hebben we ervoor gekozen om nieuwe methoden aan te passen en te ontwikkelen om de regeneratie van de innervatie van het hoornvlies te onderzoeken. Om de innervatie te observeren, gebruikten we twee technieken. Eerst gebruikten we een immunofluorescentietechniek om de zenuwvezels…

Discussion

Neurotrofe keratitis wordt beschouwd als een zeldzame ziekte, die 5 op de 10.000 personen treft. Mensen die lijden aan NK als gevolg van een lichamelijk letsel zoals chemische brandwonden, of syndromen zoals diabetes of multiple sclerose, worden echter niet opgenomen in die statistieken3. Bovendien blijft deze aandoening aanzienlijk ondergediagnosticeerd22 en wordt de prevalentie van de ziekte onderschat. Er is een sterke behoefte aan nieuwe behandelingen en therapieën die…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

De auteurs danken Dr. Karine Loulier voor de toegang tot de transgene muislijn MAGIC-Markers. De auteurs bedanken ook de RAM-Neuro dierlijke kernfaciliteit en de beeldvormingsfaciliteit MRI, een lid van de nationale infrastructuur France-BioImaging die wordt ondersteund door het Franse Nationale Onderzoeksbureau (ANR-10-INBS-04, “Investeringen voor de toekomst”). Dit onderzoek werd ondersteund door het ATIP-Avenir-programma, Inserm, Région Occitanie, de Universiteit van Montpellier, het Franse Nationale Onderzoeksbureau (ANR-21-CE17-0061), de Fondation pour la Recherche Médicale (FRM Regenerative Medicine, REP202110014140) en de Groupama Foundation.

Materials

0.2 µm seringe filter CLEARLINE 51733
0.5 mm rust ring remover Alger Equipment Company BU-5S
2 mL plastic tubes Eppendrof  30120094
Algerbrush burr, Complete instrument Alger Equipment Company BR2-5
Anti-beta III Tubulin antibody Abcam ab18207
Antigenfix Diapath P0016
Artificial tear Larmes artificielles Martinet N/A
Buprecare Animalcare N/A
Cotton swab Any provider N/A
Dissecting tools Fine Science Tools N/A
Fluorescein Merck 103887
Gelatin from cold water fish skin Sigma G7765
Goat serum Merck S26
Head Holder Narishige SGM 4
Heated plate BIOSEB LAB instruments BIO-HE002
Hoechst 33342 Thermo Fisher Scientific H3570
Imalgene 1000 BOEHRINGER INGELHEIM ANIMAL HEALTH France N/A French marketing authorization numbre: FR/V/0167433 4/1992
LAS X software Leica N/A Large volume computational clearing (LVCC) process
Laser Chameleon Ultra II Coherent N/A
Laser power meter Coherent N/A
Leica Thunder Imager Tissue microscope Leica N/A
Multi-photon Zeiss LSM 7MP upright microscope Zeiss N/A
Ocry-gel TVM lab N/A
Parametric oscillator Coherent N/A
Penlights with blue cobalt filtercap Bernell ALPEN
Petri dish Thermo Scientific 150318 Axotomy protocol
Petridish Thermo Scientific 150288 Cornea whole-mount processing
Rompun 2% Elanco N/A French marketing authorization numbre: FR/V/8146715 2/1980
Sterile biopsy punch 2.5 mm LCH medical LCH-PUK-25
Triton X-100 VWR 0694
Vectashield EuroBioSciences H-1000 Mounting medium

References

  1. Marfurt, C. F., Cox, J., Deek, S., Dvorscak, L. Anatomy of the human corneal innervation. Exp Eye Res. 90 (4), 478-492 (2010).
  2. Al-Aqaba, M. A., Dhillon, V. K., Mohammed, I., Said, D. G., Dua, H. S. Corneal nerves in health and disease. Prog Retin Eye Res. 73, 100762 (2019).
  3. Dua, H. S., et al. Neurotrophic keratopathy. Prog Retin Eye Res. 66, 107-131 (2018).
  4. Bonini, S., Rama, P., Olzi, D., Lambiase, A. Neurotrophic keratitis. Eye. 17 (8), 989-995 (2003).
  5. Barrientez, B., et al. Corneal Injury: Clinical and molecular aspects. Exp Eye Res. 186, 107709 (2019).
  6. Willmann, D., Fu, L., Melanson, S. W. Corneal Injury. StatPearls. , (2023).
  7. Kalha, S., et al. Bmi1+ progenitor cell dynamics in murine cornea during homeostasis and wound healing. Stem Cells. 36 (4), 562-573 (2018).
  8. Park, J. W., et al. Potential roles of nitrate and nitrite in nitric oxide metabolism in the eye. Sci Rep. 10 (1), 13166 (2020).
  9. Ikkala, K., Stratoulias, V., Michon, F. Unilateral corneal insult in Zebrafish results in a bilateral cell shape and identity modification, supporting wound closure. bioRxiv. , (2021).
  10. Yang, L., et al. Substance P promotes diabetic corneal epithelial wound healing through molecular mechanisms mediated via the Neurokinin-1 receptor. Diabetes. 63 (12), 4262-4274 (2014).
  11. Zhao, W., He, X., Liu, R., Ruan, Q. Accelerating corneal wound healing using exosome-mediated targeting of NF-κB c-Rel. Inflamm Regen. 43 (1), 6 (2023).
  12. Downie, L. E., et al. Recovery of the sub-basal nerve plexus and superficial nerve terminals after corneal epithelial injury in mice. Exp Eye Res. 171, 92-100 (2018).
  13. He, J., Pham, T. L., Kakazu, A. H., Bazan, H. E. P. Remodeling of substance P sensory nerves and transient receptor potential melastatin 8 (TRPM8) cold receptors after corneal experimental surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 60 (7), 2449-2460 (2019).
  14. Bandeira, F., Yusoff, N. Z., Yam, G. H. -. F., Mehta, J. S. Corneal reinnervation following refractive surgery treatments. Neural Regen Res. 14 (4), 557-565 (2019).
  15. Erie, J. C., McLaren, J. W., Hodge, D. O., Bourne, W. M. Recovery of corneal subbasal nerve density after PRK and LASIK. Am J Ophthalmol. 140 (6), 1059-1064.e1 (2005).
  16. Coleman, M. P., Freeman, M. R. Wallerian degeneration, WldS, and Nmnat. Annu Rev Neurosci. 33, 245-267 (2010).
  17. Arenas, E., Esquenazi, S., Anwar, M., Terry, M. Lamellar corneal transplantation. Surv Ophthalmol. 57 (6), 510-529 (2012).
  18. Niederer, R. L., Perumal, D., Sherwin, T., McGhee, C. N. J. Corneal innervation and cellular changes after corneal transplantation: An in vivo confocal microscopy study. Invest Ophthalmol Vis Sci. 48 (2), 621-626 (2007).
  19. Icha, J., Weber, M., Waters, J. C., Norden, C. Phototoxicity in live fluorescence microscopy, and how to avoid it. BioEssays. 39 (8), 1700003 (2017).
  20. Volatier, T., Schumacher, B., Cursiefen, C., Notara, M. UV protection in the cornea: Failure and rescue. Biology. 11 (2), 278 (2022).
  21. Loulier, K., et al. Multiplex cell and lineage tracking with combinatorial labels. Neuron. 81 (3), 505-520 (2014).
  22. Dana, R., et al. Expert consensus on the identification, diagnosis, and treatment of neurotrophic keratopathy. BMC Ophthalmol. 21 (1), 327 (2021).
  23. Matsumoto, Y., et al. Autologous serum application in the treatment of neurotrophic keratopathy. Ophthalmology. 111 (6), 1115-1120 (2004).
  24. Bonini, S., et al. Phase II randomized, double-masked, vehicle-controlled trial of recombinant human nerve growth factor for neurotrophic keratitis. Ophthalmology. 125 (9), 1332-1343 (2018).
  25. Aggarwal, S., Colon, C., Kheirkhah, A., Hamrah, P. Efficacy of autologous serum tears for treatment of neuropathic corneal pain. Ocul Surf. 17 (3), 532-539 (2019).
  26. Singh, N. P., Said, D. G., Dua, H. S. Lamellar keratoplasty techniques. Indian J Ophthalmol. 66 (9), 1239-1250 (2018).
  27. Gautier, B., et al. AAV2/9-mediated gene transfer into murine lacrimal gland leads to a long-term targeted tear film modification. Mol Ther Methods Clin Dev. 27, 1-16 (2022).

Play Video

Cite This Article
Meneux, L., Caballero, A., Boukhaddaoui, H., Michon, F. Three Strategies to Induce Neurotrophic Keratitis and Nerve Regeneration in Murine Cornea. J. Vis. Exp. (202), e66182, doi:10.3791/66182 (2023).

View Video