Summary

Обнаружение и количественное определение моно-рамнолипидов и ди-рамнолипидов, продуцируемых Pseudomonas aeruginosa

Published: March 29, 2024
doi:

Summary

Pseudomonas aeruginosa продуцирует рамнолипидные биоповерхностно-активные вещества. Тонкослойная хроматография обнаруживает и определяет долю моно- и дирамнолипидов, продуцируемых каждым штаммом. Количественное определение общего количества рамнолипидов включает в себя оценку эквивалентов рамнозы, присутствующих в этих биосурфактантах, экстрагированных из надосадочной жидкости культур с использованием метода орцинола.

Abstract

Экологическая бактерия Pseudomonas aeruginosa является условно-патогенным микроорганизмом с высокой устойчивостью к антибиотикам, представляющим опасность для здоровья. Эта бактерия продуцирует высокие уровни биоповерхностно-активных веществ, известных как рамнолипиды (RL), которые представляют собой молекулы со значительной биотехнологической ценностью, но также связаны с вирулентными свойствами. В этом отношении обнаружение и количественная оценка ЛЛ могут быть полезны как для биотехнологических приложений, так и для биомедицинских исследовательских проектов. В этой статье мы пошагово демонстрируем метод детектирования продукции двух форм RL, продуцируемых P. aeruginosa с помощью тонкослойной хроматографии (TLC): монорамнолипидов (mRL), молекул, состоящих из димера жирных кислот (в основном C10-C10), связанных с одной группой рамнозы, и ди-рамнолипидов (dRL), молекул, состоящих из аналогичного димера жирных кислот, связанного с двумя группами рамнозы. Кроме того, мы представляем метод измерения общего количества RL, основанный на кислотном гидролизе этих биоповерхностно-активных веществ, экстрагированных из надосадочной жидкости культуры P. aeruginosa, и последующем обнаружении концентрации рамнозы, которая реагирует с орцином. Комбинация обоих методов может быть использована для оценки приблизительной концентрации mRL и dRL, продуцируемых конкретным штаммом, как показано здесь на примере типовых штаммов PAO1 (филогруппа 1), PA14 (филогруппа 2) и PA7 (филогруппа 3).

Introduction

Pseudomonas aeruginosa является экологической бактерией и условно-патогенным микроорганизмом, вызывающим серьезную озабоченность из-за наличия у нее признаков, связанных с вирулентностью, и высокой устойчивости к антибиотикам 1,2. Характерным вторичным метаболитом, продуцируемым этой бактерией, является биосурфактант RL, который вырабатывается скоординированным образом с несколькими признаками, связанными с вирулентностью, такими как пиоцианин феназин, антибиотик с окислительно-восстановительной активностью, и протеаза эластаза3. Тензиоактивные и эмульгирующие свойства RL были использованы в различных промышленных приложениях и в настоящее время коммерциализируются4.

Большинство штаммов P. aeruginosa, принадлежащих к филогруппам 1 и 2, продуцируют два типа RL: mRL, который состоит из одной группы рамнозы, связанной с димером жирных кислот, в основном состоящим из 10 атомов углерода, и dRL, который содержит дополнительную группу рамнозы, связанную с первой рамнозой4 (см. рис. 1). Тем не менее, сообщалось, что две второстепенные филогруппы P. aeruginosa (группы 3 и 5) продуцируют только mRL 5,6. Эти два типа RL содержат смесь димеров жирных кислот, которые, как уже упоминалось, в основном представляют собой C10-C10, но также образуются меньшие доли молекул, содержащих димеры C12-C10, C12-C12 и C10-C12:1. Сообщается о характеристике конгенеров RL, продуцируемых различными штаммами с использованием ВЭЖХ, МС/МС 7,8. Методы, описанные в данной работе, позволяют дифференцировать только mRL и dRL, но не могут быть использованы для характеристики родственных соединений RL.

P. aeruginosa и некоторые виды Burkholderia являются естественными продуцентами RL9, но первая бактерия является наиболее эффективным продуцентом. Тем не менее, коммерчески используемый RL в настоящее время продуцируется в производных Pseudomonas putida KT2440, экспрессирующих гены P. aeruginosa, чтобы избежать использования этого условно-патогенного микроорганизма10,11. Обнаружение и количественное определение RL, продуцируемого P. aeruginosa, имеет большое значение для изучения молекулярных механизмов, участвующих в экспрессии признаков, связанных с вирулентностью12, в характеристике штаммов, принадлежащих к кладам 3 или 5,13, и для конструирования производных P. aeruginosa, которые в избытке продуцируют эти биоповерхностно-активные вещества, обладая при этом сниженной вирулентностью14. Производство биоповерхностно-активных веществ различными микроорганизмами было обнаружено на основе некоторых общих характеристик этих соединений, таких как метод капли коллапса или индекс эмульгирования15, но эти методы не являются ни точными, ни специфичными16.

В данной работе мы описываем протокол детектирования mRL и dRL с использованием жидкостной экстракции общего RL из супернатантов культур различных штаммов типа P. aeruginosa и разделения обоих типов RL с помощью TLC. В этом методе RL, выделенные из надосадочной жидкости культуры, разделяются по их дифференциальной растворимости в растворителях, используемых для TLC, вызывая дифференциальную миграцию на силикагелевой пластине. Таким образом, мРЛ имеют более быструю миграцию, чем дРЛ, и могут быть обнаружены как отдельные пятна при высыхании пластин и окрашивании α-нафтолом.

Описанный здесь метод выявления mRL и dRL методом TLC основан на ранее опубликованной статье17, который прост в исполнении и не требует дорогостоящего оборудования. Этот метод оказался полезным для обнаружения ЛЛ в различных изолятах 13 P. aeruginosa с использованием соответствующего контроля, такого как мутант, полученный из P. aeruginosa, неспособный продуцировать РЛ. Тем не менее, это не является предпочтительным методом для характеристики новых биоповерхностно-активных веществ, продуцируемых бактериями, отличными от Pseudomonas aeruginosa, из-за их недостаточной специфичности.

Кроме того, представлен метод количественной оценки рамнозных эквивалентов общего RL, экстрагированного из надосадочной жидкости культуры P. aeruginosa . Этот метод количественно определяет эти биоповерхностно-активные вещества на основе реакции орцина с восстановительными сахарами, в результате чего получается продукт, который может быть измерен спектрофотометрически при длине волны 421 нм, как описано ранее18. Поскольку реакция с орцинолом не является специфичной для рамнозы, важно выполнять этот метод с RL, экстрагированным из надосадочной жидкости культуры, которая не содержит значительных количеств других сахарсодержащих молекул, таких как липополисахариды (ЛПС). Для жидкой экстракции RL18 здесь используется подкисленная смесь хлороформа/метанола, но также можно использовать этилацетат, а твердофазная экстракция (SPE) дает оченьхорошие результаты. Описанный здесь метод орцина не требует сложного оборудования и может обеспечить надежные результаты, если его применять с особой тщательностью при подготовке анализируемых образцов, как уже говорилось. Чтобы обеспечить надлежащую подготовку образца, важно включить мутант Pseudomonas aeruginosa rhlA , неспособный продуцировать RL20 , и выполнить три биологические и три технические репликации для каждого определения.

В литературе16,21 существуют значительные разногласия относительно определения RL методом орцинола, при этом некоторые исследования предполагают, что продукция RL завышена и что анализу не хватает специфичности для рамнозы, что потенциально обнаруживает другие сахара. Тем не менее, мы демонстрируем здесь, что описанные методы могут быть точными и специфичными при соответствующих условиях. Кроме того, для сравнения с процедурами, описанными в этой статье, мы используем UPLC-MS/MS обнаружение стандарта dRL и демонстрируем, что аналогичные результаты получены с помощью метода орцина. Подробный протокол количественного определения RL с использованием этого метода включен в Дополнительный файл 1.

Эти протоколы иллюстрируются типовыми штаммами PAO1 (филогруппа 1), PA14 (филогруппа 2) и PA7 (филогруппа 3). Эти штаммы были выбраны потому, что они хорошо охарактеризованы и продуцируют различные профили RL.

Protocol

Эта процедура схематизирована на дополнительном рисунке 1. Реагенты и оборудование, использованные для исследования, перечислены в Таблице материалов. 1. Обнаружение mRL и dRL в супернатантах культуры P. aeruginosa с помощью TLC <o…

Representative Results

В данной статье были использованы три различных типовых штамма P. aeruginosa для представления трех филогрупп, каждая из которых имеет различные уровни продукции RL и пропорции mRL и dRL. Эти штаммы включают PAO1 (раневой изолят из Австралии, 1955-22), PA14 (растительный изолят из США, 1977-23) и P…

Discussion

Наиболее точным методом обнаружения и количественного определения RL является ВЭЖХ в сочетании с масс-спектрометрией (MS)7,8,27; Однако для этого требуется специализированное и дорогостоящее оборудование, которое может быть недоступно мн…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Лаборатория GSCh частично поддерживается грантами IN201222 от Programa de Apoyo a Proyectos de Investigación e Innovación Tecnológica (PAPIIT), Dirección General de Asuntos del Personal Académico -UNAM.

Materials

1-NAPHTHOL SIGMA-ALDRICH 70442
ACETIC ACID J.T. BAKER 9508-02
CENTRIFUGE For centrifuging tubes 1.5 mL and  50 mL
CHLOROFORM J.T. BAKER 9180-02
DRYING OVEN
ETHER J.T. BAKER 9244-02
GLASS PIPETTE SIGMA-ALDRICH CLS706510
HYDROCHLORIC ACID J.T. BAKER 5622-02
LB
L-RHAMNOSE MONOHYDRATE SIGMA-ALDRICH R-3875
METHANOL J.T. BAKER 9049-02
ORCINOL MONOHYDRATE SIGMA-ALDRICH O1875
PPGAS Broth Tris HCL (0.12M), Potassium Chloride ( 0.02M) Ammonium Chloride (0.02M),  Peptone (1%), pH 7.4   Autoclaved. Add  Glucose (5%) and Magnesium Sulfate (0.0016M)
QUARTZ CELL (CUVETTE) SIGMA-ALDRICH Z276669
RECTANGULAR TLC DEVELOPING TANK FISHER SCIENTIFIC K4161801020
RHAMNOLIPIDS  SIGMA-ALDRICH R-90
SPECTROPHOTOMETER VIS
SPRAYER SIGMA-ALDRICH Z529710-1EA
SULFURIC ACID J.T. BAKER 9681-02
TES TUBES 5mL CORNING 352002
TLC SILICA GEL 60 F254 MERCK 1.05554.0001
WATER BATH > 80 °C

References

  1. Moradali, M. F., Ghods, S., Rehm, B. H. A. Pseudomonas aeruginosa lifestyle: A paradigm for adaptation, survival, and persistence. Frontiers in Cell Infection and Microbiology. 7, 1-29 (2017).
  2. Gellatly, S. L., Hancock, R. E. W. Pseudomonas aeruginosa: New insights into pathogenesis and host defenses. Pathogens and Disease. 67 (3), 159-173 (2013).
  3. Williams, P., Cámara, M. Quorum sensing and environmental adaptation in Pseudomonas aeruginosa: a tale of regulatory networks and multifunctional signal molecules. Current Opinion in Microbiology. 12 (2), 182-191 (2009).
  4. Soberón-Chávez, G., González-Valdez, A., Soto-Aceves, M. P., Cocotl-Yañez, M. Rhamnolipids produced by Pseudomonas: From molecular genetics to the market. Microbial Biotechnology (MBT). 14 (1), 136-146 (2021).
  5. Freschi, L., et al. The Pseudomonas aeruginosa pan-genome provides new insights on its population structure, horizontal gene transfer, and pathogenicity. Genome Biology and Evolution. 11 (1), 109-120 (2019).
  6. Quiroz-Morales, S. E., García-Reyes, S., Ponce-Soto, G. Y., Servin-Gonzalez, L. Tracking the origins of Pseudomonas aeruginosa phylogroups by diversity and evolutionary analysis of important pathogenic marker genes. Diversity. 14 (5), 345 (2022).
  7. Déziel, E., et al. Liquid chromatography/mass spectrometry analysis of mixtures of rhamnolipids produced by Paeudomonas aeruginosa strain 57RP grown on mannitol or naphthalene. Biochemistry and Biophysic Acta. 1440 (2-3), 244-252 (1999).
  8. Abdel-Mawgoud, A. M., Lépine, F., Déziel, E. Rhamnolipids: Diversity of structures, microbial origins, and roles. Applied Microbiology and Biotechnology. 86 (5), 1323-1336 (2010).
  9. Toribio, J., Escalante, A. E., Soberón-Chávez, G. Production of rhamnolipids in bacteria other than Pseudomonas aeruginosa. European Journal of Lipid Science and Technology. 112, 1082-1087 (2010).
  10. Filbig, M., et al., Soberón-Chávez, G., et al. Metabolic and process engineering on the edge-Rhamnolipids are a true challenge: A review. Biosurfactants. Foundations and Frontiers in Enzymology. , 157-181 (2023).
  11. Noll, P., et al. Limits for sustainable biosurfactant production: Techno-economic and environmental assessment of a rhamnolipid production process. Bioresource Technology. 25, 101767 (2024).
  12. García-Reyes, S., Cocotl-Yañez, M., González-Valdez, A., Servín-González, L., Soberón Chávez, G. The PqsR-independent quorum-sensing response of Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027 outlier-strain reveals new insights on the PqsE effect on RhlR activity. Molecular Microbiology. 116 (4), 1113-1123 (2021).
  13. Grosso-Becerra, M. V., et al. Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027 is a non-virulent strain suitable for mono-rhamnolipids production. Applied Microbiology and Biotechnology. 100 (23), 9995-10004 (2016).
  14. Gutiérrez-Gómez, U., Soto-Aceves, M. P., Servín-González, L., Soberón-Chávez, G. Overproduction of rhamnolipids in Pseudomonas aeruginosa PA14 by redirection of the carbon flux from polyhydroxyalcanoate synthesis and overexpression of the rhlAB-R operon. Biotechnology Letters. 40 (11), 1561-1566 (2018).
  15. Zibek, S., Soberón-Chávez, G., Hausmann, R., Henkel, M. Overview on glycosylated lipids produced by bacteria and fungi: Rhamno-, Sophoro-, Mannosylerythritol and Cellobiose Lipids. Biosurfactants for a Biobased. Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology. , 181 (2022).
  16. Twigg, M. S., et al. Microbial biosurfactant research: time to improve the rigour in the reporting of synthesis, functional characterization and process development. Microbial Biotechnology. 14 (1), 147-170 (2021).
  17. Matsuyama, T., Sogawa, M., Yano, I. Direct colony thin layer chromatography and rapid characterization of Serratia marscescens wetting agents. Applied and Environmental Microbiology. 53 (5), 1186-1188 (1987).
  18. Chandrasekaran, E. V., Bemiller, J. N. Constituent analyses of glycosaminoglycans. Methods on Carbohydrate Chemistry. 8, 89-96 (1980).
  19. Behrens, B., Engelen, J., Tiso, T., Blank, L. M., Hayen, H. Characterization of rhamnolipids by liquid chromatography/mass spectrometry after solid-phase extraction. Analytic and Bioanalytic Chemistry. 408 (10), 2505-2514 (2016).
  20. Rahim, R., et al. Cloning and functional characterization of the Pseudomonas aeruginosa rhlC gene that encodes rhamnosyltransferase 2, an enzyme responsible for di-rhamnolipid biosynthesis. Molecular Microbiology. 40 (3), 708-718 (2001).
  21. Irorere, V. U., Tripathi, L., Marchant, R., McClean, S., Banat, I. M. Microbial rhamnolipid production: A critical re-evaluation of published data and suggested future publication criteria. Applied Microbiology and Biotechnology. 101 (10), 3941-3951 (2017).
  22. Holloway, B. W. Genetic Recombination in Pseudomonas aeruginosa. Journal of General Microbiology. 13 (3), 572-581 (1955).
  23. Mathee, K. Forensic investigaction into the origin of Pseudomonas aeruginosa PA14-old but not lost. Journal of Medical Microbiology. 67 (8), 1019-1021 (2018).
  24. Roy, P. H., et al. Complete genome sequence of the multiresistant taxonomic outlier Pseudomonas aeruginosa PA7. PLoS ONE. 5, e8842 (2010).
  25. Zhang, Y., Miller, R. M. Enhanced octadecane dispersion and biodegradation by a Pseudomonas rhamnolipid surfactant (biosurfactant). Applied and Environmental Microbiology. 58 (10), 3276-3282 (1992).
  26. Miller, J. . Experiments in Molecular Genetics. , 352-355 (1992).
  27. Abdel-Mawgoud, A. M., Lépine, F., Déziel, E. Liquid chromatography/mass spectrometry for the identification and quantification of rhamnolipids. Pseudomonas Methods and Protocols. 30, 359-373 (2014).
  28. Lee, D. G., et al. Genomic analysis reveals that Pseudomonas aeruginosa virulence is combinatorial. Genome Biology. 7 (10), 90 (2006).
  29. Kubicki, S., et al. A straightforward assay for screening and quantification of biosurfactants in microbial culture supernatants. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 958 (2020).

Play Video

Cite This Article
González-Valdez, A., Hernández-Pineda, J., Soberón-Chávez, G. Detection and Quantification of Mono-Rhamnolipids and Di-Rhamnolipids Produced by Pseudomonas aeruginosa. J. Vis. Exp. (205), e65934, doi:10.3791/65934 (2024).

View Video