Summary

Мониторинг механической эволюции тканей при закрытии нервной трубки эмбриона цыпленка

Published: November 10, 2023
doi:

Summary

Данный протокол был разработан для лонгитюдного мониторинга механических свойств ткани нервной пластинки при нейруляции эмбриона цыпленка. Он основан на интеграции микроскопа Бриллюэна и инкубационной системы на сцене, что позволяет получать механическую визуализацию тканей нервной пластинки в эмбрионах цыплят, культивируемых ex ovo .

Abstract

Закрытие нервной трубки (NTC) является критически важным процессом во время эмбрионального развития. Сбой в этом процессе может привести к дефектам нервной трубки, вызывая врожденные пороки развития или даже смерть. NTC включает в себя ряд механизмов на генетическом, молекулярном и механическом уровнях. Несмотря на то, что механическое регулирование становится все более привлекательной темой в последние годы, оно остается в значительной степени неизученным из-за отсутствия подходящей технологии для проведения 3D-тестирования эмбриональной ткани in situ. В ответ на это мы разработали протокол количественной оценки механических свойств эмбриональной ткани курицы бесконтактным и неинвазивным способом. Это достигается за счет интеграции конфокального микроскопа Бриллюэна с инкубационной системой на сцене. Для исследования механики тканей предварительно культивируемый эмбрион отбирают и переносят в инкубатор на сцене для культивирования ex ovo . Одновременно с помощью микроскопа Бриллюэна с помощью микроскопа Бриллюэна получаются механические изображения ткани нервной пластинки в разные моменты времени. Этот протокол включает в себя подробное описание пробоподготовки, проведения экспериментов по микроскопии Бриллюэна, а также постобработки и анализа данных. Следуя этому протоколу, исследователи могут изучать механическую эволюцию эмбриональной ткани во время развития в продольном направлении.

Introduction

Дефекты нервной трубки (ДНТ) – это тяжелые врожденные дефекты центральной нервной системы, вызванные сбоями в закрытии нервной трубки (NTC) во время эмбрионального развития1. Этиология ДНТ сложна. Исследования показали, что NTC включает в себя последовательность морфогенетических процессов, включая конвергентное расширение, изгиб нервной пластинки (например, апикальное сужение), поднятие нервной складки и, наконец, адгезию нервной складки. Эти процессы регулируются множественными молекулярно-генетическими механизмами 2,3, и любой сбой в этих процессах может привести к ДНТ 4,5,6. Поскольку появляется все больше доказательств того, что механические сигналы также играют решающую роль во время NTC 3,7,8,9,10,11, и были обнаружены взаимосвязи между генами и механическими сигналами 12,13,14, становится необходимым исследовать биомеханику тканей во время нейруляции.

Для измерения механических свойств эмбриональных тканей было разработано несколько методов, в том числе лазерная абляция (LA)15, рассечение и релаксация тканей (TDR)16,17, микропипеточная аспирация (MA)18, наноиндентирование на основе атомно-силовой микроскопии (АСМ)19, микроинденторы (MI) и микропланшеты (MP)20, микрореология (MR) с оптическим/магнитным пинцетом21,22,23и капельно-капельные датчики24. Существующие методы позволяют измерять механические свойства с пространственным разрешением в диапазоне от субклеточного до тканевого масштаба. Тем не менее, большинство этих методов являются инвазивными, поскольку они требуют контакта с образцом (например, МА, АСМ, МИ и МП), внешнего введения материала (например, МРТ и капельных датчиков) или рассечения тканей (например, LA и TDR). В результате, существующие методы затрудняют мониторинг механической эволюции ткани нервной пластины in situ25. В последнее время реверберационная оптическая когерентная эластография показала перспективность для бесконтактного механического картирования с высоким пространственным разрешением26.

Конфокальная микроскопия Бриллюэна является новым оптическим методом, который позволяет бесконтактно количественно оценивать биомеханику тканей с субклеточным разрешением 27,28,29,30. Микроскопия Бриллюэна основана на принципе спонтанного рассеяния света по Бриллюэну, которое представляет собой взаимодействие между падающим лазерным светом и акустической волной, вызванной тепловыми флуктуациями внутри материала. Следовательно, рассеянный свет испытывает сдвиг частоты, известный как сдвиг Бриллюэна ωR, в соответствии с уравнением31:

Equation 1 (1)

Здесь – показатель преломления материала, Equation 2 λ – длина волны падающего света, M’ – модуль продольного наклона, ρ – плотность массы, θ – угол между падающим и рассеянным светом. Для одного и того же типа биологических материалов отношение показателя преломления и плотности Equation 3 приблизительно постоянно 28,32,33,34,35,36. Таким образом, сдвиг Бриллюэна может быть непосредственно использован для оценки относительных механических изменений в физиологических процессах. Возможность микроскопии Бриллюэна была подтверждена на различных биологических образцах 29,37,38. Недавно была продемонстрирована покадровая механическая визуализация живого эмбриона цыпленка путем объединения микроскопа Бриллюэна с инкубационной системой39 на сцене. Этот протокол содержит подробное описание подготовки образцов, проведения эксперимента, а также постобработки и анализа данных. Мы надеемся, что эти усилия будут способствовать широкому внедрению бесконтактной технологии Бриллюэна для изучения биомеханической регуляции в развитии эмбриона и врожденных дефектов.

Protocol

Протокол был одобрен Комитетом по уходу за животными и их использованию Государственного университета Уэйна. 1. Подготовка эксперимента Используйте 70% раствор этанола для очистки и стерилизации ножниц и пинцета. Также подготовьте одноразовые пипетки и шп?…

Representative Results

На рисунке 6 показана схема микроскопа Бриллюэна. В качестве источника света используется лазер с длиной волны 660 нм. Изолятор размещается сразу после лазерной головки, чтобы отклонять любой отраженный назад свет, а фильтр нейтральной плотности (ND) используется для регу?…

Discussion

На раннее развитие эмбриона легко могут повлиять внешние нарушения. Поэтому при извлечении и переносе проб требуется предельная осторожность. Одной из потенциальных проблем является отслоение эмбриона от фильтровальной бумаги, что может привести к уменьшению вителлиновой мембраны и…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа поддерживается Национальным институтом детского здоровья и развития человека им. Юнис Кеннеди Шрайвер, Национальными институтами здравоохранения (K25HD097288, R21HD112663).

Materials

100 mm Petri dish  Fisherbrand FB0875713
2D motorized stage  Prior Scientific H117E2
35 mm Petri dish World Precision Instruments FD35-100
Brillouin Microscope with on-stage incubator N/A N/A This is a custom-built Brillouin Microscope system based on Ref. 30
Chicken eggs University of Connecticut N/A
CMOS camera Thorlabs CS2100M-USB
EMCCD camera Andor iXon
Ethanol Decon Laboratories, Inc. #2701
Filter paper Whatman 1004-070
Incubator for in ovo culture GQF Manufacturing Company Inc.  GQF 1502 
Ring Thorlabs SM1RR
Microscope body Olympus IX73
NaCl Sigma-Aldrich S9888
On-stage incubator Oko labs OKO-H301-PRIOR-H117
Parafilm Bemis PM-996
Penicillin-Streptomycin Gibco 15070-063
Pipettes Fisherbrand 13-711-6M
Scissors Artman instruments N/A 3pc Micro Scissors 5
Syringe BD 305482
Tissue paper Kimwipes N/A
Tube Corning 430052
Tweezers DR Instruments N/A Microdissection Forceps Set 

References

  1. Greene, N. D. E., Copp, A. J. Neural tube defects. Annual Review of Neuroscience. 37 (1), 221-242 (2014).
  2. Suzuki, M., Morita, H., Ueno, N. Molecular mechanisms of cell shape changes that contribute to vertebrate neural tube closure. Development, Growth & Differentiation. 54 (3), 266-276 (2012).
  3. Nikolopoulou, E., Galea, G. L., Rolo, A., Greene, N. D. E., Copp, A. J. Neural tube closure: Cellular, molecular and biomechanical mechanisms. Development. 144 (4), 552-566 (2017).
  4. Juriloff, D. M., Harris, M. J. Mouse models for neural tube closure defects. Human Molecular Genetics. 9 (6), 993-1000 (2000).
  5. Copp, A. J., Greene, N. D. E. Genetics and development of neural tube defects. The Journal of Pathology: A Journal of the Pathological Society of Great Britain and Ireland. 220 (2), 217-230 (2010).
  6. Wang, M., De Marco, P., Capra, V., Kibar, Z. Update on the role of the non-canonical wnt/planar cell polarity pathway in neural tube defects. Cells. 8 (10), 1198 (2019).
  7. Galea, G. L., et al. Biomechanical coupling facilitates spinal neural tube closure in mouse embryos. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (26), E5177-E5186 (2017).
  8. Moon, L. D., Xiong, F. Mechanics of neural tube morphogenesis. Seminars in Cell & Developmental Biology. 130, 56-69 (2022).
  9. Christodoulou, N., Skourides, P. A. Distinct spatiotemporal contribution of morphogenetic events and mechanical tissue coupling during xenopus neural tube closure. Development. 149 (13), (2022).
  10. De Goederen, V., Vetter, R., Mcdole, K., Iber, D. Hinge point emergence in mammalian spinal neurulation. Proceedings of the National Academy of Sciences. 119 (20), 2117075119 (2022).
  11. Christodoulou, N., Skourides, P. A. Somitic mesoderm morphogenesis is necessary for neural tube closure during xenopus development. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 10, 1091629 (2023).
  12. Nikolopoulou, E., et al. Spinal neural tube closure depends on regulation of surface ectoderm identity and biomechanics by grhl2. Nature Communications. 10 (1), 2487 (2019).
  13. Nychyk, O., et al. Vangl2-environment interaction causes severe neural tube defects, without abnormal neuroepithelial convergent extension. Disease Models & Mechanisms. 15 (1), 049194 (2022).
  14. Li, B., Brusman, L., Dahlka, J., Niswander, L. A. Tmem132a ensures mouse caudal neural tube closure and regulates integrin-based mesodermal migration. Development. 149 (17), (2022).
  15. Zulueta-Coarasa, T., Fernandez-Gonzalez, R. Laser ablation to investigate cell and tissue mechanics in vivo. Integrative Mechanobiology: Micro-and Nano Techniques in Cell Mechanobiology. , 128-147 (2015).
  16. Wiebe, C., Brodland, G. W. Tensile properties of embryonic epithelia measured using a novel instrument. Journal of Biomechanics. 38 (10), 2087-2094 (2005).
  17. Luu, O., David, R., Ninomiya, H., Winklbauer, R. Large-scale mechanical properties of xenopus embryonic epithelium. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (10), 4000-4005 (2011).
  18. Maître, J. L., Niwayama, R., Turlier, H., Nédélec, F., Hiiragi, T. Pulsatile cell-autonomous contractility drives compaction in the mouse embryo. Nature Cell Biology. 17 (7), 849-855 (2015).
  19. Krieg, M., et al. Tensile forces govern germ-layer organization in zebrafish. Nature Cell Biology. 10 (4), 429-436 (2008).
  20. Zamir, E. A., Srinivasan, V., Perucchio, R., Taber, L. A. Mechanical asymmetry in the embryonic chick heart during looping. Annals of Biomedical Engineering. 31, 1327-1336 (2003).
  21. Bambardekar, K., Clément, R., Blanc, O., Chardès, C., Lenne, P. F. Direct laser manipulation reveals the mechanics of cell contacts in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (5), 1416-1421 (2015).
  22. Savin, T., et al. On the growth and form of the gut. Nature. 476 (7358), 57-62 (2011).
  23. Almonacid, M., et al. Active diffusion positions the nucleus in mouse oocytes. Nature Cell Biology. 17 (4), 470-479 (2015).
  24. Campàs, O., et al. Quantifying cell-generated mechanical forces within living embryonic tissues. Nature Methods. 11 (2), 183-189 (2014).
  25. Campàs, O. A toolbox to explore the mechanics of living embryonic tissues. Seminars in Cell & Developmental Biology. 55, 119-130 (2016).
  26. Christian, Z. D., et al. High-resolution 3D biomechanical mapping of embryos with reverberant optical coherence elastography (Rev-OCE). Proceedings of SPIE. , 123670 (2023).
  27. Scarcelli, G., Yun, S. H. J. N. P. Confocal brillouin microscopy for three-dimensional mechanical imaging. Nature Photonics. 1 (1), 39-43 (2008).
  28. Scarcelli, G., et al. Noncontact three-dimensional mapping of intracellular hydromechanical properties by brillouin microscopy. Nature Methods. 12 (12), 1132-1134 (2015).
  29. Prevedel, R., Diz-Muñoz, A., Ruocco, G., Antonacci, G. Brillouin microscopy: An emerging tool for mechanobiology. Nature Methods. 16 (10), 969-977 (2019).
  30. Zhang, J., Scarcelli, G. Mapping mechanical properties of biological materials via an add-on brillouin module to confocal microscopes. Nature Protocols. 16 (2), 1251-1275 (2021).
  31. Boyd, R. W. . Nonlinear optics. , (2020).
  32. Scarcelli, G., Kim, P., Yun, S. H. In vivo measurement of age-related stiffening in the crystalline lens by brillouin optical microscopy. Biophysical Journal. 101 (6), 1539-1545 (2011).
  33. Scarcelli, G., Pineda, R., Yun, S. H. Brillouin optical microscopy for corneal biomechanics. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (1), 185-190 (2012).
  34. Antonacci, G., Braakman, S. Biomechanics of subcellular structures by non-invasive brillouin microscopy. Scientific Reports. 6 (1), 37217 (2016).
  35. Zhang, J., et al. Tissue biomechanics during cranial neural tube closure measured by brillouin microscopy and optical coherence tomography. Birth Defects Research. 111 (14), 991-998 (2019).
  36. Zhang, J., et al. Nuclear mechanics within intact cells is regulated by cytoskeletal network and internal nanostructures. Small. 16 (18), 1907688 (2020).
  37. Elsayad, K., Polakova, S., Gregan, J. Probing mechanical properties in biology using brillouin microscopy. Trends in Cell Biology. 29 (8), 608-611 (2019).
  38. Poon, C., Chou, J., Cortie, M., Kabakova, I. Brillouin imaging for studies of micromechanics in biology and biomedicine: From current state-of-the-art to future clinical translation. Journal of Physics: Photonics. 3 (1), 012002 (2020).
  39. Handler, C., Scarcelli, G., Zhang, J. Time-lapse mechanical imaging of neural tube closure in live embryo using brillouin microscopy. Scientific Reports. 13 (1), 263 (2023).
  40. Chapman, S. C., Collignon, J., Schoenwolf, G. C., Lumsden, A. Improved method for chick whole-embryo culture using a filter paper carrier. Developmental dynamics: an official publication of the American Association of Anatomists. 220 (3), 284-289 (2001).
  41. Schmitz, M., Nelemans, B. K. A., Smit, T. H. A submerged filter paper sandwich for long-term ex ovo time-lapse imaging of early chick embryos. Journal of Visualized Experiments. (118), e54636 (2016).
  42. Nys, Y., Guyot, N., Nys, Y., Bain, M., VanImmerseel, F. . Improving the safety and quality of eggs and egg products, vol 1: Egg chemistry, production and consumption. , 83-132 (2011).
  43. Berghaus, K. V., Yun, S. H., Scarcelli, G. High speed sub-ghz spectrometer for brillouin scattering analysis. Journal of Visualized Experiments. (106), e53468 (2015).
  44. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Journal of Morphology. 88 (1), 49-92 (1951).
  45. Schlüßler, R., et al. Mechanical mapping of spinal cord growth and repair in living zebrafish larvae by brillouin imaging. Biophysical Journal. 115 (5), 911-923 (2018).
  46. Williams, R. M., Sauka-Spengler, T. Ex ovo electroporation of early chicken embryos. STAR Protocols. 2 (2), 100424 (2021).
  47. Chapman, S. C., Collignon, J., Schoenwolf, G. C., Lumsden, A. Improved method for chick whole-embryo culture using a filter paper carrier. Developmental Dynamics. 220 (3), 284-289 (2001).
  48. Edrei, E., Scarcelli, G. Adaptive optics in spectroscopy and densely labeled-fluorescence applications. Optics Express. 26 (26), 33865-33877 (2018).

Play Video

Cite This Article
Shi, C., Handler, C., Florn, H., Zhang, J. Monitoring the Mechanical Evolution of Tissue During Neural Tube Closure of Chick Embryo. J. Vis. Exp. (201), e66117, doi:10.3791/66117 (2023).

View Video