Exploration des effets indépendants de l’hormone folliculo-stimulante in vivo dans un modèle murin

Le protocole suivant était conforme à toutes les directives éthiques de l’établissement concernant l’utilisation d’animaux de recherche et a été approuvé par le Comité d’éthique animale de l’hôpital provincial du Shandong, en Chine. Toutes les manipulations chirurgicales ont été effectuées sous anesthésie profonde, et les animaux n’ont ressenti aucune douleur à aucun moment de la procédure. 1. Préparation pré-opératoire Stérilisation des instrumentsStériliser les instruments chirurgicaux à la vapeur dans un autoclave (121 °C pendant 15 min) avant l’opération. Préparez suffisamment de sutures et d’aiguilles jetables. Mise en place d’une plate-forme chirurgicaleEffectuez l’intervention chirurgicale dans une salle dédiée aux interventions chirurgicales. Attribuez une surface de banc d’au moins 60 cm x 60 cm pour l’opération. Nettoyez la surface de la zone avec de l’alcool à 75 % et couvrez-la d’une serviette médicale jetable, puis désinfectez-la avec un rayonnement ultraviolet 30 minutes à l’avance (Figure 1A). Préparation des animauxHébergez tous les animaux dans une pièce à température contrôlée (20-25 °C) avec un cycle de lumière de 12 h et un cycle d’obscurité de 12 h. Acclimater les souris femelles C57BL/6 âgées de 8 semaines à l’installation d’hébergement pendant 1 semaine avant la chirurgie. Pesez les souris avant la chirurgie. Administrer toutes les souris femelles de 9 semaines sous anesthésie générale par injection intrapéritonéale de tribromoéthanol (280 mg/kg), pour obtenir une absence de douleur à n’importe quel stade de la procédure. Injecter du méloxicam (2 mg/kg) par voie sous-cutanée, environ 1 h avant une intervention pour soulager la douleur. Appliquez une pommade oculaire pour prévenir la sécheresse cornéenne pendant la chirurgie. Appliquez la lotion dépilatoire sur le dos à l’aide d’un coton-tige propre. Laissez la lotion reposer sur une souris pendant 3 à 5 minutes, puis retirez les poils à l’aide de gaze et de cotons-tiges. Répétez cette étape jusqu’à ce que tous les poils aient été retirés de l’arrière de la souris. Utilisez de la gaze et des cotons-tiges pour nettoyer la peau avec de l’alcool à 75 %. Fixez la souris sur la plate-forme chirurgicale à l’aide d’une bande de caoutchouc ou d’une corde de coton (Figure 1B) et appliquez une solution d’iodophore pour nettoyer le dos.REMARQUE : Confirmez la profondeur de l’anesthésie par un pincement des orteils avant l’ovavariectomie. 2. Ovariectomie REMARQUE : Le tribromoéthanol peut être maintenu pendant environ 30 minutes, en veillant à ce que la chirurgie soit terminée autant que possible. Faites une incision dorsale de ~1,0 cm longitudinalement de la base de la cuisse vers le haut à l’aide d’un scalpel jetable, en veillant à ce que seules la peau et le fascia sous-cutané soient incisés et en évitant de couper dans le péritoine postérieur à ce moment-là. Tirez l’incision vers la gauche et un coussinet adipeux blanc peut être vu. Coupez ~0,5 cm le long du coussinet adipeux blanc pour exposer la cavité intrapéritonéale à l’aide de micro-pinces et de ciseaux. Après avoir coupé le péritoine postérieur, retirez lentement et délicatement le coussinet adipeux blanc de la cavité intrapéritonéale à l’aide d’une micro-pince. Humidifiez immédiatement le tissu adipeux blanc avec 0,9% de solution saline stérile à l’extérieur de la gaze imbibée. Gardez les tissus exposés toujours humidifiés à l’extérieur de la cavité abdominale. Une substance granuleuse rose, à savoir l’ovaire, est attachée à la partie inférieure du coussinet adipeux blanc (Figure 2A). Les ovaires sont reliés à un canal mince, à savoir l’utérus. Utilisez des sutures résorbables 5-0 pour ligaturer l’extrémité ovarienne de l’utérus et retirer l’ovaire gauche (Figure 2B). Lors de l’ablation d’un ovaire, préservez autant que possible le tissu adipeux environnant. Éviter le contact direct entre les instruments chirurgicaux et les ovaires et empêcher l’implantation intrapéritonéale du tissu ovarien. Replacez soigneusement le coussinet adipeux blanc dans la cavité intrapéritonéale. Effectuer une suture intermittente simple sur le péritoine postérieur avec une suture résorbable 5-0 (Figure 2C). Une fois la suture terminée, nettoyez tout saignement avec de la gaze stérile imbibée de solution saline à 0,9 %. Tirez l’incision cutanée vers la droite et retirez l’ovaire droit en utilisant la même méthode. Effectuez une suture intermittente avec des sutures non résorbables 4-0 et nettoyez tout saignement avec de la gaze stérile imbibée de solution saline à 0,9 % (Figure 2D). Nettoyez la plaie avec une solution d’iodophore après avoir terminé les deux sutures. Injecter par voie intrapéritonéale des antibiotiques à large spectre. 3. Observation post-opératoire Déplacez les souris dans une couverture à température constante de 37 °C après l’opération. Jusqu’à ce que les souris puissent se déplacer librement, gardez-les dans leur cage individuelle. Ne laissez pas l’animal sans surveillance jusqu’à ce qu’il ait repris suffisamment conscience pour maintenir sa position couchée sternale. Injecter du méloxicam (2 mg/kg) par voie sous-cutanée 24 h après l’opération pour soulager la douleur. Surveillez les souris quotidiennement pour vous assurer que la plaie chirurgicale cicatrise correctement sans aucun signe de complication (déhiscence). 4. Supplémentation en œstradiol Préparez des aliments complétés par du valérate d’estradiol. Utiliser 2,6 mg de bêta-estradiol 17-valérate complété par 1 kg d’aliment. 3 jours après la fin de la chirurgie, nourrissez les souris avec du valérate d’estradiol. 5. Injection de FSH Préparer une solution de FSH humaine recombinante. Dissoudre la poudre de FSH humaine recombinante pour injection avec une solution saline stérile à 0,9 % à 100 UI/mL. Regrouper les souris selon les plans expérimentaux et leur administrer du solvant ou différentes doses de FSH recombinante par injection intrapéritonéale pendant 2 semaines. En fonction de l’activité biologique de la FSH recombinante, utiliser la dose injectable de FSH chez la souris équivalente au taux sérique de FSH chez la femme pendant la période de transition ménopausique.REMARQUE : Sur la base de différents traitements, les souris ovariectomisées supplémentées en œstrogènes ont été divisées au hasard en trois groupes, le groupe solvant (N.S.) recevant 100 μL/jour de solvant, le groupe à faible dose de FSH (L-FSH) recevant 15 UI/kg de poids corporel par jour et le groupe à forte dose de FSH (H-FSH) recevant 30 UI/kg de poids corporel par jour.