استجواب تفاعلات الخلايا الخلوية في الغدة اللعابية عبر تصوير الخلايا الحية خارج الجسم الحي
Summary
التصوير المناعي الفلوري مقيد بالقدرة على مراقبة العمليات البيولوجية المعقدة التي تعتمد على الوقت في لقطة واحدة فقط في الوقت المناسب. تحدد هذه الدراسة نهج التصوير المباشر الذي تم إجراؤه على شرائح الغدة تحت الفك السفلي للفأر المقطوعة بدقة. يسمح هذا النهج بالمراقبة في الوقت الفعلي للتفاعلات بين الخلايا الخلوية أثناء الاتزان الداخلي وعمليات التجديد والإصلاح.
Abstract
تجديد الغدد اللعابية هو عملية معقدة تنطوي على تفاعلات معقدة بين أنواع الخلايا المختلفة. سلطت الدراسات الحديثة الضوء على الدور المحوري الذي تلعبه البلاعم في دفع الاستجابة المتجددة. ومع ذلك ، فقد اعتمد فهمنا لهذا الدور الحاسم في المقام الأول على وجهات النظر الثابتة التي تم الحصول عليها من خزعات الأنسجة الثابتة. للتغلب على هذا القيد واكتساب نظرة ثاقبة لهذه التفاعلات في الوقت الفعلي ، تحدد هذه الدراسة بروتوكولا شاملا لزراعة أنسجة الغدد اللعابية خارج الجسم الحي والتقاط صور حية لهجرة الخلايا.
يتضمن البروتوكول عدة خطوات رئيسية: أولا ، يتم تقطيع أنسجة الغدد اللعابية تحت الفك السفلي للفأر بعناية باستخدام اهتزاز ثم يتم زراعتها في واجهة الهواء والسائل. يمكن إصابة هذه الشرائح عمدا ، على سبيل المثال ، من خلال التعرض للإشعاع ، لإحداث تلف خلوي وتحفيز الاستجابة المتجددة. لتتبع خلايا معينة ذات أهمية ، يمكن تصنيفها داخليا ، مثل استخدام أنسجة الغدد اللعابية التي تم جمعها من الفئران المعدلة وراثيا حيث يتم تمييز بروتين معين ببروتين الفلورسنت الأخضر (GFP). بدلا من ذلك ، يمكن استخدام الأجسام المضادة المقترنة بالفلورسنت لتلطيخ الخلايا التي تعبر عن علامات سطح خلية معينة ذات أهمية. بمجرد تحضيرها ، تخضع شرائح الغدد اللعابية للتصوير المباشر باستخدام نظام تصوير متحد البؤر عالي المحتوى على مدار 12 ساعة ، مع التقاط الصور كل 15 دقيقة. ثم يتم تجميع الصور الناتجة لإنشاء فيلم ، والذي يمكن تحليله لاحقا لاستخراج معلمات سلوك الخلية القيمة. توفر هذه الطريقة المبتكرة للباحثين أداة قوية للتحقيق في تفاعلات البلاعم داخل الغدة اللعابية بعد الإصابة وفهمها بشكل أفضل ، وبالتالي تعزيز معرفتنا بعمليات التجدد التي تلعب دورا في هذا السياق البيولوجي الديناميكي.
Introduction
لقد ثبت أن البلاعم تلعب أدوارا متزايدة الأهمية في عمليات التجديد والإصلاح ، وتمتد إلى ما وراء وظيفتها المناعية الكلاسيكية1،2. في الواقع ، تشارك البلاعم في عدد كبير من العمليات المتعلقة بالتجديد ، وتظهر نشاطا تنظيميا حاسما في جميع مراحل الإصلاح ، بالإضافة إلى تكوين الندبة والتليف 3,4. البلاعم المقيمة في الأنسجة هي أنواع خلايا غير متجانسة للغاية مع آليات معقدة تقود الأنماط الظاهرية الخلوية المتنوعة ، وتلعب أدوارا أساسية في تطور الأعضاء ووظيفتها وتوازنها (كما تمت مراجعته في5). تنشأ البلاعم المقيمة في الأنسجة في البداية من السلائف في كيس الصفار وكبد الجنين ، ويتم استبدالها لاحقا بالانتشار أو عن طريق وحيدات الدم المشتقة من نخاع العظام بمعدلات متفاوتة ، اعتمادا على طول عمر البلاعم الموجودة والأنسجة أو المكانة التي يقيمون فيها 6,7.
الأهم من ذلك ، أن البلاعم المقيمة في الأنسجة منتشرة في جميع الأنسجة وتساهم في وظائف الأعضاء المتنوعة. يتم برمجتها بشكل فريد من خلال بيئتها الدقيقة لأداء وظائف متخصصة. لهذا السبب ، فإن توطين البلاعم داخل الأنسجة يوفر نظرة ثاقبة لوظيفتها ، مع وجود مجموعات فريدة لوحظت في الرئة والغدة الثديية والأمعاء والجلد والعضلات8،9،10. أثناء نمو الغدة الثديية ، ترتبط الضامة الأقنية ارتباطا وثيقا بشجرة الأقنية ، ويؤدي استنزافها إلى انخفاض كبير في التفرع11. علاوة على ذلك ، هناك حاجة إلى البلاعم للتشكل أثناء البلوغ والأسناخ في الحمل ، حيث يراقبون الظهارة بنشاط. في إصابة العضلات ، “تسكن” مجموعة معينة من البلاعم داخل موقع الإصابة ، مما يوفر مكانا عابرا توفر فيه الإشارات التي يسببها الانتشار اللازمة لتكاثر الخلايا الجذعية. وبالتالي ، فإنها تظهر الدور المتخصص لمجموعات البلاعم المتميزة في التحكم في عملية الإصلاح2. في الرئة ، تحدث ظاهرة مماثلة حيث تقوم الضامة الخلالية بالخلايا السنخية من النوع الثاني (AT2) بتحويل الخلايا السنخية من النوع الثاني (AT2) للتعبير عن الإنترلوكين (IL) – R1 لتحويلها إلى أسلاف عابرة مرتبطة بالضرر من خلال إطلاق IL-1B12. علاوة على ذلك ، أظهرت الأبحاث الحديثة أن البلاعم ضرورية لتجديد الغدة اللعابية تحت الفك السفلي للفأر (SMG) بعد إصابة التشعيع ، وفي غيابها ، يتعطل التجديد الظهاري13. مجتمعة ، تسلط هذه البيانات الضوء على أهمية تنشيط البلاعم ووظيفتها في المنافذ الالتهابية العابرة بعد إصابة الأنسجة ، وكذلك أثناء التوازن.
البلاعم هي خلايا نشطة ، وتتضمن وظائفها تفاعلات مع مجموعة متنوعة من أنواع الخلايا المختلفة ، بما في ذلك الاتصال المباشر بين الخليةوالخلية 14,15 ، بالإضافة إلى المزيد من الطرق غير المباشرة مثل إفراز العوامل القابلة للذوبان 2,16 ، والتي تعتبر ضرورية للتنظيم المتخصص. في حين أن التصوير المناعي الكلاسيكي مفيد للبدء في كشف هذه التفاعلات ، إلا أنه محدود من خلال تصوير لقطة واحدة فقط في الوقت المناسب ، وبالتالي حذف العديد من النقاط الزمنية الحاسمة لعملية تجديد ديناميكية للغاية17,18. نظرا لأن أهمية التوقيت وظهور موجات مختلفة من التجديد أصبحت أكثر تركيزا ، فمن الضروري تشريح هذه العمليات بمزيد من التفصيل.
العلاج الإشعاعي هو علاج منقذ للحياة للعديد من الأشخاص المصابين بالسرطان. في حين أن العلاج الإشعاعي غالبا ما يكون فعالا في تقليص الورم (الأورام) أو القضاء عليه ، إلا أنه يمكن أن يتلف الأنسجة السليمة الموجودة في مجال الإشعاع ويثير استجابة مناعية. يمكن أن تؤدي الإصابة الإشعاعية إلى تجنيد البلاعم السريع ، والاستجابات المناعية المباشرة وغير المباشرة19,20. غالبا ما يتم تشعيع الغدد اللعابية عن غير قصد أثناء علاج سرطان الرأس والرقبة21,22 ، مما يؤدي إلى تلف الظهارة وضمور الخلايا والتليف23,24 ، مما يؤدي إلى جفاف الفم أو جفاف الفمالمزمن 25.
تتكون الغدة اللعابية من عدد كبير من أنواع الخلايا وهياكلها ، بما في ذلك على سبيل المثال لا الحصر الخلايا الظهارية (كل من الخلايا العنيبية المنتجة للعاب والخلايا الأقنية الناقلة للعاب) ، والخلايا الظهارية العضلية ، والخلايا السلفية الظهارية ، والأعصاب ، والأوعية الدموية ، والخلايا المناعية ، والخلايا الليفية ، والمصفوفة خارج الخلية (ECM). تم وصف دور واستجابة العديد من أنواع الخلايا هذه في الاستجابة التجديدية سابقا26،27،28،29،30. ومع ذلك، فإن كيفية تفاعل هذه الخلايا المختلفة أثناء الاتزان الداخلي والتجدد، وخاصة سلوك الخلايا المناعية مثل الخلايا البلعمية الكبيرة، أقل دراسة. تصف هذه المخطوطة طريقة تم إنشاؤها حديثا لدراسة التفاعلات الحية بين الضامة الرشاشة والخلايا الأخرى ذات الأهمية في الأنسجة خارج الجسم الحي . يتم تقطيع SMG على اهتزاز ، ملطخة لعلامات السطح ، ويتم تصويرها لمدة تصل إلى 12 ساعة. باستخدام هذه الطريقة ، يمكن ملاحظة البلعمة للخلايا المحيطة بواسطة البلاعم ، ويمكن دراسة حركية هجرة البلاعم ، ويمكن إثبات التفاعلات المباشرة بين الخلايا الخلوية بين البلاعم والخلايا الظهارية.
Protocol
Representative Results
Discussion
تقدم القدرة على زراعة أنسجة الغدد اللعابية خارج الجسم الحي فرصة ممتازة لدراسة تفاعلات الخلايا الخلوية في سياق كل من التوازن والاستجابة للإصابة. على الرغم من أن التصوير داخل الجسم للغدة تحت الفك السفلي للفأر ممكن39,40 ، إلا أن هذه التقنية تعتمد على استخدام نماذج الفئران المراسل الفلورية لتسمية الخلايا ذات الأهمية داخليا ويجب إجراؤها تحت التخدير النهائي. هنا ، يتم وصف طريقة لزراعة شرائح الغدة تحت الفك السفلي خارج الجسم الحي ، والحفاظ على البنية الخلوية والتفاعلات بين الخلايا والخلايا. يعمل هذا النهج على تحسين تقنيات التصوير الحي الحالية ويوفر بديلا للتصوير داخل الجسم.
تعتمد صيانة الأنسجة على المدى الطويل باستخدام هذه التقنية على زراعة الشرائح في واجهة الهواء والسائل. من المحتمل أن تكون نماذج explant السابقة26,41 قد حققت ثقافة ناجحة لبضعة أيام فقط لأنها كانت مغمورة في وسائل الإعلام و “مخنوقة” بشكل أساسي. في المقابل ، يحافظ استخدام نظام ثقافة واجهة الهواء السائل على صحة الأنسجة وهيكلها لفترة طويلة ، مما يضمن تصويرا عالي الجودة. تعد طريقة تركيب شرائح SMG قبل التصوير ، مع كمية صغيرة من الوسائط وداخل غرفة محدودة المساحة للحفاظ على الشريحة مسطحة ، جزءا لا يتجزأ من نجاح التقنية. يعتمد تصور الخلايا في هذا الفحص على الفئران المراسلة المصنفة داخليا أو الأجسام المضادة المترافقة بالفلورسنت. إن وفرة نماذج الفئران المراسل الفلورية المعدلة وراثيا والأجسام المضادة المترافقة التي تستهدف أنواعا معينة من الخلايا ومجموعات فرعية تجعل هذه الطريقة مناسبة لاستكشاف التفاعلات المختلفة الخاصة بالخلايا.
في حين أن هذه الطريقة توفر نموذجا جيدا للأنسجة في الموقع وتؤدي الإصابة بالإشعاع خارج الجسم الحي إلى ضمور البنية العنيبية والقنوية ، على غرار ما يحدث في الجسم الحي13 ، لا يمكن تلخيص بعض العناصر خارج الجسم الحي. وتشمل هذه عدم وجود الأوعية الدموية العاملة والمدخلات العصبية ، فضلا عن عدم وجود خلايا التهابية متسللة. بالنظر إلى الدور الموثق جيدا للأوعية الدموية والأعصاب في توازن الغدد اللعابية وتجديدها26,42 وأهمية الخلايا المناعية المهاجرة43 ، مثل الخلايا التائية والبائية ، في وظيفة الغدد اللعابية ، والاستجابة للإصابة ، والعدوى ، والتسبب في متلازمة سجوجرن (SS) (كما تمت مراجعته في44) ، قد يفوت هذا الفحص بعض التفاعلات الخلوية المهمة. بالإضافة إلى ذلك ، قد يتم تفويت أحداث الهجرة السريعة جدا ، مثل الخلية القاتلة الطبيعية (NK)45 وحركة الخلايا المتغصنة (DC) 46 ، عن طريق التصوير كل 15 دقيقة. ومع ذلك ، يمكن تحسين فترات التصوير لدراسة تفاعلات الخلايا والخلايا المحددة ذات الأهمية ، والقدرة على التصوير في 3 أبعاد من خلال z-stacks تسمح بتقييم حركة الخلايا ثلاثية الأبعاد. يعد تركيب الأنسجة بشكل آمن أثناء التصوير أمرا بالغ الأهمية للقياس الكمي ، مثل قياسات تتبع الخلايا. علاوة على ذلك ، على الرغم من أن هذه الدراسة استخدمت أنسجة الفئران ، إلا أن البروتوكول يوفر طريقة قابلة للتطبيق لدراسة تفاعلات الخلايا الخلوية في الغدد اللعابية البشرية ، مما يولد معلومات متعدية قيمة لا يمكن الوصول إليها من خلال طرق أخرى.
في حين أن دور البلاعم المقيمة في الأنسجة في التوازن والتجديد قد تم إثباته في العديد من الأنسجة2،10،11،12 ، فإن دورها في الغدد اللعابية لا يزال دون إجابة إلى حد كبير. على الرغم من أنه من المعروف أن البلاعم ضرورية لتجديد الظهارة بعد إصابة التشعيع13 ، إلا أن الآليات الدقيقة الكامنة وراء هذا التأثير لا تزال غير معروفة. يتيح التصوير المباشر لشرائح الغدد اللعابية التصور في الوقت الفعلي وتحليل ديناميكيات الأنسجة المعقدة ، والتي غالبا ما يفوتها التصوير التقليدي متحد البؤر. بالإضافة إلى ذلك ، من الواضح أن البلاعم تخضع لتغييرات ديناميكية في الشكل أثناء أداء وظائف مختلفة في الجسم الحي47،48،49 ، ومن المحتمل أن يوفر هذا البروتوكول تمثيلا أفضل لهذه التغييرات من عرض ثابت نموذجي في الأنسجة الثابتة. يمكن للدراسات المستقبلية استخدام هذه التقنية للتحقق من كيفية تغير اتصال الخلية الخلوية عبر مسار التوازن والإصابة والتجديد / الحل. سيكون هذا النهج مفيدا لتوضيح مسارات الإشارات الرئيسية والأحداث التي قد تقدم في النهاية فوائد علاجية.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
يتم تمويل SE من خلال منحة Wellcome Trust 108906 / Z / 15 / Z ؛ يتم تمويل EE من خلال منحة UKRI / MRC MR / S005544 / 1 وزمالة المستشار من جامعة إدنبرة. يتم إنشاء الشكل 1A باستخدام BioRender.com.
Materials
| 0.4 µm filter cell culture inserts (Nunc) | Avantor/VWR | 734-2240 | Inserts pre-packed in 6-well multidishes, 20 mm × 25 mm |
| 24 well plate | Corning | 3524 | |
| 35 mm dish | Falcon | 353001 | |
| 6 well plate | Corning | 3516 | |
| Coverslips | Paul Marienfeld GmbH & Co. KG | 111650 | Deckglaser Cover Glasses 25 mm diameter |
| Double-sided sticker | Grace Bio-Labs | 654004 | SecureSeal Imaging Spacers SS1 x 13, 13 mm diameter x 0.12 mm depth, 25 mm x 25mm OD |
| EtOH | Scientific Laboratories Supplies | CHE1924 | Absolute ethanol (EtOH) AR, 99.7% |
| F4/80 antibody | Invitrogen | 17-4801-82 | F4/80 Monoclonal Antibody (BM8), APC, eBioscience |
| Forceps | Fine Science Tools | 91113-10 | Student Fine Forceps Straight Broad Shanks |
| Glass bottom 6 well plate | Cellvis | P06-1.5H-N | 6 well glass bottom plate with high performance #1.5 cover glass |
| Hanks Balanced Salt Solution (HBSS) | Life Technologies | 14025050 | +calcium +magnesium, no phenol red |
| Hoechst | Sigma Aldrich | 14533 | Alternative name: bisBenzimide H 33342 trihydrochloride |
| Ice box | Fisher Scientific | 11339623 | Azlon Polyurethane Ice Buckets with Lid |
| Imaging and analysis software | Harmony | ||
| Low Melting Agarose | Merck | A9414-25G | |
| Paintbrush | Watercolour brush, 10 mm x 2mm tip | ||
| Penicillin-Streptomycin | Sigma Aldrich | P4333 | 10,000 units penicillin and 10 mg streptomycin/mL, 0.1 μm filtered |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Life Technologies | 20012027 | |
| RPMI | ThermoFisher | 12634010 | Gibco Advanced DMEM/F-12 |
| Scalpel | Swann-Morton | Disposable scalpels, No. 11 blade | |
| Scissors | Fine Science Tools | 14088-10 | Extra Narrow Scissors 10.5 cm |
| Shepherd Mark-I-68A 137Cs irradiator | JL Shepherd & Associates | ||
| Superglue | Bostik | Multi-purpose superglue, fast setting, ultra strong | |
| Vibratome | Leica | Leica VT 1000 S | |
| Vibratome blades | Astra | Superior Platinum Double Edge blade | |
| Wild-type (C57BL/BJ) mice | Charles River |
References
- Wynn, T. A., Vannella, K. M. Macrophages in tissue repair, regeneration, and fibrosis. Immunity. 44 (3), 450-462 (2016).
- Ratnayake, D., et al. Macrophages provide a transient muscle stem cell niche via NAMPT secretion. Nature. 591 (7849), 281-287 (2021).
- Lucas, T., et al. Differential roles of macrophages in diverse phases of skin repair. J Immunol. 184 (7), 3964-3977 (2010).
- Duffield, J. S., et al. Selective depletion of macrophages reveals distinct, opposing roles during liver injury and repair. J Clin Invest. 115 (1), 56-65 (2005).
- Wynn, T. A., Chawla, A., Pollard, J. W. Macrophage biology in development, homeostasis and disease. Nature. 496 (7446), 445-455 (2013).
- Ginhoux, F., Schultze, J. L., Murray, P. J., Ochando, J., Biswas, S. K. New insights into the multidimensional concept of macrophage ontogeny, activation and function. Nat Immunol. 17 (1), 34-40 (2016).
- Mass, E., Nimmerjahn, F., Kierdorf, K., Schlitzer, A. Tissue-specific macrophages: how they develop and choreograph tissue biology. Nat Rev Immunol. 23 (9), 563-579 (2023).
- Dick, S. A., et al. Three tissue resident macrophage subsets coexist across organs with conserved origins and life cycles. Sci Immunol. 7 (67), (2022).
- Hassel, C., Gausserès, B., Guzylack-Piriou, L., Foucras, G. Ductal macrophages predominate in the immune landscape of the lactating mammary gland. Front Immunol. 12, 754661 (2021).
- Kolter, J., et al. A subset of skin macrophages contributes to the surveillance and regeneration of local nerves. Immunity. 50 (6), 1482-1497 (2019).
- Dawson, C. A., et al. Tissue-resident ductal macrophages survey the mammary epithelium and facilitate tissue remodelling. Nat Cell Biol. 22 (5), 546-558 (2020).
- Choi, J., et al. Inflammatory signals induce AT2 cell-derived damage-associated transient progenitors that mediate alveolar regeneration. Cell Stem Cell. 27 (3), 366-382 (2020).
- McKendrick, J. G., et al. CSF1R-dependent macrophages in the salivary gland are essential for epithelial regeneration after radiation-induced injury. Sci Immunol. 8 (89), eadd4374 (2023).
- Muntjewerff, E. M., Meesters, L. D., vanden Bogaart, G. Antigen cross-presentation by macrophages. Front Immunol. 11, 1276 (2020).
- Bissonnette, E. Y., Lauzon-Joset, J. F., Debley, J. S., Ziegler, S. F. Cross-talk between alveolar macrophages and lung epithelial cells is essential to maintain lung homeostasis. Front Immunol. 11, 583042 (2020).
- Xue, Q., et al. Analysis of single-cell cytokine secretion reveals a role for paracrine signaling in coordinating macrophage responses to TLR4 stimulation. Sci Signal. 8 (381), (2015).
- McArdle, S., Mikulski, Z., Ley, K. Live cell imaging to understand monocyte, macrophage, and dendritic cell function in atherosclerosis. J Exp Med. 213 (7), 1117-1131 (2016).
- Gurevich, D. B., et al. Live imaging of wound angiogenesis reveals macrophage orchestrated vessel sprouting and regression. Embo j. 37 (13), (2018).
- Meziani, L., et al. CSF1R inhibition prevents radiation pulmonary fibrosis by depletion of interstitial macrophages. Eur Respir J. 51 (3), (2018).
- Bickelhaupt, S., et al. Effects of CTGF blockade on attenuation and reversal of radiation-induced pulmonary fibrosis. J Natl Cancer Inst. 109 (8), (2017).
- Formenti, S. C., Demaria, S. Systemic effects of local radiotherapy. Lancet Oncol. 10 (7), 718-726 (2009).
- Chambers, M. S., Garden, A. S., Kies, M. S., Martin, J. W. Radiation-induced xerostomia in patients with head and neck cancer: pathogenesis, impact on quality of life, and management. Head Neck. 26 (9), 796-807 (2004).
- Radfar, L., Sirois, D. A. Structural and functional injury in minipig salivary glands following fractionated exposure to 70 Gy of ionizing radiation: an animal model for human radiation-induced salivary gland injury. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 96 (3), 267-274 (2003).
- Grehn, A. L., Gustafsson, H., Franzén, L., Thornell, L. E., Henriksson, R. Ultrastructural morphometry of parotid acinar cells following fractionated irradiation. Oral Oncol. 33 (1), 23-28 (1997).
- Rocchi, C., Emmerson, E. Mouth-watering results: clinical need, current approaches, and future directions for salivary gland regeneration. Trends Mol Med. 26 (7), 649-669 (2020).
- Emmerson, E., et al. Salivary glands regenerate after radiation injury through SOX2-mediated secretory cell replacement. EMBO Mol Med. 10 (3), 8051 (2018).
- May, A. J., et al. Diverse progenitor cells preserve salivary gland ductal architecture after radiation-induced damage. Development. 145 (21), (2018).
- Knox, S. M., et al. Parasympathetic stimulation improves epithelial organ regeneration. Nat Commun. 4, 1494 (2013).
- Mizrachi, A., et al. Radiation-induced microvascular injury as a mechanism of salivary gland hypofunction and potential target for radioprotectors. Radiat Res. 186 (2), 189-195 (2016).
- Friedrich, R. E., Bartel-Friedrich, S., Holzhausen, H. J., Lautenschläger, C. The effect of external fractionated irradiation on the distribution pattern of extracellular matrix proteins in submandibular salivary glands of the rat. J Craniomaxillofac Surg. 30 (4), 246-254 (2002).
- Vasioukhin, V., Degenstein, L., Wise, B., Fuchs, E. The magical touch: genome targeting in epidermal stem cells induced by tamoxifen application to mouse skin. Proc Natl Acad Sci U S A. 96 (15), 8551-8556 (1999).
- Muzumdar, M. D., Tasic, B., Miyamichi, K., Li, L., Luo, L. A global double-fluorescent Cre reporter mouse. Genesis. 45 (9), 593-605 (2007).
- Gilman, K. E., et al. P2X7 receptor deletion suppresses γ-radiation-induced hyposalivation. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 316 (5), R687-R696 (2019).
- Ren, J., et al. Radioprotective effects and mechanism of HL-003 on radiation-induced salivary gland damage in mice. Sci Rep. 12 (1), 8419 (2022).
- Marmary, Y., et al. Radiation-induced loss of salivary gland function is driven by cellular senescence and prevented by IL6 modulation. Cancer Res. 76 (5), 1170-1180 (2016).
- Chang, S., et al. Inorganic nitrate alleviates total body irradiation-induced systemic damage by decreasing reactive oxygen species levels. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 103 (4), 945-957 (2019).
- Varghese, J. J., et al. Localized delivery of amifostine enhances salivary gland radioprotection. J Dent Res. 97 (11), 1252-1259 (2018).
- Mah, L. J., El-Osta, A., Karagiannis, T. C. gammaH2AX: a sensitive molecular marker of DNA damage and repair. Leukemia. 24 (4), 679-686 (2010).
- Takano, T., et al. Highly localized intracellular Ca(2+) signals promote optimal salivary gland fluid secretion. Elife. 10, (2021).
- Ficht, X., Thelen, F., Stolp, B., Stein, J. V. Preparation of murine submandibular salivary gland for upright intravital microscopy. J Vis Exp. 135, (2018).
- O’Dell, N. L., Sharawy, M. H., Schuster, G. S. Effects of in vivo single and multiple isoproterenol injections on subsequently explanted submandibular glands. Acta Anat (Basel. 105 (4), 431-438 (1979).
- Lombaert, I. M., et al. Cytokine treatment improves parenchymal and vascular damage of salivary glands after irradiation). Clin Cancer Res. 14 (23), 7741-7750 (2008).
- Stolp, B., et al. Salivary gland macrophages and tissue-resident CD8(+) T cells cooperate for homeostatic organ surveillance. Sci Immunol. 5 (46), 4371 (2020).
- Verstappen, G. M., Pringle, S., Bootsma, H., Kroese, F. G. M. Epithelial-immune cell interplay in primary Sjögren syndrome salivary gland pathogenesis. Nat Rev Rheumatol. 17 (6), 333-348 (2021).
- Vanherberghen, B., et al. Microwell-based live cell imaging of NK cell dynamics to assess heterogeneity in motility and cytotoxic response. Methods Mol Biol. 1441, 87-106 (2016).
- de Winde, C. M., Munday, C., Acton, S. E. Molecular mechanisms of dendritic cell migration in immunity and cancer. Med Microbiol Immunol. 209 (4), 515-529 (2020).
- Neupane, A. S., et al. Patrolling alveolar macrophages conceal bacteria from the immune system to maintain homeostasis. Cell. 183 (1), 110-125 (2020).
- Paterson, N., Lämmermann, T. Macrophage network dynamics depend on haptokinesis for optimal local surveillance. Elife. 11, (2022).
- Lim, K., et al. In situ neutrophil efferocytosis shapes T cell immunity to influenza infection. Nat Immunol. 21 (9), 1046-1057 (2020).
