Summary

חסימת PCR מסוג Wild בשילוב עם ריצוף Sanger לאיתור מוטציה סומטית בתדר נמוך

Published: August 23, 2024
doi:

Summary

מאמר זה מציג את היישום של שיטת זיהוי בתדר נמוך המבוססת על ריצוף Sanger בלימפומה אנגיואימונובלסטית. לספק בסיס ליישום שיטה זו על מחלות אחרות.

Abstract

בעת ניטור מחלה שיורית מינימלית (MRD) לאחר טיפול בגידול, ישנן דרישות גבוהות יותר של הגבול התחתון של גילוי מאשר בעת גילוי מוטציות עמידות לתרופות ומוטציות תאי גידול במחזור במהלך הטיפול. ריצוף סנגר מסורתי כולל 5%-20% זיהוי מוטציות מסוג פרא, כך שמגבלת הגילוי שלו אינה יכולה לעמוד בדרישות המתאימות. טכנולוגיות החסימה מסוג פרא שדווח כי התגברו על כך כוללות הגברת תזוזה חוסמת (BDA), חומצת גרעין נעולה שאינה ניתנת להארכה (LNA), בדיקות ספציפיות לנקודה חמה (HSSP) וכו ‘. טכנולוגיות אלה משתמשות ברצפי אוליגונוקלאוטידים ספציפיים כדי לחסום סוג פראי או לזהות סוג פראי ולאחר מכן משלבות זאת עם שיטות אחרות כדי למנוע הגברה מסוג פראי ולהגביר הגברה מוטנטית, מה שמוביל למאפיינים כמו רגישות גבוהה, גמישות ונוחות. פרוטוקול זה משתמש ב- BDA, PCR חוסם מסוג פראי בשילוב עם ריצוף Sanger, כדי לייעל את הזיהוי של מוטציות סומטיות בתדר נמוך RHOA G17V, ורגישות הזיהוי יכולה להגיע ל -0.5%, מה שיכול לספק בסיס לניטור MRD של לימפומה אנגיואימונובלסטית של תאי T.

Introduction

מחלה שיורית מינימלית (MRD) היא המספר הקטן של תאים סרטניים שעדיין נמצאים בגוף לאחר הטיפול. בשל מספרם הקטן, הם אינם מובילים לסימנים או תסמינים פיזיים כלשהם. לעתים קרובות הם אינם מזוהים בשיטות מסורתיות, כגון הדמיה מיקרוסקופית ו / או מעקב אחר חלבונים חריגים בסרום בדם. תוצאת בדיקת MRD חיובית מצביעה על נוכחות של תאים חולים שיורית. תוצאה שלילית פירושה כי תאים חולים שיורית נעדרים. לאחר טיפול סרטני, התאים הסרטניים הנותרים בגוף יכולים להיות פעילים ולהתחיל להתרבות, גרימת הישנות המחלה. גילוי MRD מעיד על כך שהטיפול לא היה יעיל לחלוטין או שהטיפול לא היה שלם. סיבה נוספת לתוצאות MRD חיוביות לאחר הטיפול עשויה להיות שלא כל התאים הסרטניים הגיבו לטיפול או מכיוון שהתאים הסרטניים הפכו עמידים לתרופות המשמשות1.

לימפומה אנגיואימונובלסטית של תאי T (באנגלית: Angioimmunoblastic T-cell lymphoma או AITL) היא תת-סוג של לימפומה היקפית של תאי T פוליקולריים (PTCL) שמקורה בתאי עזר פוליקולרייםמסוג T 2; זהו הסוג הנפוץ ביותר של לימפומה של תאי T, המהווה כ 15%-20% של PTCL3. זוהי קבוצה של ממאירויות הקשורות המשפיעות על מערכת הלימפה. תא המקור הוא תא עוזר T פוליקולרי. סיווג 2016 של ארגון הבריאות העולמי מסווג אותו כלימפומה אנגיואימונובלסטית של תאי T4. בשנת 2022, ארגון הבריאות העולמי שינה את שמו ללימפומה של תאי עוזר T-follicular Nodal, מסוג אנגיואימונובלסטי (nTFHL-AI), יחד עם לימפומה של תאי עוזר T-follicular Nodal, סוג פוליקולרי (nTFHL-F) ולימפומה של תאי עוזר T-follicular Nodal, שלא צוין אחרת (nTFHL-NOS), המכונים ביחד לימפומה של תאי T מסייעים פוליקולרית נודולרית (nTFHL). זה נעשה כדי לזהות את התכונות הקליניות והאימונופנוטיפיות החשובות שלו וחתימות ביטוי גנים ומוטציות דומות של עוזר זקיקי T (TFH). מבחינה גנטית, nTFHL-AI מאופיין ברכישה מתקדמת של מוטציות סומטיות בתאי גזע המטופויטיים מוקדמים באמצעות מוטציות TET2 ו- DNMT3A, בעוד שמוטציות RHOA ו- IDH2 קיימות גם בתאי גידול TFH5. מספר מחקרים הראו כי מוטציית RHOA G17V מתרחשת ב 50%-80% מחולי AITL 6,7,8,9. חלבון RHOA המקודד על ידי הגן RHOA מופעל על ידי קישור גואנוזין טריפוספט (GTP) ומנוטרל על ידי קישור גואנוזין דיפוספט (GDP). כאשר הוא מופעל, הוא יכול להיקשר למגוון חלבונים משפיעים ולווסת מגוון תהליכים ביולוגיים. מבחינה פיזיולוגית, RHOA מתווך נדידה וקוטביות של תאי T, ממלא תפקיד בהתפתחות תימוציטים, ומתווך הפעלה של איתות קולטן תא קדם-T (pre-TCR)10. מוטציית RHOA G17V היא מוטציה של אובדן תפקוד הממלאת תפקיד מניע בפתוגנזה של לימפומה11. זיהוי המוטציה בתדר נמוך מועיל לניטור MRD של AITL.

ריצוף סנגר משמש כבר יותר מ-40 שנה כתקן הזהב לאיתור מוטציות ידועות ולא ידועות. עם זאת, מגבלת הגילוי שלו היא רק 5%-20%, מה שמגביל את היישום שלו לגילוי מוטציות בתדר נמוך12,13. בריצוף סנגר ניתן להפחית את רגישות הזיהוי ל-0.1% על ידי החלפת ה-PCR המסורתי ב-BDA, טכנולוגיית חסימה פראית14. טכנולוגיית BDA מוסיפה בעיקר פריימר לא תואם המשלים את הסוג המוטנטי בעת תכנון פריימרים קונבנציונליים כדי להתחרות בסוג הפראי כדי להשיג את המטרה של הגברת הסוג המוטנטי. המפתח לעיצוב פריימר הוא פריימר לא תואם ושינוי הטרמינל. יחד עם זאת, על פי העיקרון המבני של הדנ”א, ההבדל בין האנרגיה החופשית של גיבס של שני הפריימרים הוא בין 0.8 קק”ל/מול לבין 5 קק”ל/מול. צעד מפתח נוסף בטכניקה זו הוא דיכוי הגברה מסוג פרא על ידי התאמת היחס בין פריימרים מסוג פרא וחסימת פריימרים14,15.

כיום, טכניקות נפוצות לזיהוי מוטציות סומטיות בתדר נמוך כוללות PCR ספציפי לאלל מבוסס PCR (תגובת שרשרת פולימראז ספציפית לאלל, ASPCR), מערכת מוטציות עמידה להגברה PCR (מערכת מוטציות עקשנית להגברה-PCR, ARMS-PCR) המשמשת לגנוטיפ SNP בעזרת פריימרים עקשנים. תכנון פריימרים לאללים המוטנטיים והנורמליים מאפשר הגברה סלקטיבית ו-PCR דיגיטלי (Droplet Digital PCR, ddPCR), שיטה לביצוע PCR דיגיטלי המבוססת על טכנולוגיית תחליב טיפות מים-שמן16. הדגימה מחולקת ל-20,000 טיפות, ועבור כל טיפה, הגברה PCR של מולקולות התבנית נעשית ברגישות של 1 x 10-5; הגברה של תזוזה חוסמת (BDA) היא גם שיטת העשרת אללים נדירים מבוססת PCR המשמשת לזיהוי וכימות מדויקים של SNV ואינדלים עד 0.01% VAF בסביבה מרובבת מאוד; טכנולוגיית חומצות גרעין נעולות (באנגלית: Locked Nucleic Acid Technology, LNA) היא סוג של אנלוגים של RNA בעלי זיקה גבוהה שבהם טבעת הריבוז נעולה בקונפורמציה האידיאלית לקשירת ווטסון-קריק; גשושיות ספציפיות לנקודה חמה (Hot-Spot-Specific Probe, HSSP), חופפות את רצף פריימר המטרה, כוללות מוטציה יחידה, ומשנות עם מרווח C3 בקצה C3כדי למנוע הגברה על ידי qPCR 14,16,17,18. כאשר קיימת מוטציה ברצף, HSSP מתחבר באופן תחרותי למוטציית המטרה ומונע מהפריימר להיקשר לרצף מוטנטי המטרה אשר מפסיק את הגברת הרצף; NGS (ריצוף הדור הבא) – ריצוף אימונוגלובולין מבוסס תפוקה גבוהה (igHTS) סרטן פרופיל מותאם אישית על ידי ריצוף עמוק (CAAP-seq), זוהי שיטה מבוססת ריצוף הדור הבא המשמשת לכימות DNA במחזור בתאים סרטניים (רגישות היא 1 x 10-4); וכו. ביניהם, רוב השיטות מבוססות על PCR ויכולות לזהות רק מספר קטן של אתרי מוטציה, והשיטות מבוססות NGS יכולות לזהות אתרים מרובים, אך העלות גבוהה, והתהליך מסובך 14,16,17,18. היו דיווחים על זיהוי מוטציות בתדר נמוך RHOA G17V בהתבסס על qPCR, אך מגבלת הזיהוי יכולה להגיע רק לכ –2% 19. אין דיווח על זיהוי מוטציה בתדר נמוך RHOA G17V בהתבסס על ריצוף Sanger. כאן, אנו מדגימים את העלייה ברגישות שהושגה על ידי BDA, בלוק PCR מסוג פראי בשילוב עם ריצוף Sanger, כדי לייעל את הזיהוי של מוטציות סומטיות בתדר נמוך RHOA G17V, ורגישות הזיהוי יכולה להגיע ל -0.5%. נתונים נוספים עבור IDH2 ו– JAK1 מסופקים גם כן.

מאמר זה מספק פרוטוקול מפורט של סכמת זיהוי תדר נמוך RHOA G17V על ידי ריצוף Sanger ומספק התייחסות לפיתוח זיהוי מוטציות בתדר נמוך יותר המבוסס על פלטפורמת ריצוף Sanger. שיטה זו יכולה לשמש כדי לזהות ולנטר מוטציות עמידות אפשריות לתרופות ושאריות מינימליות בגידולים.

Protocol

מחקר זה אושר על ידי ועדת האתיקה הרפואית של בית החולים המרכזי יונגג’ואו (מספר אישור: 2024022601). המשתתפים נתנו הסכמה מדעת. 1. עיצוב פריימר עיצוב פריימר קונבנציונלי: עיצוב פריימרים על פי כללי עיצוב פריימר20 המדווחים, עיצוב פריימר על ידי N…

Representative Results

השווה את רצף דגימת הבדיקה לרצף הייחוס כדי לקבל את מצב המוטציה של דגימת הבדיקה. טכנולוגיית WBT-PCR מבוססת BDA יכולה לזהות את מוטציית RHOA G17V הידועה ומוטציות אחרות בתדר נמוך במרווח ההגברה של פריימרים במעלה ובמורד הזרם. ראו איור 1. שני גנים נוספים, כלומר IDH2 ו-…

Discussion

WTB-PCR המבוסס על טכנולוגיית BDA, המתואר במאמר זה, מציג פריימר לא תואם המשלים את הסוג המוטנטי בעת תכנון פריימרים קונבנציונליים כדי להתחרות בסוג הפראי, לדכא את הסוג הפראי ולהגביר את המוצר המוטנטי. לאחר מכן, מוצרי WTB-PCR רוצפו לניתוח מוטציות. השירות של WTB-PCR / Sanger הוא הפשטות והרגישו?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

מחקר זה הושלם בתמיכה כספית של Kindstar Global Corporation ובעזרתם של מנהיגי המעבדה לביולוגיה מולקולרית ועמיתים קשורים. תודה לחברה, למנהיגים ולעמיתים הרלוונטיים על התמיכה והעזרה. מאמר זה משמש למחקר מדעי בלבד ואינו מהווה פעילות מסחרית כלשהי.

Materials

Automatic DNA extractor 9001301 Qiagen
DNA nucleic acid detector Q32854 Thermo fisher
PCR amplification kit P4600 merck
PCR instrument C1000 Touch Biorad
proteinase K solution D3001-2-A zymo research
proteinase K storage buffer D3001-2-C zymo research
Sequencing amplification enzyme kit P7670-FIN Qiagen

References

  1. Penn Medicine. Testing for measurable/minimal residual disease (MRD) Available from: https://www.oncolink.org/cancer-treatment/procedures-diagnostic-tests/blood-tests-tumordiagnostic-tests/testing-for-measurable-minimal-residualdisease-mrd (2019)
  2. Xie, Y., Elaine, S. J. How I diagnose angioimmunoblastic T-cell lymphoma. Am J Clin Pathol. 156, 1-14 (2021).
  3. Mariko, Y., et al. Angioimmunoblastic T-cell lymphoma. Cancer Treat Res. 176, 99-126 (2019).
  4. Daniel, A. A., et al. The 2016 revision to the World Health Organization classification of myeloid neoplasms and acute lukemia. Blood. 127 (20), 2391-2405 (2016).
  5. Rita, A., et al. The 5th edition of the World Health Organization Classification of Haematolymphoid Tumours : Lymphoid Neoplasms. Leukemia. 36 (7), 1720-1748 (2022).
  6. Hae, Y. Y., et al. A recurrent inactivating mutation in RHOA GTPase in angioimmunoblastic T cell lymphoma. Nat Genet. 46 (4), 371-375 (2014).
  7. Lee, P. H., et al. RHOA G17V mutation in angioimmunoblastic T-cell lymphoma:A potential biomarker for cytological assessment. Exp Mol Pathol. 110, 104294 (2019).
  8. Mamiko, S. Y., et al. Somatic RHOA mutation in angioimmunoblastic T cell lymphoma. Nat Genet. 46 (2), 171-175 (2014).
  9. Palomero, T., et al. Recurrent mutations in epigenetic regulators, RHOA and FYN kinase in peripheral T cell lymphomas. Nat Genet. 46 (2), 166-170 (2014).
  10. Fujisawa, M., et al. Activation of RHOA-VAV1 signaling in angioimmunoblastic T-cell lymphoma. Leukemia. 32 (3), 694-702 (2018).
  11. Voena, C., et al. RHO family GTPases in the biology of lymphoma. Cells. 8 (7), 646 (2019).
  12. Shendure, J., et al. DNA sequencing an 40: past, present and future. Nature. 550 (7676), 345-353 (2017).
  13. Athanasios, C. T., et al. Comparison of Sanger sequencing, pyrosequencing, and melting curve analysis for the detection of KRAS mutations: diagnostic and clinical implications. J Mol Diagn. 12 (4), 425-432 (2010).
  14. Wu, L. R., et al. Multiplexed enrichment of rare DNA variants via sequence-selective and temperature-robust amplification. Nat Biomed Eng. 1, 714-723 (2017).
  15. John, S. J., et al. The thermodynamics of DNA structural motifs. Annu Rev Biophys Biomol Struct. 33, 415-440 (2004).
  16. Coren, A. M., et al. PCR-based methods for the enrichment of minority alleles and mutations. Clin Chem. 55 (4), 632-640 (2009).
  17. Eliza, M. L., et al. Circulating tumor DNA in B-cell lymphoma: technical advances, clinical applications, and perspectives for translational research. Leukemia. 36 (9), 2151-2164 (2022).
  18. Lee, H. J., et al. Hot-spot-specific probe (HSSP) for rapid and accurate detection of KRAS mutations in colorectal cancer. Biosensors. 12 (8), 597 (2022).
  19. Matsubara, R. N., et al. Detection of the G17V RHOA mutation in angioimmunoblastic T-cell lymphoma and related lymphomas using quantitative allele-specific PCR. PLoS One. 9 (10), e109714 (2014).
  20. Dieffenbach, C. W., et al. General concepts for PCR primer design. PCR Methods Appl. 3 (3), S30-S37 (1993).
  21. Applied Biosystems. User Guide for Applied Biosystems. 3730/3730xl DNA Analyzer. , (2014).
This article has been published
Video Coming Soon
Keep me updated:

.

Cite This Article
Xu, H., Lu, J., Li, Z., Chen, R. Wild-type Blocking PCR Combined with Sanger Sequencing for Detection of Low-frequency Somatic Mutation. J. Vis. Exp. (210), e65647, doi:10.3791/65647 (2024).

View Video