نظام زراعة كبدي بشري بالكامل لتطبيقات تطوير الأدوية
Summary
مكنت التطورات التقنية الحديثة من الإنتاج الموسع لمنصة في المختبر لتطبيقات استقلاب الأدوية والسمية. يوفر نظام الكبد 2D + البشري بالكامل (TV2D +) نتائج ذات صلة من الناحية الفسيولوجية باستخدام طرق الثقافة التقليدية ثنائية الأبعاد. سيدعم هذا البروتوكول المستخدمين النهائيين في إعداد النظام وصيانته وتطبيقه.
Abstract
لا يزال العثور على نموذج ثقافي طويل الأجل ذي صلة بالإنسان لخلايا الكبد البشرية الأولية (PHHs) للدراسات الدوائية والسمية يمثل تحديا. غالبا ما تكون منصات النماذج الحالية في المختبر غير مريحة ومعقدة ، وتفتقر إلى استقرار النمط الظاهري بمرور الوقت ، ولا تدعم مجموعات PHH المتعددة ، وتفتقر إلى قابلية التكرار التجريبي والمرونة. هنا ، نقدم بروتوكولا مفصلا لإذابة وطلاء وصيانة نظام كبدي 2D + بشري بالكامل (TV2D +) ، والذي يستفيد من تقنيات ومعدات الاستزراع القياسية ثنائية الأبعاد (2D) مع الحفاظ على طول العمر والاستقرار الظاهري بمرور الوقت الذي يصاحب عادة أنظمة ثلاثية الأبعاد (3D) أكثر تعقيدا. أظهرت النتائج التعلق والنسبة المئوية للطلاء في TV2D + كدالة لكثافة البذر PHH ، بالإضافة إلى وظيفة مستقرة لمدة أسبوعين على الأقل في الثقافة. يتم تقييم مجموعة من كثافات بذر PHH لتحقيق ثقافة ناجحة على المدى الطويل. عند إنشائها بشكل صحيح ، يتم تنظيم PHHs في TV2D + في مستعمرات خلايا الكبد ، وتعبر عن علامة خاصة بالكبد ، وتحافظ على الجدوى ، والسلامة المعمارية ، والمستويات ذات الصلة من الناحية الفسيولوجية من الألبومين واليوريا. هذا المزيج الفريد من السمات يجعل نظام TV2D + نموذجا كبديا مناسبا لمجموعة متنوعة من التطبيقات الدوائية والسمية.
Introduction
يعد التنبؤ بالسلامة العلاجية وفعاليتها جزءا مهما من تطوير الأدوية قبل السريرية. ومع ذلك ، فإن النماذج الكبدية التقليدية قبل السريرية في المختبر محدودة في قدرتها على محاكاة البيئة الدقيقة الخلوية للكبد في الجسم الحي بدقة والحفاظ على وظائف خلايا الكبد ومورفولوجيتها بمرور الوقت. هناك حاجة للنماذج التي توفر كفاءة التمثيل الغذائي مستقرة لأكثر من 1 أسبوع لتقييم المركبات بطيئة الدوران أو التحقيق في النتائج المرتبطة بالتعرض شبه الحاد أو المزمن. غالبا ما تفشل الاختبارات الحيوانية في الجسم الحي في التنبؤ بفعالية الدواء ومخاطره بسبب اختلافات الأنواع الانتقالية في آليات إزالة الكبد البشري1. تفتقر النماذج الكبدية الحالية في المختبر ثنائية الأبعاد (2D) ، مثل الزراعة الأحادية التقليدية لخلايا الكبد البشرية الأولية (PHH) أو مزارع الساندويتش ، إلى استقرار النمط الظاهري وطول العمر في الثقافة ، مما يؤدي إلى فقدان وظيفة الخلايا الكبدية الرئيسية والسلامة المعمارية بمرور الوقت2. تتضمن الطريقة البديلة تكوين كرويات خلايا الكبد ثلاثية الأبعاد (3D) ، مما يوفر بيئة دقيقة أكثر صلة مقابل ثقافة 2D. ومع ذلك ، فإن هذه الطريقة محدودة بتوافر المواد الخام ، واختيار مجموعة المانحين PHH ، والتكاثر ، وفقدان الصلاحية مع زيادة حجم الكرة3،4،5،6. تم إدخال منصات متعددة الخلايا حيث يتم زرع PHHs بخلايا مغذية على ألواح ثابتة الحجم ومنقوشة دقيقة. على الرغم من أن هذه النماذج قد تتيح أوقات زراعة أطول ، إلا أن الخلايا المغذية غير البشرية المستخدمة في هذه المنصات يمكن أن تغير النتائج التجريبية وتحد من تطبيقها بسبب مساهمة الخلفية الفطرية في إزالة الأدوية والملامح الأيضية 1,7. تم تطوير نظام TruVivo الكبدي 2D + البشري بالكامل (TV2D +) الموصوف مؤخرا في Weaver ، et al8 ، لمعالجة بعض قيود طرق الثقافة التقليدية والمشتركة و 3D ل PHHs. تقلل الخلايا المغذية غير الكبدية من الاختلافات بين الأنواع في التمثيل الغذائي وإنتاج الباراكرين وتوفر الدعم اللازم لخلايا الكبد الأولية بطريقة قابلة للتكرار وقوية لا يمكن توفيرها بواسطة خلايا الكبد غير المتنية المقابلة من متبرع واحد بسبب القيود في التوسع والنمط الظاهري والأداء. كانت الخلايا المغذية المختارة قادرة على التوسع باستمرار قبل الاستخدام وتفتقر إلى الحاجة إلى التحول أو التمايز. كما هو موضح من قبل Glicklis et al.4 و Khetani et al.5 ، تواجه نماذج الثقافة ثلاثية الأبعاد مثل كرويات خلايا الكبد تحديات في التكاثر بسبب تباين المانحين والحفاظ على الاتساق في حجم الكرة ، مما يؤثر على انتشار المغذيات في الكرويات أكبر من 200 ميكرومتر ، مما يؤدي إلى انخفاض الجدوى والوظائف. مثل تشكيل كروي 3D ، يعتمد نظام TV2D + على التجميع الذاتي ل PHHs ؛ ومع ذلك ، فإن مستعمرات PHH المتكونة منتشرة على مساحة سطح البئر على عمق خلية واحدة بدلا من ضغطها في مجموعة واحدة. قد تكون طريقة الاستزراع هذه مفيدة لمعالجة تباين الجهات المانحة ، مما يسمح بطلاء PHHs واستزراعها والحفاظ على الوظائف الأساسية بكثافات البذر المختلفة. قد يزيد نظام TV2D + أيضا من متانة تعامل المستخدم بسبب الخسارة أثناء التلاعب أو المعدات المتخصصة المطلوبة لأداء ثقافة ممتدة في كرويات ثلاثية الأبعاد.
يجمع نظام TV2D + بين ثقافة ثنائية الأبعاد القياسية وطول العمر والاستقرار الظاهري الذي يصاحب عادة أنظمة 3D. يوفر البروتوكول الموصوف هنا توجيهات خطوة بخطوة للمستخدمين ذوي المهارات الأساسية لزراعة الأنسجة في المختبرات المجهزة بمعدات قياسية مثل خزانات السلامة الحيوية وأجهزة الطرد المركزي وحاضنات CO2 . يتم تحديد كل خطوة في العملية بالتفصيل ، بما في ذلك إعداد الوسائط ، والذوبان ، والطلاء ، وصيانة نظام الاستزراع الناتج. يحتوي البروتوكول أيضا على طريقة لتحديد مخرجات وظائف خلايا الكبد الأساسية ، والألبومين ، واليوريا ، بالإضافة إلى تحليل الصورة المناعية لتحديد ارتباط PHH للتطبيع. عند إنشائها بشكل صحيح ، يتم تنظيم PHHs في TV2D + في مستعمرات خلايا الكبد ، ومحاكاة مورفولوجيا الكبد الأصلية ، والحفاظ على قابلية ممتدة ، والسلامة المعمارية ، والمستويات ذات الصلة من الناحية الفسيولوجية من الألبومين واليوريا لمدة أسبوعين على الأقل8. نظرا لأن النظام يمكن أن يسمح بمجموعة من كثافات بذر PHH ، فقد يكون مفيدا في زيادة توافر قطع PHH الأقل قابلية للطلاء والتي لها خصائص مانحة مرغوبة. هذا المزيج من إمكانية الوصول والوظائف يجعل TV2D + نموذجا كبديا مناسبا لمجموعة متنوعة من التطبيقات الدوائية والسمية.
Protocol
Representative Results
Discussion
يمكن إنشاء نظام زراعة الكبد الموصوف في المختبرات المجهزة بأجهزة زراعة الأنسجة القياسية. يتألف النظام من PHHs المستزرعة بالخلايا المغذية ، ويسمح للمستخدم بزراعة PHHs لمدة أسبوعين على الأقل مع إنتاج مستقر للألبومين وتخليق اليوريا. نظرا لتباين الكثير من المتبرعين ب PHH ، يوصى فقط باستخدام PHHs المؤهلة والمحددة مسبقا للاستخدام في النظام. على الرغم من أن عدد PHHs المرفقة يختلف بناء على الكثير من المانحين وكثافة البذر ، إلا أن قابلية الطلاء النسبية تظل متشابهة داخل كل مجموعة مانحة. بينما ينصح بكثافات البذر الموصى بها ، تشير البيانات المذكورة أعلاه إلى أنه يمكن تعديل كثافة بذر خلايا الكبد لتلبية الاحتياجات التجريبية المختلفة. ومع ذلك ، تجدر الإشارة إلى أن بذر عدد أكبر من PHHs قد لا يوفر مخرجات وظيفية أعلى أو أكثر اتساقا. أظهر تحليل حصص PHH التي تم تقييمها أدنى سيرة ذاتية لإنتاج الألبومين وتخليق اليوريا باستخدام كثافات بذر أقل تبلغ 150000 PHHs / بئر و 200000 PHHs / بئر. ومع ذلك ، لم يتم العثور على فروق ذات دلالة إحصائية بين الألبومين واليوريا في أي كثافة بذر. تظهر كثافات البذر الأعلى البالغة 250,000 PHHs / بئر و 300,000 PHHs / well انخفاضا أكبر في الألبومين واليوريا خلال فترة الاستزراع التي تبلغ 14 يوما. قد يؤثر التباين المتأصل للمانحين في قابلية التصفيح على اتساق إنتاج الألبومين وتخليق اليوريا عند 250,000 PHHs / بئر و 300,000 PHHs / well لمجموعات المانحين المختبرة. على غرار كرويات خلايا الكبد الكبيرة ، قد يكون للإفراط في بذر PHHs في نظام TV2D + آثار سلبية على ثقافة ووظائف PHHs على المدى الطويل.
جميع الخطوات في الذوبان والطلاء والصيانة ضرورية لنجاح الثقافة وتوليد البيانات. ومع ذلك ، هناك العديد من الأخطاء الشائعة التي يمكن للمستخدمين عديمي الخبرة تجنبها. PHHs معرضة بشدة للتلف الثانوي لتقلب درجة الحرارة وإجهاد القص والتعرض للهواء 9,10. يجب اتخاذ الاحتياطات عند إذابة PHHs لتجنب الأطر الزمنية الطويلة للذوبان والسحب المفرط للسحب. سيؤدي استخدام طريقة الصب اليدوي ، والمؤقت ، والنقل الفوري من حمام مائي إلى ثلج إلى تقليل هذه الأخطاء الشائعة التي يمكن أن تؤثر على صلاحية وقابلية طلاء PHHs. بالإضافة إلى ذلك ، مع تزايد شيوع مشكلات سلسلة التوريد ، قد يكون من الصعب الحصول على ألواح مطلية بالكولاجين. يمكن استخدام الطلاء اليدوي للألواح المعالجة بزراعة الأنسجة باستخدام المحاليل التجارية من النوع الأول من الكولاجين (5-10 ميكروغرام / سم2) للتغلب على هذه المشكلة ؛ ومع ذلك ، للحصول على الأداء الأمثل والاتساق ، يوصى باستخدام ألواح الكولاجين المطلية مسبقا. في عملية الانتقال من ثقافة الخلايا المغذية فقط إلى إدخال PHHs ، من الأهمية بمكان منع طبقة الخلايا المغذية من الجفاف. لا تسمح أبدا بتعرض الهواء للخلايا المغذية. قد يؤدي أي وقت للتعرض للهواء إلى ضعف جودة طبقة الخلايا المغذية ، مما سيؤثر سلبا على ثقافة PHHs على المدى الطويل. من أفضل الممارسات السماح ببقاء كمية صغيرة من الوسط المتبقي بين التغييرات المتوسطة. في بعض الأحيان ، قد تحتوي PHHs على حطام زائد من العزلة ، مما قد يجعل مشاهدة مورفولوجيا صعبة. للمساعدة في حل هذه المشكلة ، هز اللوحة قبل تغيير متوسط واستخدم شفط الفراغ. أخيرا ، عند إجراء تغيير متوسط ، قم باستنشاق الوسط المستهلك بعناية ، مع الحرص على عدم إزعاج الخلايا المزروعة. ماصة متوسطة الحجم طازجة أسفل جانب البئر لتجنب السحب مباشرة على طبقة الخلية. يجب على المستخدم أيضا تجنب التعرض للهواء عند كل تغيير وسيط ، باستخدام التغيير الموصى به من 3 آبار (القسمان 3 و 4). وتجدر الإشارة أيضا إلى أن التغيير اليومي المتوسط مثالي ولكنه غير مطلوب.
على الرغم من أن المجاهر الفلورية أصبحت شائعة في معظم المختبرات ، إلا أن البرامج اللازمة لإجراء تحليل صور محددة يمكن أن تتكبد نفقات إضافية. يمكن تنزيل ImageJ مجانا ، مما يجعله أداة تحليل صور يسهل الوصول إليها. توفر الخطوات الواردة في البروتوكول أساسا قد يحتاج المستخدم إلى تحسينه ، وتحديدا تحليل الجسيمات لتلطيخ DAPI ؛ ومع ذلك ، في حالة عدم وجود قدرة تصوير الفلورسنت ، يتم توفير قيم ارتباط PHH في اليوم 14 على شهادات تحليل خاصة بالكثير. سيؤدي ضعف العتبة إلى عد غير دقيق لجسيمات DAPI. يوصى أيضا بالتحقق من مساحة سطح جزيئات DAPI الفردية قبل تعيين استبعاد الحجم. يمكن تحقيق ذلك باستخدام الرمز البيضاوي [الشكل 2 (1) ، رمز الدائرة أسفل علامة التبويب تحرير ] ورسم دائرة تشمل جسيم DAPI. يمكن بعد ذلك استخدام علامة التبويب تحليل لقياس مساحة جسيم DAPI المحدد. يمكن تحديد قياسات محددة باستخدام تعيين القياسات ضمن علامة التبويب تحليل [الخطوة 8.9 والشكل 2 (4)].
تتضمن الطرق الحالية لزراعة PHHs استخدام الطلاءات مثل الكولاجين-I لزيادة ارتباط الخلية في الزراعة الأحادية التقليدية ثنائية الأبعاد11 أو التراكب مع مصفوفة خارج الخلية ، مثل Matrigel القائم على murine ، وهي تقنية يشار إليها عادة باسم “ثقافة الساندويتش”12،13،14،15. في حين أن تقنية زراعة الساندويتش تعمل على تحسين مورفولوجيا PHH وقطبية بمرور الوقت مقارنة بالزراعة الأحادية التقليدية ، لا يزال كلا النهجين يفتقران إلى استقرار النمط الظاهري طويل الأجل في الثقافة لمعظم الكثير من PHHs القابلة للتصفيح. طريقة أخرى تستخدم لثقافة PHHs هي صنع كرويات 3D. ومع ذلك ، كما ذكر سابقا Glicklis et al.4 ، يمكن أن تكون هناك تحديات فنية مع استنساخ حجم كروي بسبب تباين المانحين. في محاولة لجعل نموذج الكبد أكثر ملاءمة من الناحية الفسيولوجية ، تم تطوير نماذج متعددة الخلايا. كما وصفه Ware et al.7 ، فإن استخدام الأنماط الدقيقة والخلايا الليفية للفأر والخلايا البطانية الجيبية للكبد البشري الأولية المحاطة ب PHHs مكن من وقت أطول في أوقات الثقافة المختبرية . ومع ذلك ، يمكن أن تكون النماذج الدقيقة عملية معقدة وتستغرق وقتا طويلا ، وقد تساهم خلايا التغذية غير البشرية في الخلفية في الإشارات الأيضية ، مما يحد من فائدة هذه المنصة في تطبيقات معينة. أظهر استخدام العديد من الخلايا غير الكبدية ، بما في ذلك الخلايا الليفية الجلدية البشرية والفئران والخلايا البطانية للشريان الأورطي البقري كخلايا مغذية للزراعة المشتركة لخلايا الكبد ، إفراز الألبومين وتشكيل تقاطع ضيق مشابه للمزارع المشتركة للخلايا المغذية من أصل الكبد16. ومع ذلك ، فإن آلية التفاعلات بين الخلايا المغذية غير الكبدية TV2D + و PHHs في الثقافة تحتاج إلى مزيد من التحقيق لفهم التأثير على استقرار ووظائف PHHs في هذا النظام بشكل أفضل. يمكن لنظام الاستزراع الذي وصفه Weaver et al.8 سابقا زراعة PHHs بنجاح في المستعمرات الكبدية لمدة تصل إلى 42 يوما ، مما يشكل شبكات قناة صفراء واسعة النطاق. حافظت PHHs المستزرعة في هذا النظام على وظائف الكبد الرئيسية ، بما في ذلك نشاط السيتوكروم 1A2 و 2B6 و 3A4 ونشاط الإنزيم القائم على Uridine 5′-diphospho-glucuronosyltransferase (UGT) ، وتشكيل مستقلب المرحلتين الأولى والثانية ، وإنتاج الألبومين ، وتخليق اليوريا لمدة 22 يوما على الأقل في المختبر بدون Matrigel. ينتج نظام الاستزراع هذا مخرجات مستقرة وذات صلة من الناحية الفسيولوجية يمكن تكييفها بسهولة مع أي مختبر للتطبيقات الدوائية والسمية. على الرغم من الحفاظ على وظائف PHH الرئيسية في نظام TV2D + ، لم يتم إجراء مقارنات مباشرة مع نموذج كروي ثلاثي الأبعاد ؛ ومع ذلك ، فإن العمل المستقبلي الذي يقارن نفس الجهات المانحة ل PHH بين أنظمة الاستزراع سيثبت قيمته في تحديد حدود ومزايا كلتا الطريقتين.
تشمل التطبيقات المحتملة ل TV2D + تقييم التصفية الأيضية والتفاعلات الدوائية للمركبات منخفضة الدوران ، وإصابة الكبد التي يسببها الدواء ، وتقييم مخاطر الكيماويات الزراعية. يعتمد التنبؤ الدقيق بالتصفية الكبدية للأدوية الجديدة والناشئة على ثقافة PHH مستقرة وطويلة الأمد مع الاحتفاظ بوظائف الخلايا الكبدية الرئيسية ، وهو أمر صعب بشكل خاص عند تقييم المركبات منخفضة الدوران. بالإضافة إلى ذلك ، يعد تقييم المخاطر وسمية الكبد التي يسببها الكيميائي من الشواغل الصحية الرئيسية ، ولا توفر النماذج الحالية الاستقرار والوظائف على المدى الطويل في الثقافة لإجراء تقييم دقيق للسمية الكيميائية المزمنة المحتملة التي قد تكون ثانوية للتعرض الحاد. أظهرت PHHs الصحية والمريضة المزروعة في TV2D + اختلافات مميزة في الوظيفة والتخلص من الدهون التي تم الاحتفاظ بها بمرور الوقت17. تدعم هذه الدراسات TV2D + كأداة واعدة لمجموعة متنوعة من التطبيقات الدوائية والسمية.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
نود أن نشكر ميليسا كيلر وويندي هيتمان على مساعدتهما في مراجعة المخطوطات والأشكال.
Materials
| 0.2 µm PES filter unit | Thermo Fisher Scientific | 565-0020 | User preference |
| 15 mL or 50 mL conical tubes | Thermo Fisher Scientific | 352196 or 352070 | User preference |
| Alexa Fluor 555, goat anti-rabbit | Thermo Fisher Scientific | A-21428 | Other secondary antibodies can work |
| Anti-Cytokeratin 18 antibody | abcam | ab24561 | Necessary using same dilution |
| AOPI | Nexcelom | CS2-0106-5mL | Used for Cellometer counting |
| Biosafety cabinet | Labconoco | 3460801 | User preference |
| Black-walled, clear bottom, 96-well plate | Thermo Fisher Scientific | 165305 | User preference |
| Centrifuge | Thermo Fisher Scientific | Sorvall X4R | Capable of speeds up to 400 x g |
| Collagen coated plate, 24-well | Greiner Bio-One | 662950 | Rat tail collagen coating |
| Counting slides | Nexcelom | CHT4-SD100-002 | Used for Cellometer counting |
| Culture medium | LifeNet Health | MED-TCCM | |
| Culture supplement | LifeNet Health | MED-TCSC | |
| DAPI | Thermo Fisher Scientific | 00-4959-52 | Contains mounting medium |
| DPBS (-Ca, -Mg) | Thermo Fisher Scientific | 14190250 | User preference |
| Feeder cell supplement | LifeNet Health | MED-TCSA | |
| Feeder cell thawing medium | LifeNet Health | MED-FCTM | |
| Fluorescent microscope | Zeiss | AxioObserver Z1 | Equipped with user specific filters |
| Hepatocyte thawing medium | LifeNet Health | MED-HHTM4C-50ML | |
| Human albumin ELISA kit | abcam | ab108788 | Necessary if using same dilution |
| Human feeder cells | LifeNet Health | PHFC24 | |
| Humidified incubator | VWR | 97025-842 | Capable of 5% CO2 |
| IC Fixation buffer | Thermo Fisher Scientific | 00-8222-49 | Paraformaldehyde based, 10% formalin can also be used |
| ImageJ | National Insitute of Health | Version 1.52a | 1.52a or higher |
| Inverted phase contrast microscope | Olympus | CK40-F100 | User preference |
| Microcentrifuge tubes | VWR | 20170-022 | User preference |
| Micropipettes (various sizes) | USA Scientific | ErgoOne | User preference |
| Permeabilization buffer (10x) | Thermo Fisher Scientific | 00-8333-56 | Other permeabilization buffers can work |
| Plate reader | BMG Labtech | CLARIOstar | Capable of reading absorbance 450-640 nm |
| Plating medium | LifeNet Health | MED-TCPM | |
| Plating supplement | LifeNet Health | MED-TCSB | |
| Primary human hepatocytes | LifeNet Health | various | Catalog number may vary based on lot number |
| Secondary antibody | Thermo Fisher Scientific | A-21428 | User preference |
| Serological pipet controller | Gilson | F110120 | User preference |
| Storage bottle 100–500 mL | VWR | 76311-770 | User preference |
| Urea Nitrogen (BUN) Test | Stanbio | 0580-250 | |
| Water bath | PolyScience | WBE05 | Capable for use at 37 °C |
References
- Khetani, S. R., Bhatia, S. N. Microscale culture of human liver cells for drug development. Nature Biotechnology. 26 (1), 120-126 (2008).
- Swift, B., Pfeifer, N. D., Brouwer, K. L. Sandwich-cultured hepatocytes: an in vitro model to evaluate hepatobiliary transporter-based drug interactions and hepatotoxicity. Drug Metabolism Reviews. 42 (3), 446-471 (2010).
- Baudy, A. R., et al. Liver microphysiological systems development guidelines for safety risk assessment in the pharmaceutical industry. Lab on a Chip. 20 (2), 215-225 (2020).
- Glicklis, R., Merchuk, J. C., Cohen, S. Modeling mass transfer in hepatocyte spheroids via cell viability, spheroid size, and hepatocellular functions. Biotechnology and Bioengineering. 86 (6), 672-680 (2004).
- Khetani, S. R., et al. Microengineered liver tissues for drug testing. Journal of Laboratory Automation. 20 (3), 216-250 (2015).
- Monckton, C. P., Brown, G. E., Khetani, S. R. Latest impact of engineered human liver platforms on drug development. APL Bioengineering. 5 (3), 031506 (2021).
- Ware, B. R., Durham, M. J., Monckton, C. P., Khetani, S. R. A cell culture platform to maintain long-term phenotype of primary human hepatocytes and endothelial cells. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 5 (3), 187-207 (2018).
- Weaver, J. R., et al. The morphology, functionality, and longevity of a novel all human hepatic cell-based tri-culture system. Toxicology In Vitro. 86, 105504 (2023).
- Li, W., et al. Matrix stiffness and shear stresses modulate hepatocyte functions in a fibrotic liver sinusoidal model. American Journal of Physiology, Gastrointestinal and Liver Physiology. 320 (3), G272-G282 (2021).
- Thompson, S. M., et al. Heat stress induced cell death mechanisms in hepatocytes and hepatocellular carcinoma: in vitro and in vivo study. Lasers in Surgery and Medicine. 46 (4), 290-301 (2014).
- Mooney, D., et al. Switching from differentiation to growth in hepatocytes: control by extracellular matrix. Journal of Cellular Physiology. 151 (3), 497-505 (1992).
- Berthiaume, F., Moghe, P. V., Toner, M., Yarmush, M. L. Effect of extracellular matrix topology on cell structure, function, and physiological responsiveness: hepatocytes cultured in a sandwich configuration. The FASEB Journal. 10 (13), 1471-1484 (1996).
- Hamilton, G. A., et al. Regulation of cell morphology and cytochrome P450 expression in human hepatocytes by extracellular matrix and cell-cell interactions. Cell and Tissue Research. 306 (1), 85-99 (2001).
- Orkin, R. W., et al. A murine tumor producing a matrix of basement membrane. Journal of Experimental Medicine. 145 (1), 204-220 (1977).
- Sivaraman, A., et al. A microscale in vitro physiological model of the liver: predictive screens for drug metabolism and enzyme induction. Current Drug Metabolism. 6 (6), 569-591 (2005).
- Goulet, F., Normand, C., Morin, O. Cellular interactions promote tissue-specific function, biomatrix deposition and junctional communication of primary cultured hepatocytes. Hepatology. 8 (5), 1010-1018 (1988).
- Odanga, J. J., Breathwaite, E. K., Presnel, S., LeCluyse, E. L., Weaver, J. R. Characterization of primary human hepatocytes from diseased and healthy livers in an all-human cell based triculture system. The Toxicologist, a Supplement to Toxicological Sciences. , 4283 (2023).
