نظام جرة زجاجية متعدد الاستخدامات لتوصيف إفرازات الجذر شبه المائية
Summary
نقدم بروتوكولا لنظام تجريبي شبه مائي قائم على الزجاج يدعم نمو مجموعة متنوعة من النباتات المتميزة من الناحية التطورية مع أو بدون ميكروبات. النظام متوافق مع وسائط النمو المختلفة ويسمح بأخذ عينات إفراز الجذر غير المدمرة لتحليل المصب.
Abstract
تشكل إفرازات الجذر واجهة النبات والتربة ، وتشارك في دورة المغذيات وتعديل التفاعلات مع الكائنات الحية في التربة. إفرازات الجذر ديناميكية وتتشكل من خلال الظروف البيولوجية والبيئية والتجريبية. نظرا لتنوعها الواسع وتركيزاتها المنخفضة ، يصعب تحديد ملامح الإفرازات الدقيقة ، حتى أكثر من ذلك في البيئات الطبيعية حيث توجد كائنات حية أخرى ، وتحويل المركبات المشتقة من النباتات وإنتاج مركبات إضافية بنفسها. يسمح النظام التجريبي للجرة الزجاجية شبه المائية الذي تم تقديمه هنا بالتحكم في العوامل البيولوجية والبيئية والتجريبية. يسمح بنمو أنواع نباتية مختلفة متميزة من الناحية التطورية لمدة تصل إلى عدة أشهر مع أو بدون ميكروبات ، في مجموعة متنوعة من وسائط النمو المختلفة. يوفر التصميم القائم على الزجاج خلفية مستقلب منخفضة لحساسية عالية وتأثير بيئي منخفض حيث يمكن إعادة استخدامه. يمكن أخذ عينات من الإفرازات بشكل غير مدمر ، ويمكن تغيير الظروف على مدار التجربة إذا رغبت في ذلك. الإعداد متوافق مع تحليلات قياس الطيف الكتلي وغيرها من الإجراءات التحليلية النهائية. باختصار ، نقدم نظام نمو متعدد الاستخدامات مناسب لتحليل إفرازات الجذر الحساسة في مجموعة متنوعة من الظروف.
Introduction
داخل التربة المكتظة بالسكان ، يقدم الجذور مكانة غنية بالكربون. يتشكل من جذور النباتات عن طريق نضح ما يصل إلى 20٪ من الكربون الممتص ويؤوي مجتمعات ميكروبية متميزة عن ميكروبيوم التربة المقيم1،2،3،4،5،6. نظرا لأن الباحثين يستفيدون من الوظائف المفيدة للميكروبات المرتبطة بالجذور وإمكانات الزراعة المستدامة التي تصاحبها7 ، فإن هذه الملاحظة ، التي يطلق عليها غالبا تأثير الجذور ، كانت محور الجهود العلمية المتزايدة. ومع ذلك ، حتى الآن ، لا يزال الحوار الكيميائي بين الكائنات الحية الدقيقة والنباتات ، والذي يقترح أن يكون المحرك لتأثير الجذور ، غير مفهوم بشكل جيد ، وبالتالي ، فإن الفهم الميكانيكي لتطوير حلول ميكروبية موثوقة في الزراعة محدود8،9،10.
إن فك رموز إفرازات الجذور في بيئات التربة حيث تمتص جزيئات التربة المستقلبات بسهولة وتحولها المجتمعات الميكروبية بسرعة ليس بالأمر السهل ، خاصة بالنسبة للأنواع النباتية ذات الأنظمة الجذرية الدقيقة مثل النبات النموذجي Arabidopsis thaliana11. لهذا السبب ، في معظم الدراسات ، يتم أخذ عينات من إفرازات الجذر من أنظمة الزراعة المائية. في هذه العوالم المصغرة ، يتم تثبيت الأجزاء الهوائية من النباتات في مكانها بواسطة حاملات نباتات مخصصة أو مواد منخفضة المستوى مثل الخرز الشبكي والأجار والزجاجي. تتراوح الحاويات المستخدمة من أطباق بتري على ألواح متعددة الآبار إلى صناديق مخصصة وتجارية مختلفة مع أو بدون مرشحات تهوية12،13،14،15،16،17،18،19. اعتمادا على النظام ، ستختلف ظروف نمو النبات اختلافا كبيرا وتعكس الظروف الطبيعية بدرجة أكبر أو أقل.
هنا ، نقدم نظاما شبه مائي قائم على الزجاج قابل للتعديل تجريبيا وينتج نتائج قابلة للتكرار بدرجة كبيرة. إنه سهل التجميع والاستخدام ويعتمد على المواد المتاحة بشكل شائع. يعتمد النظام على جرة زجاجية مملوءة بالخرز الزجاجي ، مع الاستفادة من الطبيعة القابلة لإعادة الاستخدام وخصائص الربط المنخفضة للأواني الزجاجية (الشكل 1). توفر الخرزات الدعم المادي للنبات المتنامي وتحاكي المعاوقة الميكانيكية ، مما يساهم في المزيد من بنية الجذر الشبيهة بالتربة عند مقارنتها بإعدادات الزراعة المائية19،20،21. إذا تم تلقيحها بالميكروبات ، فإن الخرز الزجاجي يقدم أسطحا تلتصق بها البكتيريا.
يمكن إغلاق الجرة الزجاجية للحفاظ على العقم وتم تصميم النظام للسماح بمساحة كافية للرأس ودوران الهواء ، وتجنب البيئة المشبعة بالرطوبة. الجرار مناسبة للنمو المطول لأنواع النباتات المختلفة ويمكن زيادتها لأعلى ولأسفل باستخدام برطمانات مختلفة الحجم. هنا ، يتم عرض تطبيقات لستة أنواع نباتية ، تغطي الأعشاب C3 و C4 ، وثنائيات الفلقة ، والبقوليات. من بينها الأنواع النموذجية A. thaliana (dicot) ، Brachypodium distachyon (C3 monocot) ، Medicago truncatula (البقوليات) ، بالإضافة إلى أنواع المحاصيل مثل Solanum lycopersicum (الطماطم ، dicot) ، Triticum aestivum (القمح ، C3 أحادي الفلقة) ، والذرة الرفيعة ثنائية اللون (الذرة الرفيعة ، C4 أحادي الفلقة). يتضمن البروتوكول المقدم الإعداد التجريبي للنظام ، وتعقيم البذور وإنبات ستة أنواع نباتية ، وزرع الشتلات في الجرار ، ووسائط النمو المختلفة ، وتلقيح الميكروبات ، وأخذ عينات من إفرازات الجذر ، ومعالجة الإفرازات للتحليلات.
Protocol
Representative Results
Discussion
يعتمد النظام التجريبي المعروض هنا على الجرار الزجاجية والخرز الزجاجي ، وبالتالي يوفر نظاما شبه مائي بسيط ومنخفض الصيانة ومتعدد الاستخدامات لدراسة نضح الجذور في سياقات مختلفة. وقد تم استخدامه في الدراسات التي تبحث في ملامح النضح لأنواع النباتات المختلفة25 ، واستجابات النضح لظروف النمو المختلفة25 ، وكذلك تأثير الخصائص الفيزيوكيميائية للتربة على النضح22. النظام مناسب لجميع الأنواع النباتية التي تم اختبارها هنا لفترات نمو ممتدة ، تتراوح من أسابيع إلى شهور. الحفاظ على الظروف المعقمة واضح ومباشر ، وكذلك التلقيح بالبكتيريا ، والتي تستمر خلال فترة النمو التي تم تحليلها لمدة 2 أسبوع. وبالتالي ، فإن النظام التجريبي لا يسمح فقط بجمع متحكم فيه من إفرازات الجذر في ظروف معقمة ، ولكن يمكن استخدامه أيضا لدراسة تفاعلات الميكروبات النباتية. علاوة على ذلك ، يمكن تنويع وسائط نمو النبات لدراسة الاستجابات الأيضية لمستويات المغذيات المختلفة ، ويمكن تعديل فترات النمو عن طريق تكييف ظروف الإضاءة أو استخدام برطمانات مختلفة الحجم.
تظل دراسة إفرازات الجذر في الظروف المائية أو شبه المائية قياسية في هذا المجال ويرجع ذلك أساسا إلى الدقة المحسنة للمستقلبات منخفضة التركيز11. تعتمد العديد من الأساليب المائية على أطباق بتري أو الأطباق متعددة الآبار أو الحاويات الصغيرة الأخرى التي تسمح بالعقم والإنتاجية العالية ولكنها تقيد التجارب على النباتات الصغيرة أو الشتلات المزروعة في بيئات عالية الرطوبة17،18،26،27. في إعداد الجرة الزجاجية المقدمة ، يتم توفير مساحة رأس كافية بواسطة الجرار الكبيرة نسبيا ، مما يسمح بفترات نمو ممتدة. تعمل خطوط الشريط ذات المسام الدقيقة على تأمين تبادل الهواء مع الحفاظ على العقم. وبالتالي ، حتى أحاديات الفلقة الطويلة مثل الشعير والذرة يمكن زراعتها في إعداد الجرة الزجاجية لعدة أسابيع. يمكن دراسة النباتات الصغيرة مثل A. thaliana والبرسيم لمدة 4-5 أسابيع بعد الإنبات ، بما في ذلك المراحل النباتية والإنجابية.
تتوفر إعدادات الزراعة المائية البديلة للنباتات الكبيرة أيضا ، ولكنها غالبا ما تتطلب صناديق ومداخل مصنوعة حسب الطلب مصنوعة من شبكة وألواح رغوية وسلال نقش لدعم النبات15،28،29،30. بالإضافة إلى ذلك ، لا يتم إعداد هذه الأجهزة عادة لتكون معقمة ، أو أنها تتطلب إجراءات إعداد وصيانة صعبة لإبقائها خالية من الملوثات الميكروبية و / أو الكيميائية. إعداد وصيانة العقم في النظام التجريبي المقدم واضح ومباشر. بالإضافة إلى ذلك ، فإن استخدام الزجاج للبرطمانات والخرز يقلل من وجود الملوثات التي تتسرب من البلاستيك ويوفر الموارد حيث يمكن غسلها وإعادة استخدامها بسهولة.
تم تطبيق الخرز الزجاجي سابقا لتقليد جزيئات التربة. أنها تحفز نمو الجذر الطبيعي في أجهزة أخذ عينات نضح الجذر مثل مصائد النضح31 أو غيرها من أنظمة شبه المائية19. يستفيد إعداد الجرة الزجاجية من هذا التطور ويقدم الخرزات كسطح استعمار للميكروبات. في التربة ، يتطور الميكروبيوم حول جذور النباتات في بيئة شبه صلبة ، مع جزيئات مدمجة ومساحات مملوءة بالهواء أو الماء. على الرغم من أن إعداد الجرة الزجاجية لا يتضمن تهوية نشطة لوسط النمو بسبب عدم احتواء المرحلة السائلة السفلية على مستويات أكسجين مثالية ، فإن الجمع بين حجم حبة أكبر مع حجم متوسط نمو أصغر يخلق مرحلة علوية رطبة ولكن جيدة التهوية حيث يمكن أن تنمو الميكروبات في ظل ظروف الأكسجين. اقترح آخرون هز حاويات النمو26,28 أو استخدام الأنابيب المقترنة بمضخات الهواء19,29 للحفاظ على إمداد الهواء في أنظمة النمو المائية. ومع ذلك ، فإن هذه الأنظمة إما أن تكون غير معقمة ، أو تتطلب مواد متخصصة ومراقبة مستمرة للحفاظ على العقم. بالإضافة إلى ذلك ، في حالة الاهتزاز ، احرص كثيرا على تجنب غمر البراعم في محاليل النمو وتلف أنظمة الجذر. ومع ذلك ، إذا رغبت في ذلك ، يمكن تكييف الإعداد التجريبي المقدم بمواد إضافية للتهوية.
أحد الجوانب الحاسمة التي يجب مراعاتها في جميع دراسات التفاعل بين النبات والميكروب التي تبحث في عملية التمثيل الغذائي هو أن الميكروبات تتحلل المركبات المشتقة من النباتات وتنتج مستقلبات من تلقاء نفسها. بدون إعداد تجريبي معقم متخصص ، لا يمكن التمييز بين المستقلبات المشتقة من النباتات والميكروبات. لمنع النشاط الميكروبي وإثراء المركبات المشتقة من النباتات ، اقترح Oburger et al. التعقيم الكيميائي لمحلول أخذ عينات إفرازات الجذر لمنع التدهور البكتيري32. يمكن دراسة تأثير المثبطات الكيميائية في النظام التجريبي المقدم ، ومقارنة ملامح النضح للنباتات المعقمة مقابل النباتات غير المعقمة المعالجة بالمثبط أو بدونه.
يتمثل أحد القيود الرئيسية لإعداد الجرة الزجاجية المقدمة في أن ظروف النمو تظل مصطنعة للغاية مقارنة بالتربة. غالبا ما يتم جمع الإفرازات من النباتات المزروعة في التربة من أنظمة الترشيح13 ، حيث يتم تجميع تدفقات المذيبات في قاعدة حاويات النمو ، أو الأنظمة الهجينة المائية للتربة ، حيث تزرع النباتات في البداية في التربة ثم يتم نقلها إلى الظروف المائية16,33. على عكس إعداد الجرة الزجاجية ، عادة ما تكون هذه الإجراءات مدمرة ، ولا تسمح بمجموعات متعددة بمرور الوقت في بيئات النمو المتغيرة. علاوة على ذلك ، بينما في أنظمة الترشيح ، يتم أخذ عينات من خلفية التربة مع الإفرازات ، في الأنظمة الهجينة المائية للتربة ، يتم التحايل على مشكلة الخلفية الأيضية العالية للتربة مع النقل إلى الظروف المائية لجمع الإفرازات. على الرغم من تنفيذ أوقات الاسترداد لتقليل تسرب المستقلب عبر الجذور المصابة11 ، إلا أن نقل النبات مدمر للغاية ومن المرجح أن تستمر الجروح ، وقد يتغير التمثيل الغذائي للنبات استجابة للانتقال إلى الظروف المائية. علاوة على ذلك ، في كثير من الحالات ، تحدث صدمة تناضحية عن طريق نقل النباتات إلى الماء بدلا من محلول نمو مناسب16,33. في البروتوكول المقدم ، يتم تبادل محلول النمو بمحلول متساوي المولي للحفاظ على التوازن التناضحي ، مع السماح بالتقاط النضح خلال نافذة زمنية قصيرة ومحددة. يعد تغيير محلول النمو ممارسة شائعة في العديد من الدراسات المنشورة ويمكن تحقيقه بسهولة في إعدادات الزراعة المائية دون جرح الجذر12،16،26،34. نظرا لتعدد استخداماته ، يمكن بسهولة تكييف النظام التجريبي المقدم لتقليد المزيد من الظروف الطبيعية ، على سبيل المثال ، باستخدام مستخلص التربة المعقم أو غير المعقم كحل للنمو مع أو بدون وجود جزيئات التربة الصلبة. يسمح التغيير التدريجي نحو الظروف الطبيعية بدراسة تأثير خصائص التربة الفيزيوكيميائية المختلفة والوجود الميكروبي على استقلاب النبات وعلم وظائف الأعضاء. قبل أن يكون لدى المجتمع العلمي فهم جيد للنضح في بيئات مختلفة ، من المستحسن استخدام الأنظمة القائمة على التربة والمائية بالتوازي ، حيث أن كلا الإعدادين لهما مزاياهما وقيودهما13.
في الختام ، يبرز الإعداد التجريبي شبه المائي القائم على الزجاج بسبب بساطته جنبا إلى جنب مع التنوع العالي للتطبيقات. إنه يقدم طريقة سهلة الوصول ومنخفضة التكلفة لجمع ودراسة النضح في ظروف معقمة ، أو بالاشتراك مع الميكروبات والتفاعلات بين الميكروبات النباتية.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
نشكر الأستاذ الدكتور نيكولا زامبوني والأستاذ الدكتور أوفه سوير من ETH زيورخ ، سويسرا ، على تحديد ملامح نضح الجذر بالحقن المباشر والأستاذ الدكتور كلاوس شلابي من جامعة بازل للبكتيريا المتعايشة A. thaliana . علاوة على ذلك ، نعترف بالمؤسسة الوطنية السويسرية للعلوم (PR00P3_185831 إلى JS ، التي تدعم S.M. ، A.S. ، E.M.S.) وبرنامج زمالة PSC-Syngenta (الممنوح للأستاذ الدكتور كلاوس شلابي و JS ، لدعم CJ).
Materials
| Agar powder for bacteriology | VWR | 20767.298 | |
| Aluminum foil | FORA GmbH | ||
| Ammonium acetate | Sigma-Aldrich | 32301-1KG | ACS reagent, Eur >- 98% |
| Autoclave VX-150 | Systec | 1150 | |
| Balance | Sartorius | QUINTIX64-1S | |
| Centrifuge | Hermle Labortechnik GmbH | 305.00 V05 | |
| Cuvettes | Greiner Bio-One | 613101 | |
| Difco LB Broth, Lennox | BD | 240210 | |
| Ethanol | Reuss-Chemie AG | RC-A15-A-005L | |
| Filtered deionized water | Merck Millipore | Milli-Q IQ7000 | |
| Glass beads | Carl Roth | HH56.1 | 5 mm |
| Hydrochloric acid | Merk | 1.00317.1000 | |
| Inoculation loop | Karl Hammacher GmbH | HWO_070-21 | |
| Jars | Weck | 105741 | 850 mL |
| Lyophilizer | Christ | Alpha 2-4 LSCplus | |
| Magnesium chloride hexahydrate | Carl Roth | 2189.1 | |
| Matrix Orbital thermoshaker | IKA | 10006248 | |
| Microcentrifuge tube | Sarstedt AG & Co. KG | 72.695.500 | SafeSeal reaction tube, 2 mL, PP |
| Micropore tape | 3M | 1530-0 | 1.25 cm x 9.1 m |
| Micropore tape | 3M | 1530-1 | 2.5 cm x 9.1 m |
| Murashige & Skoog Medium (MS) | Duchefa Biochemie | M0221.0050 | |
| Growth chamber | Percival | SE41-TLCU4 | 16 hour light/8 dark. 22 °C day/18 night |
| Phyto agar | Duchefa Biochemie | P1003.1000 | |
| Potassium hydroxide | Sigma-Aldrich | 8.14353.0100 | |
| SmartSpec Plus Spectrophotometer | Bio-Rad | 170-2525 | |
| Sodium hypochlorite solution, 12% Cl | Carl Roth | 9062.4 | |
| Square petri dish | Greiner Bio-One | 688102 | 120x120x17 mm, with vents |
| Stericup Quick release | Millipore | S2GPU05RE | 0.22 µm PES, 500 mL |
| Sterile bench | FASTER S.r.l. | FlowFast H 18 |
References
- Sasse, J., Martinoia, E., Northen, T. Feed your friends: do plant exudates shape the root microbiome. Trends in Plant Science. 23 (1), 25-41 (2018).
- Lundberg, D. S., et al. Defining the core Arabidopsis thaliana root microbiome. Nature. 488 (7409), 86-90 (2012).
- Lopez, J. L., et al. Growth rate is a dominant factor predicting the rhizosphere effect. The ISME Journal. 17 (9), 1396-1405 (2023).
- Hu, L., et al. Root exudate metabolites drive plant-soil feedbacks on growth and defense by shaping the rhizosphere microbiota. Nature Communications. 9 (1), 2738 (2018).
- Edwards, J., et al. Structure, variation, and assembly of the root-associated microbiomes of rice. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (8), 911-920 (2015).
- Bulgarelli, D., et al. Structure and function of the bacterial root microbiota in wild and domesticated barley. Cell Host Microbe. 17 (3), 392-403 (2015).
- Li, J., Wang, J., Liu, H., Macdonald, C. A., Singh, B. K. Application of microbial inoculants significantly enhances crop productivity: A meta-analysis of studies from 2010 to 2020. Journal of Sustainable Agriculture and Environment. 1 (3), 216-225 (2022).
- Escudero-Martinez, C., Bulgarelli, D. Engineering the crop microbiota through host genetics. Annual Review of Phytopathology. 61, 257-277 (2023).
- Poppeliers, S. W., Sanchez-Gil, J. J., de Jonge, R. Microbes to support plant health: understanding bioinoculant success in complex conditions. Current Opinion in Microbiology. 73, 102286 (2023).
- O’Callaghan, M., Ballard, R. A., Wright, D. Soil microbial inoculants for sustainable agriculture: Limitations and opportunities. Soil Use and Management. 38 (3), 1340-1369 (2022).
- Oburger, E., Jones, D. L. Sampling root exudates – Mission impossible. Rhizosphere. 6, 116-133 (2018).
- Yuan, J., et al. Root exudates drive the soil-borne legacy of aboveground pathogen infection. Microbiome. 6 (1), 156 (2018).
- Vismans, G., et al. Coumarin biosynthesis genes are required after foliar pathogen infection for the creation of a microbial soil-borne legacy that primes plants for SA-dependent defenses. Scientific Reports. 12 (1), 22473 (2022).
- Strehmel, N., Böttcher, C., Schmidt, S., Scheel, D. Profiling of secondary metabolites in root exudates of Arabidopsis thaliana. Phytochemistry. 108, 35-46 (2014).
- Song, Y., Pieterse, C. M. J., Bakker, P., Berendsen, R. L. Collection of sterile root exudates from foliar pathogen-inoculated plants. Methods in Molecular Biology. 2232, 305-317 (2021).
- Oburger, E., et al. A quick and simple spectrophotometric method to determine total carbon concentrations in root exudate samples of grass species. Plant Soil. 478 (1-2), 273-281 (2022).
- Koprivova, A., et al. Root-specific camalexin biosynthesis controls the plant growth-promoting effects of multiple bacterial strains. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (31), 15735-15744 (2019).
- Gao, J., et al. Ecosystem fabrication (EcoFAB) protocols for the construction of laboratory ecosystems designed to study plant-microbe interactions. Journal of Visualized Experiments. (134), e57170 (2018).
- Lopez-Guerrero, M. G., et al. A glass bead semi-hydroponic system for intact maize root exudate analysis and phenotyping. Plant Methods. 18 (1), 25 (2022).
- Boeuf-Tremblay, V., Plantureux, S., Guckert, A. Influence of mechanical impedance on root exudation of maize seedlings at two development stages. Plant and Soil. 172, 279-287 (1995).
- Groleau-Renaud, V., Plantureux, S., Guckert, A. Influence of plant morphology on root exudation of maize subjected to mechanical impedance in hydroponic conditions. Plant and Soil. 201, 231-239 (1998).
- Sasse, J., et al. Root morphology and exudate availability are shaped by particle size and chemistry in Brachypodium distachyon. Plant Direct. 4 (7), 00207 (2020).
- Katagiri, F., Thilmony, R., He, S. Y. The Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae interaction. Arabidopsis Book. 1, 0039 (2002).
- Monchgesang, S., et al. Natural variation of root exudates in Arabidopsis thaliana-linking metabolomic and genomic data. Scientific Reports. 6, 29033 (2016).
- McLaughlin, S., Zhalnina, K., Kosina, S., Northen, T. R., Sasse, J. The core metabolome and root exudation dynamics of three phylogenetically distinct plant species. Nature Communications. 14 (1), 1649 (2023).
- Badri, D. V., Chaparro, J. M., Zhang, R., Shen, Q., Vivanco, J. M. Application of natural blends of phytochemicals derived from the root exudates of Arabidopsis to the soil reveal that phenolic-related compounds predominantly modulate the soil microbiome. Journal of Biological Chemistry. 288 (7), 4502-4512 (2013).
- Massalha, H., Korenblum, E., Malitsky, S., Shapiro, O. H., Aharoni, A. Live imaging of root-bacteria interactions in a microfluidics setup. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (17), 4549-4554 (2017).
- Nathoo, N., Bernards, M. A., MacDonald, J., Yuan, Z. C. A hydroponic co-cultivation system for simultaneous and systematic analysis of plant/microbe molecular interactions and signaling. Journal of Visualized Experiments. (125), e55955 (2017).
- Nguyen, N. T., McInturf, S. A., Mendoza-Cozatl, D. G. Hydroponics: a versatile system to study nutrient allocation and plant responses to nutrient availability and exposure to toxic elements. Journal of Visualized Experiments. (113), e54317 (2016).
- Yi, Y., Li, Z., Kuipers, O. P. Plant-microbe interaction: transcriptional response of Bacillus Mycoides to potato root exudates. Journal of Visualized Experiments. (137), e57606 (2018).
- Phillips, R. P., Erlitz, Y., Bier, R., Bernhardt, E. S. New approach for capturing soluble root exudates in forest soils. Functional Ecology. 22 (6), 990-999 (2008).
- Oburger, E., et al. Root exudation of phytosiderophores from soil-grown wheat. New Phytologist. 203 (4), 1161-1174 (2014).
- Neal, A. L., Ahmad, S., Gordon-Weeks, R., Ton, J. Benzoxazinoids in root exudates of maize attract Pseudomonas putida to the rhizosphere. PLoS One. 7 (4), e35498 (2012).
- Miao, Y., et al. Exogenous salicylic acid alleviates salt stress by improving leaf photosynthesis and root system architecture in cucumber seedlings. Scientia Horticulturae. 272, 109577 (2020).
