Ce protocole décrit des méthodes pour préparer les cellules périphériques, matures et nucléaires de la fibre du cristallin de l’œil pour la coloration par immunofluorescence afin d’étudier les interdigitations complexes de cellule à cellule et l’architecture de la membrane.
Le cristallin est un organe transparent et ellipsoïde situé dans la chambre antérieure de l’œil qui change de forme pour focaliser finement la lumière sur la rétine afin de former une image claire. La majeure partie de ce tissu est constituée de cellules fibreuses spécialisées et différenciées qui ont une section transversale hexagonale et s’étendent des pôles antérieur aux pôles postérieurs du cristallin. Ces cellules longues et maigres sont étroitement opposées aux cellules voisines et ont des interdigitations complexes sur toute la longueur de la cellule. Les structures d’emboîtement spécialisées sont nécessaires pour les propriétés biomécaniques normales de la lentille et ont été largement décrites à l’aide de techniques de microscopie électronique. Ce protocole démontre la première méthode permettant de préserver et d’immunocolorer des cellules de fibres de lentilles de souris afin de permettre la localisation détaillée des protéines au sein de ces cellules de forme complexe. Les données représentatives montrent une coloration des cellules périphériques, différenciantes, matures et des fibres nucléaires dans toutes les régions du cristallin. Cette méthode peut potentiellement être utilisée sur des cellules fibreuses isolées de lentilles d’autres espèces.
Le cristallin est un tissu clair et ovoïde situé dans la chambre antérieure de l’œil, composé de deux types de cellules, les cellules épithéliales et les cellules fibreuses 1 (Figure 1). Il existe une monocouche de cellules épithéliales qui recouvre l’hémisphère antérieur du cristallin. Les cellules fibreuses sont différenciées des cellules épithéliales et constituent la majeure partie du cristallin. Les cellules fibreuses hautement spécialisées subissent une programmation d’allongement, de différenciation et de maturation, marquée par des changements distincts dans la morphologie de la membrane cellulaire de la périphérie du cristallinau centre du cristallin 2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12 , également connu sous le nom de noyau de lentille. La fonction de focalisation fine de la lentille provenant de différentes distances sur la rétine dépend de ses propriétés biomécaniques, notamment sa rigidité et son élasticité 13,14,15,16,17,18,19. Les interdigitations complexes des fibres du cristallin ont été supposées 20,21 et se sont récemment révélées importantes pour la rigidité du cristallin 22,23.
Figure 1 : Diagrammes d’anatomie du cristallin et images représentatives de la microscopie électronique à balayage (MEB) à partir des fibres du cristallin. La caricature montre une vue longitudinale (antérieure à postérieure de haut en bas) de la monocouche antérieure de cellules épithéliales (ombrée en bleu clair) et d’une masse massive de cellules de fibres de cristallin (blanche). Le centre du cristallin (en rose) est connu sous le nom de noyau et comprend des cellules fibreuses très compactes. Sur la droite, un dessin animé en coupe transversale révèle la forme allongée des cellules hexagonales des fibres de lentille qui sont emballées dans un motif en nid d’abeille. Les cellules fibreuses ont deux côtés larges et quatre côtés courts. Des images MEB représentatives le long de la partie inférieure montrent les interdigitations complexes de la membrane entre les cellules de fibre de lentille à différentes profondeurs de la lentille. À partir de la droite, les fibres de lentille nouvellement formées à la périphérie de la lentille présentent de petites protubérances le long des côtés courts et des boules et des douilles le long du côté large (cases rouges). Au cours de la maturation, les fibres du cristallin développent de grands domaines de pagaie qui sont décorés de petites protubérances le long des côtés courts (boîtes bleues). Les cellules fibreuses matures possèdent de grands domaines de pagaie illustrés par de petites protubérances. Ces domaines imbriqués sont importants pour les propriétés biomécaniques des lentilles. Les cellules fibreuses du noyau du cristallin ont moins de petites protubérances le long de leurs côtés courts et ont des interdigitations complexes en rainure et languette (boîtes violettes). Les côtés larges de la cellule présentent une morphologie de membrane globulaire. Le dessin animé a été modifié à partir de22,32 et n’a pas été dessiné à l’échelle. Barre d’échelle = 3 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
La lentille se développe en ajoutant des coquilles de nouvelles cellules fibreuses superposées aux générations précédentes de fibres24,25. Les cellules fibreuses ont une forme de section transversale hexagonale allongée avec deux côtés larges et quatre côtés courts. Ces cellules s’étendent du pôle antérieur au pôle postérieur du cristallin, et selon les espèces, les fibres du cristallin peuvent mesurer plusieurs millimètres de long. Pour soutenir la structure de ces cellules allongées et maigres, des interdigitations spécialisées le long des côtés larges et courts créent des structures imbriquées pour maintenir la forme du cristallin et les propriétés biomécaniques. Les changements dans la forme de la membrane cellulaire au cours de la différenciation et de la maturation des cellules fibreuses ont été largement documentés par des études de microscopie électronique (EM) 2,3,4,5,6,7,8,9,10,20,26,27,28,29 . Les cellules fibreuses nouvellement formées ont des rotules et des douilles le long de leurs côtés larges avec de très petites protubérances le long de leurs côtés courts, tandis que les fibres matures ont des protubérances imbriquées et des palettes le long de leurs côtés courts. Les fibres nucléaires présentent des interdigitations à rainure et languette et une morphologie de membrane globulaire. On sait peu de choses sur les protéines nécessaires à ces membranes complexes qui s’emboîtent. Des études antérieures sur la localisation des protéines dans les cellules fibreuses se sont appuyées sur des coupes de tissu de lentille, qui ne permettent pas une visualisation claire de l’architecture cellulaire complexe.
Ces travaux ont permis de créer et de perfectionner une nouvelle méthode pour fixer les cellules individuelles et les faisceaux de fibres de cristallin afin de préserver la morphologie complexe et de permettre l’immunomarquage des protéines au niveau de la membrane cellulaire et du cytoplasme. Cette méthode préserve fidèlement l’architecture de la membrane cellulaire, comparable aux données des études EM, et permet la coloration avec des anticorps primaires pour des protéines spécifiques. Nous avons précédemment immunocoloré des fibres de cristallin cortical en cours de différenciation et de maturation22,23. Dans ce protocole, il existe également une nouvelle méthode pour colorer les cellules fibreuses du noyau du cristallin. Ce protocole ouvre la porte à la compréhension des mécanismes de formation et de modification des interdigitations membranaires au cours de la maturation des cellules fibreuses et du compactage du noyau du cristallin.
Ce protocole a démontré les méthodes de fixation, de préservation et d’immunomarquage qui préservent fidèlement la morphologie membranaire 3D de faisceaux ou de cellules de fibres de lentilles singulières à différentes profondeurs dans le cristallin. Les fibres de lentilles colorées sont comparées aux préparations MEB qui ont longtemps été utilisées pour étudier la morphologie des cellules des fibres de lentilles. Les résultats montrent des structures membranaires comparables entre les deux préparatio…
The authors have nothing to disclose.
Ce travail a été soutenu par la subvention R01 EY032056 (à CC) du National Eye Institute. Les auteurs remercient la Dre Theresa Fassel et Kimberly Vanderpool de l’installation de microscopie de base de recherche Scripps pour leur aide avec les images au microscope électronique.
100% Triton X-100 | FisherScientific | BP151-500 | |
60mm plate | FisherScientific | FB0875713A | |
16% paraformaldehyde | Electron Microscopy Sciences | 15710 | |
10X phosphate buffered saline | ThermoFisher | 70011-044 | |
1X phosphate buffered saline | ThermoFisher | 14190136 | |
48-well plate | CytoOne | CC7672-7548 | |
Cover slips (22 x 40 mm) | FisherScientific | 12-553-467 | |
Curved tweezers | World Precision Instruments | 501981 | |
Dissection microscope | Carl Zeiss | Stereo Discovery V8 | |
Fine tip straight tweezers | Electron Microscopy Sciences | 72707-01 | |
Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides | FisherScientific | 12-550-15 | |
LSM 800 confocal microscope with Airyscan (63X) and Zen 3.5 Software | Carl Zeiss | ||
Nail polish | |||
Normal donkey serum | Jackson ImmunoResearch | 017-000-121 | |
Phalloidin (rhodamine) | ThermoFisher | R415 | |
Primary antibody | |||
Scalpel Feather Disposable, steril, No. 11 | VWR | 76241-186 | |
Secondary antibody | |||
Straight forceps | World Precision Instruments | 11252-40 | |
Thermo Scientific Nunc MicroWell MiniTrays (dissection tray) | FisherScientific | 12-565-154 | |
Ultra-fine scissors | World Precision Instruments | 501778 | |
VECTASHIELD Antifade Mounting Medium with DAPI | Vector Laboratories | H-1200 | |
Wheat germ agglutinin (fluorescein) | Vector Laboratories | FL-1021-5 |