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Behavior

Techniques de manipulation et de marquage pour l’implantation d’aloses savoureuses juvéniles avec un nouveau microémetteur acoustique

Published: June 14, 2024
doi:
10.3791/65694
, , , ,
1Earth Systems Science Division,Pacific Northwest National Laboratory

Summary

Cet article fournit une procédure détaillée pour des pratiques de manipulation optimales et l’implantation d’un microémetteur acoustique dans l’alose savoureuse juvénile. Les résultats de notre étude en laboratoire suggèrent que ces techniques de marquage pourraient être mises en œuvre dans des études sur le terrain d’aloses savoureuses juvéniles ayant une forte probabilité de survie.

Abstract

L’utilisation de techniques de télémétrie pour mieux comprendre le comportement et la survie des aloses savoureuses juvéniles (Alosa sapidissima), lors de leur migration dans les systèmes hydroélectriques, a été difficile car les aloses sont largement connues pour être particulièrement sensibles à la manipulation. Le but de cette étude était de mettre au point un protocole de marquage à l’aide d’un nouveau microémetteur acoustique qui minimise les effets néfastes du processus de marquage et maximise la survie des mélomanes juvéniles après le marquage. La limitation de la manipulation hors de l’eau et l’utilisation d’eau salée saumâtre (7,5 parties pour mille) avant et après le marquage ont amélioré la survie des aloses marquées à l’aide d’une méthode d’implantation pectorale simple. Ce protocole fournit une procédure détaillée, étape par étape, pour le marquage des aloses juvéniles avec des émetteurs acoustiques. Les poissons marqués selon cette procédure et conservés en laboratoire pendant 60 jours avaient un taux de survie de 81,5 %, comparativement à 70 % pour leurs homologues non marqués. Les pratiques de marquage et de manipulation mises au point dans le cadre de cette étude pourraient être appliquées aux études télémétriques sur le terrain de l’alose juvénile et d’autres espèces sensibles.

Introduction

L’alose savoureuse (Alosa sapidissima) est une espèce de poisson anadrome originaire de la côte est des États-Unis. La réduction de la disponibilité de l’habitat et l’augmentation de l’aménagement de barrages hydroélectriques ont entraîné un déclin de la population d’aloses dans leur aire de répartition naturelle 1,2. Les aloses juvéniles et autres alosines, lors de leur migration vers l’océan, peuvent être particulièrement vulnérables aux blessures et à la mortalité lorsqu’ils traversent des structures hydroélectriques 3,4,5. Il est essentiel de comprendre le passage et les taux de survie des aloses juvéniles dans les barrages hydroélectriques pour éclairer le renouvellement des permis de ces installations ainsi que les efforts de restauration de l’espèce. Cependant, il n’existe pas de techniques de marquage efficaces pour évaluer les taux de passage et de survie de l’alose savoureuse lors de sa migration vers l’océan. Les aloses marquées avec des émetteurs pour les études de télémétrie doivent être représentatives de la population d’inférence non marquée et ne doivent pas être affectées négativement par l’étiquette ou le processus de marquage 6,7.

Pour aider à améliorer la capacité de suivi de l’alose juvénile, le Pacific Northwest National Laboratory (PNNL) a mis au point un nouveau microémetteur acoustique pour étudier l’alose savoureuse et d’autres espèces de poissons ayant des types de corps compressiformes similaires. L’un des défis communs de l’étude de l’alose savoureuse et d’autres alosines est leur sensibilité à la manipulation, au transport et au marquage par rapport à d’autres espèces. Par exemple, Raquel et al.8 ont constaté que la mortalité liée à la manipulation et au transport par camion était systématiquement plus élevée pour l’alose savoureuse juvénile que pour les cinq autres espèces de poissons juvéniles de leur étude. Parmi les quelques études publiées qui ont évalué les efforts de marquage de l’alose savoureuse juvénile, un large éventail de taux de survie a été signalé, allant de 2 % après 7 jours9 à 100 % après 48 heures après le marquage10 , et très peu d’information sur la survie à long terme et la rétention des émetteurs pour l’alose juvénile marquée.

Les défis liés à la manipulation et au marquage des espèces sensibles telles que l’alose savoureuse ont mis en lumière les lacunes dans les connaissances sur leur migration, leur comportement et leur utilisation de l’habitat. La capacité de suivre les mouvements à travers les barrages hydroélectriques ferait progresser considérablement la compréhension des taux de passage et de survie de l’alose savoureuse. Cela aiderait à éclairer les décisions de gestion des installations hydroélectriques existantes et les nouvelles conceptions de systèmes qui minimisent les effets sur les espèces de poissons et les stades de vie qui n’ont pas encore été étudiés. Au fur et à mesure que de nouvelles technologies d’émetteur sont développées, il est impératif de comprendre les effets de l’émetteur et du processus de marquage pour minimiser les biais et évaluer avec précision le passage et la survie. Les objectifs de cette étude étaient d’évaluer la survie à 60 jours des aloses savoureuses juvéniles marquées avec un nouveau microémetteur acoustique et de fournir un protocole de manipulation et de marquage qui réduirait les effets négatifs du marquage sur l’alose, les rendant ainsi plus comparables à leurs homologues non marqués.

Protocol

Le PNNL est accrédité par l’Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care. L’alose savoureuse a été manipulée conformément aux directives fédérales pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire11, et les protocoles de notre étude ont été menés conformément et approuvés par le comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux du PNNL. 1. Préparation d’un bassin de récupération post-marquage Lorsque l’eau salée saumâtre (7,5 ppt) n’est pas facilement disponible, utiliser un système statique pour conserver l’alose avec une aération et une circulation appropriées pendant 1 à 2 jours avant la remise à l’eau (figure 1). Dans un réservoir circulaire statique, installez un système de transport aérien pour assurer l’aération. Connectez un tuyau en PVC sur le côté du réservoir de sorte qu’un té soit situé en haut, un autre té soit près du milieu et un raccord grillagé soit vissé au bas du tuyau. Ensuite, connectez une pierre à air à une conduite d’air comprimé et placez la pierre à air au fond du tuyau près de l’écran.REMARQUE : Le tamis empêche les poissons de nager dans le système de transport aérien. Remplissez le réservoir d’eau douce jusqu’à ce que l’orifice de sortie (té central en PVC) du pont aérien soit à peu près à moitié immergé. Ensuite, coupez l’eau.Ensuite, allumez et augmentez l’alimentation en air jusqu’à ce que l’eau aérée sortant du port crée un flux directionnel pour que les poissons s’orientent. Ajoutez du sel de mer commercial pour faire une solution d’eau salée saumâtre de 7,5 ppt et remuez jusqu’à dissolution. 2. Préparation du seau de source de poisson d’eau salée et de la solution anesthésique d’eau salée Mesurez 7,5 g de sel marin pour 0,5 L d’eau et dissolvez-le dans un seau.REMARQUE : À l’étape 3.5, un volume égal d’eau douce contenant l’alose est ajouté pour créer une concentration finale de 7,5 ppt. Dans un autre seau, mesurez et dissolvez 7,5 g de sel marin pour chaque litre d’eau.Ajouter 120 mg de méthanesulfonate de tricaïne (MS-222) tamponné avec 120 mg de bicarbonate de sodium par litre d’eau salée. Ajoutez de l’air supplémentaire dans les seaux d’anesthésie. 3. Collecte d’alose avec un transfert eau-eau dans de l’eau salée saumâtre Remplissez partiellement un autre seau d’eau fraîche et placez-le latéralement dans le réservoir source de pré-étiquetage. Utilisez un filet ou une main pour guider doucement l’alose pour qu’elle nage dans le seau. Une fois qu’un nombre approprié de poissons se trouve dans le seau, retournez le seau à la verticale et fixez-le avec un couvercle perforé. Versez tout excès d’eau par le couvercle, en gardant le poisson contenu dans la quantité cible d’eau douce (c’est-à-dire la moitié du volume du dernier seau de source d’eau salée de 7,5 ppt). Versez délicatement l’alose et l’eau douce dans le seau de source d’eau salée préparé à l’étape 2.1.REMARQUE : La salinité finale sera de 7,5 ppt. Fournir de l’air supplémentaire dans le seau de source de poisson pré-marqué à l’aide d’une pompe à air d’aquarium et d’une pierre à air pour maintenir l’oxygène dissous à un niveau acceptable (> saturation de 90 % est idéale). 4. Implantation d’un émetteur acoustique dans une alose Désinfecter les émetteurs à l’éthanol à 70% pendant 20 min et rincer à l’eau stérile avant utilisation. À l’aide d’une épuisette à mailles lisses et extra-fines (~0,4 mm), pêchez un poisson du seau source dans le seau d’anesthésie. L’alose devrait perdre l’équilibre et les réflexes spinaux en ~2-3 min, selon la température de l’eau et d’autres paramètres de qualité de l’eau. Une fois complètement anesthésié au stade quatre12, utilisez une main gantée pour placer délicatement le poisson sur une planche à mesurer humide pour obtenir sa longueur. Déplacez le poisson dans un bateau de pesée rempli d’eau sur une balance tarée pour obtenir son poids. Notez la longueur et le poids, le code de l’étiquette acoustique et tout commentaire sur l’état du poisson avant le marquage, comme la perte d’écailles ou l’hémorragie. Placez le poisson dans un récipient de transfert rempli d’eau salée anesthésique et livrez-le, avec l’émetteur acoustique, au chirurgien du poisson. Placer le poisson, côté gauche vers le bas, sur un coussin en mousse humide et résistant à l’eau préparé avec une rainure en V (figure 2A).REMARQUE : La rainure en V empêche le poisson de trop glisser pendant la procédure et permet à l’eau de s’accumuler autour de la bouche du poisson afin qu’il puisse aspirer activement l’eau sur ses branchies. Fournissez de l’eau douce à la bouche du poisson via un tube attaché à un réservoir d’eau alimenté par gravité. À l’aide d’une lame chirurgicale en acier inoxydable #11 désinfectée ou neuve, faites une incision verticale de 3 mm de long entre les myomères près de l’extrémité distale de la nageoire pectorale. Si nécessaire, retirez une écaille à l’extrémité de la lame si elle obstrue la peau du poisson.Insérez délicatement l’émetteur dans l’incision et poussez-le vers l’arrière jusqu’à ce que l’étiquette entière repose à l’intérieur de la cavité corporelle (Figure 2B). Si nécessaire, utilisez l’extrémité émoussée du scalpel (ou une pince à pointe fine) pour insérer soigneusement l’étiquette complètement. Placez le poisson marqué dans un petit récipient d’eau salée de 7,5 ppt avec aération pour permettre au poisson de se remettre de l’anesthésie. Une fois que les poissons ont retrouvé leur équilibre, effectuez un transfert d’eau en eau du récipient de récupération au réservoir de rétention post-marquage contenant 7,5 ppt d’eau salée. Laissez les poissons marqués se rétablir dans l’eau salée pendant 1 à 2 jours avant la remise à l’eau.

Representative Results

Deux séries d’évaluations de marquage ont été menées pour évaluer l’efficacité du marquage des aloses juvéniles – des essais préliminaires en 2020 et une étude de détention à long terme en 2021. Des évaluations préliminaires en laboratoire ont été menées au PNNL en novembre 2020 pour déterminer une méthode privilégiée pour implanter l’alose savoureuse avec un nouveau microtransmetteur acoustique. Des prototypes d’émetteurs (n = 4, P1-P4) ont été jumelés à différents emplacements de marquage (gastrique, pectoral, pelvien et dorsal) pour un total combiné de 4 traitements uniques d’emplacement d’émetteur acoustique (n = 40 poissons par traitement, tableau 1). Tous les poissons d’essai ont été répartis au hasard dans un bassin de traitement et de rétention. Les poissons d’essai ont été conservés dans 2 réservoirs de stockage avec un nombre égal de poissons de chaque traitement (c.-à-d. 20 poissons par traitement) par réservoir pendant 14 jours. Pendant les 2 premiers jours de l’évaluation, les aloses ont été maintenues dans de l’eau salée saumâtre (7,5 ppt) et laissées se rétablir après avoir été marquées et manipulées. Ensuite, les réservoirs ont été remplacés par de l’eau douce pour le reste de la période d’évaluation. Pour l’évaluation préliminaire, les poissons marqués et les témoins à nageoires coupées variaient en taille de 50 à 80 mm de longueur à la fourche. La survie des aloses juvéniles et la rétention des étiquettes étaient les plus élevées chez les poissons implantés par incision pectorale par rapport aux autres techniques de marquage (figure 3). D’autres évaluations pilotes ont également démontré que les techniques de manipulation telles que les transferts d’eau à eau et la détention des poissons dans l’eau salée saumâtre avant et après des événements stressants, tels que le marquage, étaient essentielles pour augmenter les taux de survie. En utilisant les protocoles de marquage et de manipulation réussis de l’évaluation préliminaire, une étude de laboratoire a été menée au PNNL en 2021 pour évaluer la survie à long terme de 60 jours et la rétention des étiquettes d’aloses américaines juvéniles implantées avec un émetteur acoustique en utilisant la méthode de marquage par incision pectorale. L’évaluation à long terme a utilisé l’émetteur factice P5 (figure 4), un prototype amélioré de forme et de taille similaire à la conception P1 utilisée dans l’évaluation préliminaire. Les dimensions et le poids moyens de l’étiquette P5 factice étaient de 7,6 mm de long × 2,3 mm de diamètre et un poids dans l’air de 0,058 g (écart-type de 0,002 g), ce qui a entraîné une charge d’étiquette de <1 %. Le prototype d’émetteur acoustique avec des composants fonctionnels (Figure 4) a des dimensions de 7,6 mm de long x 2,0 mm de diamètre et un poids dans l’air de 0,050 g. Les aloses américaines juvéniles utilisées dans l’évaluation à long terme avaient été maintenues en captivité pendant 4 mois au moment des tests. Bien que l’expérience ait été conçue pour avoir un nombre égal de poissons de traitement et de contrôle maintenus dans deux bassins pendant une période de 60 jours, le nombre d’aloses restantes au moment du marquage était faible. Par conséquent, plus d’aloses ont été assignées au hasard au groupe de traitement marqué que dans le groupe témoin pour mieux comprendre l’efficacité à long terme de la technique de marquage sur l’alose. Chacun des deux bassins contenait 27 poissons de traitement et 9 ou 10 poissons témoins. Cependant, comme le taux de survie du réservoir A (13,8 %) était nettement pire que celui du réservoir B (78,4 % ; Test exact de Fisher, p < 0,001) et qu’il n’y avait pas de différence de survie entre les groupes marqués et les groupes témoins dans chaque réservoir, seuls les résultats pour le réservoir B sont inclus ici. Les aloses (longueur à la fourche de 69 à 105 mm ; poids de 3,9 à 11,7 g) ont été marquées avec l’émetteur P5 à l’aide de l’incision pectorale (n = 27) ou assignées au groupe témoin (n = 10). Les poissons témoins ont été manipulés selon les mêmes procédures, y compris en étant placés sur le coussin chirurgical pendant ~20 s, mais ils n’ont pas reçu de clip de nageoire ou d’incision et n’ont pas été implantés avec un émetteur. Après le marquage, les deux groupes de traitement ont été maintenus dans de l’eau salée saumâtre (7,5 ppt) pendant 1 jour, puis sont passés à l’eau de rivière pour le reste de l’étude. Le taux de survie à 60 jours était de 81,5 % pour le groupe marqué et de 70 % pour les témoins non marqués (figure 5). La survie des poissons marqués dans cette évaluation a été définie à la fois comme la survie et la conservation des étiquettes, car l’expulsion des étiquettes ne peut être différenciée d’un événement de mortalité dans une étude de télémétrie. Il n’y avait pas de différence significative de survie entre les deux groupes (test exact de Fisher, P = 0,884) ; cependant, la puissance de détection d’une différence était de 38,4 % en raison de la petite taille des échantillons. Bien que la puissance de détection d’une différence entre les traitements soit faible, les résultats de l’évaluation à long terme montrent que ce protocole de manipulation et de marquage peut être utilisé avec un succès modéré pour implanter l’alose savoureuse avec des émetteurs acoustiques. Figure 1 : Réservoir de récupération post-marquage rempli d’eau salée saumâtre. Un système de transport aérien fournit de l’oxygène au réservoir statique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 2 : Implantation d’un émetteur acoustique d’une alose savoureuse juvénile. Alose savoureuse juvénile (A) avec une incision pectorale et (B) avec l’émetteur factice P5 inséré dans l’incision. Notez que la bouche de l’alose est partiellement immergée dans l’eau qui s’écoule du tube bleu. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.  Figure 3 : Pourcentage de survie au cours d’une évaluation préliminaire de 14 jours avec un groupe de témoins non marqués et quatre groupes marqués d’alose savoureuse juvénile. Les traitements marqués consistaient en quatre emplacements de marquage (gastrique, pectoral, pelvien et dorsal), chacun associé à un prototype de transmetteur unique (P1-P4). La survie des poissons marqués a été définie à la fois comme la survie et la conservation des étiquettes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.  Figure 4 : Émetteurs acoustiques et factices pour le marquage de l’alose savoureuse juvénile. (A) Microémetteur acoustique fonctionnel et (B) le prototype d’émetteur factice P5, qui a été utilisé dans l’étude de survie en laboratoire de 60 jours. Notez que les chiffres 4 à 7 sur la règle représentent des centimètres. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.  Figure 5 : Pourcentage de survie de l’alose savoureuse au cours d’une étude à long terme de 60 jours. Les aloses juvéniles n’ont pas été marquées (témoins non marqués ; ligne continue) ou marquées (marquées [Pectoral P5] ; ligne pointillée) avec un émetteur factice. La survie du groupe marqué a été définie à la fois comme la survie et la conservation des étiquettes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.  Type de balise Emplacement de la balise N Longueur de la fourche (mm) Poids moyen de l’étiquette (ET ; g) Charge de balise (%) Survie (%) Temps moyen pour étiqueter/découper (s) Gamme Moyenne (ET) P1 Gastrique 40 50 – 76 60 (6.0) 0.058 (0.003) 1.5 – 5.2 45 12 P2 Pectoral 40 50 – 78 60 (7.3) 0.039 (0.001) 1.0 – 3.2 80 23 P3 Pelvien 40 50 – 70 58 (5.3) 0.039 (0.001) 1.0 – 4.1 55 26 P4 Dorsal 40 50 – 80 61 (6.8) 0.088 (0.004) 0 60 57 Contrôle NA (Clip) 40 50 – 80 59 (5.7) NA 0 92.5 14 Tableau 1 : Données sur le marquage et la survie de l’alose savoureuse implantée avec des prototypes d’émetteurs (P1-P4) ou marquée avec des clips de nageoire caudale supérieure et caudale inférieure (témoin) dans le cadre de l’évaluation préliminaire. L’emplacement de l’étiquette pour le groupe témoin est Sans objet (NA) car ces poissons n’ont reçu que des clips de nageoires (Clip). Notez que l’étiquette de type P4 était une conception à flottabilité neutre. L’écart-type (ET) de la moyenne est indiqué entre parenthèses.

Discussion

La nécessité d’étudier les déplacements des alose savoureuses juvéniles autour des installations hydroélectriques a incité à l’élaboration d’un protocole de manipulation et de marquage pour améliorer la survie de l’alose marquée. Au PNNL, les premières tentatives d’implantation d’aloses juvéniles avec un nouvel émetteur acoustique, sans utiliser d’eau salée, ont entraîné une mortalité de 100 % en 24 heures. Le protocole de manipulation et de marquage soigneusement élaboré par la suite a démontré que l’alose savoureuse peut être implantée avec un microémetteur acoustique et maintenue à long terme en laboratoire avec un taux de survie élevé (81,5 %). La réduction de la manipulation hors de l’eau et de l’utilisation d’eau salée saumâtre avant et après le marquage était essentielle au succès du marquage de l’alose savoureuse juvénile.

Dans l’évaluation préliminaire, des aloses aussi petites que 50 mm ont été marquées avec un émetteur factice en utilisant quatre méthodes d’implantation. Le marquage gastrique, l’une des méthodes les plus courantes de marquage de l’alose adulte 13,14,15, a donné des résultats prometteurs lors des essais pilotes, mais a eu une incidence élevée de perte de marqueurs lors de l’évaluation préliminaire. L’implantation par incision pelvienne a été utilisée avec succès pour étudier les mouvements de l’alose savoureuseadulte 16 et les attaches dorsales ont été utilisées pour la surveillance à court terme de l’alose savoureusejuvénile 10. Plus récemment, l’implantation d’étiquettes par incision pectorale a été utilisée pour étudier les déplacements à long terme de l’alose adulte dans les environnements fluviaux et marins17. Dans l’évaluation préliminaire au PNNL, l’emplacement de l’incision pectorale a donné de meilleurs résultats que les trois autres emplacements évalués, et le taux de survie après le marquage à 7 jours était supérieur à 90 %.

Dans l’ensemble, les résultats de ces évaluations ont montré que la survie de l’alose marquée était comparable à la survie de l’alose non marquée au-delà de la durée de vie de la batterie de l’émetteur acoustique, qui devrait être de ~30 jours avec un signal acoustique transmis toutes les 5 secondes.

La conception de cet émetteur et ce protocole de marquage sont très prometteurs pour l’étude des espèces de poissons petites, sensibles et menacées comme l’alose savoureuse dans des applications sur le terrain, permettant aux chercheurs d’obtenir des informations précieuses sur les mouvements des poissons près des installations hydroélectriques. Par exemple, cette technique de marquage sera utilisée dans une application sur le terrain à venir pour étudier le comportement des alose juvéniles marquées acoustiquement à l’approche du déversoir et de la centrale électrique d’un barrage hydroélectrique. Les résultats obtenus grâce aux études en rivière peuvent mieux éclairer les décisions de gestion dans ces installations et peuvent aider à conserver l’espèce tout au long de son cycle de vie juvénile. Des études futures devraient évaluer l’efficacité de cette procédure pour le marquage et le suivi des poissons au fil de l’eau sur le terrain. De plus, ces techniques sont facilement transférables à l’implantation d’aloses ou d’autres espèces sensibles avec des marqueurs de transpondeur intégré passif (PIT), qui peuvent fournir une surveillance à long terme tout au long de leur cycle de vie.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Cette étude a été financée par le Bureau des technologies de l’énergie hydraulique du département de l’Énergie des États-Unis (DOE). Les études en laboratoire ont été menées au PNNL, qui est exploité par Battelle pour le DOE sous le contrat DE-AC05-76RL01830. Les auteurs tiennent à remercier Dana McCoskey et Tim Welch du DOE, Eric Francavilla, Ryan Harnish, Huidong Li, Stephanie Liss, Brian Mason, Megan Nims, Brett Pflugrath et Ashlynn Tate du PNNL pour leur aide à l’étude et au manuscrit, ainsi que le Corps des ingénieurs de l’armée américaine et la Commission des pêches maritimes des États du Pacifique pour leur aide dans la collecte de l’alose juvénile.

Materials

#11 stainless steel surgical blade Exel 29502 purchased from Med-Vet International; no real preference on blade vendor
#11 stainless steel surgical blade Miltex MIL4-311 purchased from Med-Vet International; no real preference on blade vendor
2 gallon bucket Leaktite #2GL White Pail
acoustic transmitter for American shad Pacific Northest National Laboratory Patent-Pending BattelleIPID: 32500
air stone Pentair AS3
aquarium air pump Tetra Whisper
dissolved oxygen meter YSI ProODO or ProSolo
ethanol Decon Laboratories 2805HC
fine mesh net Blue Ribbon ABLEC8
fish holding tank Reiff Manufacturing NA round aquaculture tank
foam garden kneeler Tommyco 12003
plastic storage container Ziploc discontinued; 8oz container with lid
PVC cement Oatey 30821
PVC pipe Charlotte Pipe NA PVC Schedule 40 2" diameter
PVC primer Oatey 30757
PVC tee Charlotte Pipe NA 2" PVC Schedule 40 S x S x S Tee
sea salt InstantOcean SS15-10
silicone tubing 3/16" Pentair tp30s tubing to supply water during tagging
sodium bicarbonate Fisher Chemical S233-500
sterile water NA NA water is sterilized using an autoclave
tricaine methanesulfonate Syndel USA 15650
tubing for airline Hydromaxx 1403038050
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References

  1. Dadswell, M. J., Rulifson, R. A. Macrotidal estuaries: A region of collision between migratory marine animals and tidal power development. Biological Journal of the Linnean Society. 51, 93-113 (1994).
  2. Limburg, K. E., Waldman, J. R. Dramatic declines in North Atlantic diadromous fishes. BioScience. 59, 955-965 (2009).
  3. Castro-Santos, T., Mulligan, K. B., Kieffer, M., Haro, A. J. Effects of plunge pool configuration on downstream passage survival of juvenile blueback herring. Aquaculture and Fisheries. 6 (2), 135-143 (2021).
  4. Dubois, R. B., Gloss, S. P. Mortality of juvenile American shad and striped bass passed through Ossberger crossflow turbines at a small-scale hydroelectric site. North American Journal of Fisheries Management. 13 (1), 178-185 (1993).
  5. Pflugrath, B. D., et al. The susceptibility of Juvenile American shad to rapid decompression and fluid shear exposure associated with simulated hydroturbine passage. Water. 12 (2), 586 (2020).
  6. Brown, R. S., et al. An evaluation of the maximum tag burden for implantation of acoustic transmitters in juvenile Chinook salmon. North American Journal of Fisheries Management. 30 (2), 499-505 (2010).
  7. Skalski, J. R., et al. Status after 5 years of survival compliance testing in the Federal Columbia River Power System (FCRPS). North American Journal of Fisheries Management. 36 (4), 720-730 (2016).
  8. Raquel, P. F. Effects of handling and trucking on chinook salmon, striped bass, American shad, steelhead trout, threadfin shad, and white catfish salvaged at the John E. Skinner delta fish protective facility (Vol. 19). Interagency Ecological Study Program for the Sacramento-San Joaquin Estuary. , (1989).
  9. Kleinschmidt, G., Sullivan, E. Relicensing Study 3.3.3. Evaluate downstream passage of juvenile American Shad. Interim Study Report: Northfield Mountain Pumped Storage Project (No. 2485) and Turners Falls Hydroelectric Project (No. 2485) and Turners Falls Hydroelectric Project (No. 1889). FirstLight. , (2016).
  10. Heisey, P. G., Mathur, D., Rineer, T. A reliable tag-recapture technique for estimating turbine passage survival: application to young-of-the-year American shad (Alosa sapidissima). Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 49, 1826-1834 (1992).
  11. National Research Council. . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.: Eighth Edition. , (2011).
  12. Summerfelt, R. C., Smith, L. C., Schreck, C. B., Moyle, P. B. Anesthesia, surgery, and related techniques. Methods for Fish Biology. , 213-263 (1990).
  13. Bailey, M. M., Isely, J. J., Bridges, W. C. Movement and population size of American shad near a low-head lock and dam. Transactions of the American Fisheries Society. 133 (2), 300-308 (2004).
  14. Grote, A. B., Bailey, M. M., Zydlewski, J. D. Movements and demography of spawning American Shad in the Penobscot River, Maine, prior to dam removal. Transactions of the American Fisheries Society. 143 (2), 552-563 (2014).
  15. Harris, J. E., Hightower, J. E. Movement patterns of American shad transported upstream of dams on the Roanoke River, North Carolina and Virginia. North American Journal of Fisheries Management. 31 (2), 240-256 (2011).
  16. Bolland, J. D., et al. Refinement of acoustic-tagging protocol for twaite shad Alosa fallax (Lacépède), a species sensitive to handling and sedation. Fisheries Research. 212, 183-187 (2019).
  17. Gahagan, B. I., Bailey, M. M. Surgical implantation of acoustic tags in American Shad to resolve riverine and marine restoration challenges. Marine and Coastal Fisheries. 12 (5), 272-289 (2020).

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Deters, K. A., Janak, J. M., Mueller, R. P., Boehnke, B. T., Deng, Z. D. Handling and Tagging Techniques for Implanting Juvenile American Shad with a New Acoustic Microtransmitter. J. Vis. Exp. (208), e65694, doi:10.3791/65694 (2024).
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