Summary

الكشف عن وقياس الدهون الأحادية والدهون الثنائية التي تنتجها الزائفة الزنجارية

Published: March 29, 2024
doi:

Summary

تنتج الزائفة الزنجارية المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي للرامنوليبيد. يكتشف كروماتوغرافيا الطبقة الرقيقة ويحدد نسبة الدهون الأحادية والثنائية التي تنتجها كل سلالة. يتضمن القياس الكمي لإجمالي الرامنوليبيدات تقييم مكافئات الرامنوز الموجودة في هذه المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي المستخرجة من المواد الطافية المستزرعة باستخدام طريقة الأورسينول.

Abstract

البكتيريا البيئية Pseudomonas aeruginosa هي مسببات الأمراض الانتهازية مع مقاومة عالية للمضادات الحيوية التي تمثل خطرا على الصحة. تنتج هذه البكتيريا مستويات عالية من المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي المعروفة باسم rhamnolipids (RL) ، وهي جزيئات ذات قيمة تقنية حيوية كبيرة ولكنها مرتبطة أيضا بسمات الفوعة. وفي هذا الصدد، قد يكون الكشف عن الرخصة وتحديدها كميا مفيدا لكل من تطبيقات التكنولوجيا الأحيائية ومشاريع البحوث الطبية الحيوية. في هذه المقالة ، نوضح خطوة بخطوة تقنية الكشف عن إنتاج شكلين من RL التي تنتجها P. aeruginosa باستخدام كروماتوغرافيا الطبقة الرقيقة (TLC): أحادي الرامنوليبيد (mRL) ، والجزيئات المكونة من ديمر من الأحماض الدهنية (بشكل رئيسي C10-C10) مرتبطة بجزء واحد من rhamnose ، و di-rhamnolipids (dRL) ، وهي جزيئات تتكون من ثنائي حمض دهني مماثل مرتبط بشقين من rhamnose. بالإضافة إلى ذلك ، نقدم طريقة لقياس الكمية الإجمالية ل RL بناء على التحلل المائي الحمضي لهذه المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي المستخرجة من طاف ثقافة P. aeruginosa والكشف اللاحق عن تركيز الرامنوز الذي يتفاعل مع الأورسينول. يمكن استخدام الجمع بين كلتا التقنيتين لتقدير التركيز التقريبي ل mRL و dRL الناتج عن سلالة معينة ، كما هو موضح هنا مع سلالات النوع PAO1 (مجموعة الفيلوغروب 1) و PA14 (مجموعة الفيلو 2) و PA7 (مجموعة الفيلو 3).

Introduction

Pseudomonas aeruginosa هي بكتيريا بيئية وممرض انتهازي يثير قلقا كبيرا بسبب إنتاجها للسمات المرتبطة بالفوعة ومقاومتها العاليةللمضادات الحيوية 1,2. المستقلب الثانوي المميز الذي تنتجه هذه البكتيريا هو RL الفاعل بالسطح الحيوي ، والذي يتم إنتاجه بطريقة منسقة مع العديد من السمات المرتبطة بالفوعة مثل فينازين بيوسيانين ، وهو مضاد حيوي له نشاط الأكسدة والاختزال ، والإيلاستاز البروتياز3. تم استغلال خصائص الشد النشط والاستحلاب ل RL في تطبيقات صناعية مختلفة ويتم تسويقها حاليا4.

تنتج معظم سلالات P. aeruginosa ، التي تنتمي إلى المجموعتين 1 و 2 ، نوعين من RL: mRL ، والذي يتكون من جزء واحد من rhamnose مرتبط بحمض دهني ثنائي بشكل أساسي من 10 ذرات كربون ، و dRL ، الذي يحتوي على جزء رامنوز إضافي مرتبط بالرامنوزالأول 4 (انظر الشكل 1). ومع ذلك ، فقد تم الإبلاغ عن أن مجموعتين صغيرتين من P. aeruginosa (المجموعتان 3 و 5) تنتجان فقطmRL 5,6. يحتوي نوعان من RL على خليط من دايمرات الأحماض الدهنية ، والتي ، كما ذكرنا ، هي C10-C10 بشكل أساسي ، ولكن يتم أيضا إنتاج نسب أصغر من الجزيئات التي تحتوي على ثنائيات C12-C10 و C12-C12 و C10-C12: 1. تم الإبلاغ عن توصيف متجانسات RL التي تنتجها سلالات مختلفة باستخدام HPLC MS / MS 7,8. يمكن للطرق الموصوفة في هذا العمل أن تفرق فقط بين mRL و dRL ولكن لا يمكن استخدامها لتوصيف متجانسات RL.

P. aeruginosa وبعض أنواع Burkholderia هي منتجة طبيعية ل RL9 ، لكن البكتيريا السابقة هي المنتج الأكثر كفاءة. ومع ذلك ، يتم إنتاج RL المستخدم تجاريا حاليا في مشتقات Pseudomonas putida KT2440 التي تعبر عن جينات P. aeruginosa لتجنب استخدام هذا العامل الممرض الانتهازي10,11. إن الكشف عن RL التي تنتجها P. aeruginosa وقياسها الكمي لهما أهمية كبيرة لدراسة الآليات الجزيئية المشاركة في التعبير عن السمات المرتبطة بالفوعة12 ، وفي توصيف السلالات التي تنتمي إلى clades 3 أو 513 ، ولبناء مشتقات P. aeruginosa التي تفرط في إنتاج هذه المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي مع تقليل الفوعة14. تم الكشف عن إنتاج المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي بواسطة الكائنات الحية الدقيقة المختلفة بناء على بعض الخصائص العامة لهذه المركبات ، مثل طريقة إسقاط الانهيار أو مؤشر الاستحلاب15 ، ولكن هذه الطرق ليست دقيقة ولا محددة16.

هنا ، نصف بروتوكول الكشف عن mRL و dRL باستخدام الاستخلاص السائل لإجمالي RL من طافات الاستزراع لمختلف سلالات P. aeruginosa وفصل كلا النوعين من RL باستخدام TLC. في هذه الطريقة ، يتم فصل RL المستخرج من طافي الاستزراع عن طريق قابليتها للذوبان التفاضلي في المذيبات المستخدمة في TLC ، مما يتسبب في الهجرة التفاضلية على لوحة هلام السيليكا. وبالتالي ، فإن mRL لها هجرة أسرع من dRL ، ويمكن اكتشافها كبقع منفصلة عندما يتم تجفيف الألواح وتلطيخها ب α-naphthol.

تعتمد الطريقة الموضحة هنا للكشف عن mRL و dRL بواسطة TLC على مقالة منشورة مسبقا17 ، وهي سهلة الأداء ولا تتطلب معدات باهظة الثمن. كانت هذه الطريقة مفيدة للكشف عن RL في مختلف عزلات P. aeruginosa 13 باستخدام الضوابط المناسبة ، مثل طفرة مشتقة من P. aeruginosa غير قادرة على إنتاج RL. ومع ذلك ، فهي ليست الطريقة المفضلة لتوصيف المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي الجديدة التي تنتجها بكتيريا أخرى غير Pseudomonas aeruginosa بسبب افتقارها إلى الخصوصية.

بالإضافة إلى ذلك ، يتم تقديم طريقة لتحديد مكافئات rhamnose لإجمالي RL المستخرج من طاف P. aeruginosa . تحدد هذه الطريقة كمية هذه المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي بناء على تفاعل الأورسينول مع السكريات المختزلة ، مما ينتج عنه منتج يمكن قياسه طيفيا عند 421 نانومتر ، كما هو موضح سابقا18. نظرا لأن التفاعل مع الأورسينول ليس خاصا بالرامنوز ، فمن المهم إجراء هذه الطريقة باستخدام RL المستخرج من طاف الثقافة الذي لا يحتوي على كميات كبيرة من الجزيئات الأخرى المحتوية على السكر ، مثل عديدات السكاريد الدهنية (LPS). يتم استخدام خليط الكلوروفورم / الميثانول المحمض هنا لاستخراج السائل من RL18 ، ولكن يمكن أيضا استخدام أسيتات الإيثيل ، واستخراج الطور الصلب (SPE) يعطي نتائج جيدة جدا19. لا تتطلب طريقة الأورسينول الموصوفة هنا معدات متطورة ويمكن أن توفر نتائج موثوقة إذا تم إجراؤها بعناية خاصة في إعداد العينات التي تم تحليلها ، كما تمت مناقشته. لضمان التحضير السليم للعينة ، من المهم تضمين طفرة Pseudomonas aeruginosa rhlA غير قادرة على إنتاج RL20 وإجراء ثلاث نسخ بيولوجية وثلاث نسخ تقنية لكل تحديد.

كان هناك جدل كبير في الأدبيات16،21فيما يتعلق بتحديد RL بواسطة طريقة orcinol ، مع بعض الدراسات التي تشير إلى أن إنتاج RL مبالغ فيه وأن الفحص يفتقر إلى خصوصية الرامنوز ، مما قد يكشف عن السكريات الأخرى. ومع ذلك ، فإننا نوضح هنا أن الطرق الموصوفة يمكن أن تكون دقيقة ومحددة في ظل الظروف المناسبة. علاوة على ذلك ، للمقارنة مع الإجراءات الموضحة في هذه المقالة ، نستخدم اكتشاف UPLC-MS / MS لمعيار dRL ونثبت أنه يتم الحصول على نتائج مماثلة باستخدام طريقة orcinol. ويرد البروتوكول المفصل لقياس RL كميا باستخدام هذه الطريقة في الملف التكميلي 1.

يتم تمثيل هذه البروتوكولات باستخدام سلالات النوع PAO1 (مجموعة الفيلوغروب 1) و PA14 (مجموعة الفيلوغروب 2) و PA7 (مجموعة الفيلو 3). تم اختيار هذه السلالات لأنها تتميز بشكل جيد وتنتج ملفات تعريف RL مختلفة.

Protocol

تم تخطيط هذا الإجراء في الشكل التكميلي 1. يتم سرد الكواشف والمعدات المستخدمة للدراسة في جدول المواد. 1. الكشف عن mRL و dRL في طافات ثقافة P. aeruginosa باستخدام TLC ابدأ بمرق الطرد المركزي لسلالة P. aeruginosa ذات الأهمية ، المزروع?…

Representative Results

في هذه المقالة ، تم استخدام ثلاث سلالات مختلفة من نوع P. aeruginosa لتمثيل ثلاث مجموعات فيلو ، لكل منها مستويات إنتاج RL مختلفة ونسب mRL و dRL. تشمل هذه السلالات PAO1 (عزل الجرح من أستراليا ، 195522) ، PA14 (عزل نباتي من الولايات المتحدة الأمريكية ، 197723) ، و PA7 (عزل سريري من الأرجنتين ،…

Discussion

الطريقة الأكثر دقة للكشف عن RL وقياسه هي HPLC إلى جانب قياس الطيف الكتلي (MS)7،8،27 ؛ ومع ذلك ، فإنه يتطلب معدات متخصصة ومكلفة قد لا تكون في متناول العديد من الباحثين. يمكن إجراء الطرق الموصوفة هنا بشكل روتيني باستخدام المواد والمعدات المختبرية …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

يتم دعم مختبر GSCh جزئيا من خلال منحة IN201222 من برنامج دعم ومشاريع البحث والابتكار التكنولوجي (PAPIIT) ، المديرية العامة ل Asuntos del Personal Académico – UNAM.

Materials

1-NAPHTHOL SIGMA-ALDRICH 70442
ACETIC ACID J.T. BAKER 9508-02
CENTRIFUGE For centrifuging tubes 1.5 mL and  50 mL
CHLOROFORM J.T. BAKER 9180-02
DRYING OVEN
ETHER J.T. BAKER 9244-02
GLASS PIPETTE SIGMA-ALDRICH CLS706510
HYDROCHLORIC ACID J.T. BAKER 5622-02
LB
L-RHAMNOSE MONOHYDRATE SIGMA-ALDRICH R-3875
METHANOL J.T. BAKER 9049-02
ORCINOL MONOHYDRATE SIGMA-ALDRICH O1875
PPGAS Broth Tris HCL (0.12M), Potassium Chloride ( 0.02M) Ammonium Chloride (0.02M),  Peptone (1%), pH 7.4   Autoclaved. Add  Glucose (5%) and Magnesium Sulfate (0.0016M)
QUARTZ CELL (CUVETTE) SIGMA-ALDRICH Z276669
RECTANGULAR TLC DEVELOPING TANK FISHER SCIENTIFIC K4161801020
RHAMNOLIPIDS  SIGMA-ALDRICH R-90
SPECTROPHOTOMETER VIS
SPRAYER SIGMA-ALDRICH Z529710-1EA
SULFURIC ACID J.T. BAKER 9681-02
TES TUBES 5mL CORNING 352002
TLC SILICA GEL 60 F254 MERCK 1.05554.0001
WATER BATH > 80 °C

References

  1. Moradali, M. F., Ghods, S., Rehm, B. H. A. Pseudomonas aeruginosa lifestyle: A paradigm for adaptation, survival, and persistence. Frontiers in Cell Infection and Microbiology. 7, 1-29 (2017).
  2. Gellatly, S. L., Hancock, R. E. W. Pseudomonas aeruginosa: New insights into pathogenesis and host defenses. Pathogens and Disease. 67 (3), 159-173 (2013).
  3. Williams, P., Cámara, M. Quorum sensing and environmental adaptation in Pseudomonas aeruginosa: a tale of regulatory networks and multifunctional signal molecules. Current Opinion in Microbiology. 12 (2), 182-191 (2009).
  4. Soberón-Chávez, G., González-Valdez, A., Soto-Aceves, M. P., Cocotl-Yañez, M. Rhamnolipids produced by Pseudomonas: From molecular genetics to the market. Microbial Biotechnology (MBT). 14 (1), 136-146 (2021).
  5. Freschi, L., et al. The Pseudomonas aeruginosa pan-genome provides new insights on its population structure, horizontal gene transfer, and pathogenicity. Genome Biology and Evolution. 11 (1), 109-120 (2019).
  6. Quiroz-Morales, S. E., García-Reyes, S., Ponce-Soto, G. Y., Servin-Gonzalez, L. Tracking the origins of Pseudomonas aeruginosa phylogroups by diversity and evolutionary analysis of important pathogenic marker genes. Diversity. 14 (5), 345 (2022).
  7. Déziel, E., et al. Liquid chromatography/mass spectrometry analysis of mixtures of rhamnolipids produced by Paeudomonas aeruginosa strain 57RP grown on mannitol or naphthalene. Biochemistry and Biophysic Acta. 1440 (2-3), 244-252 (1999).
  8. Abdel-Mawgoud, A. M., Lépine, F., Déziel, E. Rhamnolipids: Diversity of structures, microbial origins, and roles. Applied Microbiology and Biotechnology. 86 (5), 1323-1336 (2010).
  9. Toribio, J., Escalante, A. E., Soberón-Chávez, G. Production of rhamnolipids in bacteria other than Pseudomonas aeruginosa. European Journal of Lipid Science and Technology. 112, 1082-1087 (2010).
  10. Filbig, M., et al., Soberón-Chávez, G., et al. Metabolic and process engineering on the edge-Rhamnolipids are a true challenge: A review. Biosurfactants. Foundations and Frontiers in Enzymology. , 157-181 (2023).
  11. Noll, P., et al. Limits for sustainable biosurfactant production: Techno-economic and environmental assessment of a rhamnolipid production process. Bioresource Technology. 25, 101767 (2024).
  12. García-Reyes, S., Cocotl-Yañez, M., González-Valdez, A., Servín-González, L., Soberón Chávez, G. The PqsR-independent quorum-sensing response of Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027 outlier-strain reveals new insights on the PqsE effect on RhlR activity. Molecular Microbiology. 116 (4), 1113-1123 (2021).
  13. Grosso-Becerra, M. V., et al. Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027 is a non-virulent strain suitable for mono-rhamnolipids production. Applied Microbiology and Biotechnology. 100 (23), 9995-10004 (2016).
  14. Gutiérrez-Gómez, U., Soto-Aceves, M. P., Servín-González, L., Soberón-Chávez, G. Overproduction of rhamnolipids in Pseudomonas aeruginosa PA14 by redirection of the carbon flux from polyhydroxyalcanoate synthesis and overexpression of the rhlAB-R operon. Biotechnology Letters. 40 (11), 1561-1566 (2018).
  15. Zibek, S., Soberón-Chávez, G., Hausmann, R., Henkel, M. Overview on glycosylated lipids produced by bacteria and fungi: Rhamno-, Sophoro-, Mannosylerythritol and Cellobiose Lipids. Biosurfactants for a Biobased. Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology. , 181 (2022).
  16. Twigg, M. S., et al. Microbial biosurfactant research: time to improve the rigour in the reporting of synthesis, functional characterization and process development. Microbial Biotechnology. 14 (1), 147-170 (2021).
  17. Matsuyama, T., Sogawa, M., Yano, I. Direct colony thin layer chromatography and rapid characterization of Serratia marscescens wetting agents. Applied and Environmental Microbiology. 53 (5), 1186-1188 (1987).
  18. Chandrasekaran, E. V., Bemiller, J. N. Constituent analyses of glycosaminoglycans. Methods on Carbohydrate Chemistry. 8, 89-96 (1980).
  19. Behrens, B., Engelen, J., Tiso, T., Blank, L. M., Hayen, H. Characterization of rhamnolipids by liquid chromatography/mass spectrometry after solid-phase extraction. Analytic and Bioanalytic Chemistry. 408 (10), 2505-2514 (2016).
  20. Rahim, R., et al. Cloning and functional characterization of the Pseudomonas aeruginosa rhlC gene that encodes rhamnosyltransferase 2, an enzyme responsible for di-rhamnolipid biosynthesis. Molecular Microbiology. 40 (3), 708-718 (2001).
  21. Irorere, V. U., Tripathi, L., Marchant, R., McClean, S., Banat, I. M. Microbial rhamnolipid production: A critical re-evaluation of published data and suggested future publication criteria. Applied Microbiology and Biotechnology. 101 (10), 3941-3951 (2017).
  22. Holloway, B. W. Genetic Recombination in Pseudomonas aeruginosa. Journal of General Microbiology. 13 (3), 572-581 (1955).
  23. Mathee, K. Forensic investigaction into the origin of Pseudomonas aeruginosa PA14-old but not lost. Journal of Medical Microbiology. 67 (8), 1019-1021 (2018).
  24. Roy, P. H., et al. Complete genome sequence of the multiresistant taxonomic outlier Pseudomonas aeruginosa PA7. PLoS ONE. 5, e8842 (2010).
  25. Zhang, Y., Miller, R. M. Enhanced octadecane dispersion and biodegradation by a Pseudomonas rhamnolipid surfactant (biosurfactant). Applied and Environmental Microbiology. 58 (10), 3276-3282 (1992).
  26. Miller, J. . Experiments in Molecular Genetics. , 352-355 (1992).
  27. Abdel-Mawgoud, A. M., Lépine, F., Déziel, E. Liquid chromatography/mass spectrometry for the identification and quantification of rhamnolipids. Pseudomonas Methods and Protocols. 30, 359-373 (2014).
  28. Lee, D. G., et al. Genomic analysis reveals that Pseudomonas aeruginosa virulence is combinatorial. Genome Biology. 7 (10), 90 (2006).
  29. Kubicki, S., et al. A straightforward assay for screening and quantification of biosurfactants in microbial culture supernatants. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 958 (2020).

Play Video

Cite This Article
González-Valdez, A., Hernández-Pineda, J., Soberón-Chávez, G. Detection and Quantification of Mono-Rhamnolipids and Di-Rhamnolipids Produced by Pseudomonas aeruginosa. J. Vis. Exp. (205), e65934, doi:10.3791/65934 (2024).

View Video