Summary

Campionamento del liquido cerebrospinale e del sangue dalla vena caudale laterale nei ratti durante le registrazioni EEG

Published: September 01, 2023
doi:

Summary

Il protocollo mostra ripetute raccolte di liquido cerebrospinale e sangue da ratti epilettici eseguite in parallelo con il monitoraggio continuo del video-elettroencefalogramma (EEG). Questi sono fondamentali per esplorare i possibili collegamenti tra i cambiamenti in varie molecole del fluido corporeo e l’attività convulsiva.

Abstract

Poiché la composizione dei fluidi corporei riflette molte dinamiche fisiologiche e patologiche, i campioni di liquidi biologici sono comunemente ottenuti in molti contesti sperimentali per misurare molecole di interesse, come ormoni, fattori di crescita, proteine o piccoli RNA non codificanti. Un esempio specifico è il campionamento di liquidi biologici nella ricerca di biomarcatori per l’epilessia. In questi studi, è auspicabile confrontare i livelli di molecole nel liquido cerebrospinale (CSF) e nel plasma, prelevando CSF e plasma in parallelo e considerando la distanza temporale del prelievo da e verso le convulsioni. Il campionamento combinato del liquido cerebrospinale e del plasma, abbinato al monitoraggio video-EEG negli animali epilettici, è un approccio promettente per la convalida di potenziali biomarcatori diagnostici e prognostici. Qui viene descritta una procedura di prelievo combinato di liquido cerebrospinale dalla cisterna magna e prelievo di sangue dalla vena caudale laterale nei ratti epilettici che sono continuamente monitorati tramite video-EEG. Questa procedura offre vantaggi significativi rispetto ad altre tecniche comunemente utilizzate. Consente un campionamento rapido con dolore o invasività minimi e tempi di anestesia ridotti. Inoltre, può essere utilizzato per ottenere campioni di liquido cerebrospinale e plasma in ratti registrati EEG sia legati che telemetrici e può essere utilizzato ripetutamente per più giorni di esperimento. Riducendo al minimo lo stress dovuto al campionamento accorciando l’anestesia con isoflurano, ci si aspetta che le misure riflettano in modo più accurato i livelli reali delle molecole indagate nei biofluidi. A seconda della disponibilità di un test analitico appropriato, questa tecnica può essere utilizzata per misurare i livelli di molecole multiple e diverse eseguendo contemporaneamente la registrazione EEG.

Introduction

Il liquido cerebrospinale (CSF) e il prelievo di sangue sono importanti per identificare e convalidare i biomarcatori dell’epilessia, sia nella ricerca preclinica che in quella clinica 1,2. Al giorno d’oggi, la diagnosi di epilessia e la maggior parte della ricerca sui biomarcatori dell’epilessia si concentrano sull’EEG e sul neuroimaging 3,4,5. Questi approcci, tuttavia, presentano diverse limitazioni. Oltre alle misurazioni di routine del cuoio capelluto, in molti casi, l’EEG richiede tecniche invasive come gli elettrodi di profondità6. I metodi di imaging cerebrale hanno una scarsa risoluzione temporale e spaziale e sono relativamente costosi e dispendiosi in termini di tempo 7,8. Per questo motivo, l’identificazione di biomarcatori non invasivi, a basso costo e basati su biofluidi fornirebbe un’alternativa molto interessante. Inoltre, questi biomarcatori di biofluidi potrebbero essere combinati con gli approcci diagnostici disponibili per affinare la loro predittività.

I pazienti con diagnosi di epilessia vengono regolarmente sottoposti all’EEG 9,10 e al prelievo di sangue 11,12,13,14, e molti anche al prelievo di liquido cerebrospinale per escludere cause potenzialmente letali (ad esempio, infezioni acute, encefalite autoimmune)15. Questi campioni di sangue e liquor possono essere utilizzati nella ricerca clinica volta a identificare i biomarcatori per l’epilessia. Ad esempio, Hogg e collaboratori hanno scoperto che un aumento di tre frammenti plasmatici di tRNA precede l’insorgenza di convulsioni nell’epilessia umana14. Allo stesso modo, i livelli di interleuchina-1beta (IL-1β) nel liquido cerebrospinale umano e nel siero, espressi come rapporto tra i livelli di IL-1β nel liquido cerebrospinale rispetto al siero, possono predire lo sviluppo di epilessia post-traumatica dopo una lesione cerebrale traumatica16. Questi studi evidenziano l’importanza del campionamento dei biofluidi per la ricerca sui biomarcatori dell’epilessia, ma si scontrano con molteplici limitazioni intrinseche agli studi clinici, ad esempio, il fattore cofondatore dei farmaci antiepilettici (AED) nel sangue, la frequente mancanza di informazioni eziologiche, controlli inadeguati, un numero modesto di pazienti e altri17,18.

La ricerca preclinica offre altre opportunità per studiare le molecole nei biofluidi come potenziali biomarcatori per l’epilessia. Infatti, è possibile prelevare plasma e/o liquido cerebrospinale dagli animali durante l’esecuzione di registrazioni EEG. Inoltre, il campionamento può essere eseguito ripetutamente per più giorni dell’esperimento e un certo numero di controlli abbinati per età, sesso e insulti epilettici possono essere utilizzati per migliorare la robustezza dello studio. Qui, viene descritta in dettaglio una tecnica flessibile per ottenere CSF dalla cisterna magna con prelievo parallelo di plasma dalla vena caudale nei ratti monitorati con EEG. La tecnica presentata presenta diversi vantaggi rispetto ai metodi alternativi. Utilizzando un approccio con ago a farfalla, è possibile raccogliere più volte il liquido cerebrospinale senza compromettere la funzione degli elettrodi EEG o di impianti di testa simili. Ciò rappresenta un perfezionamento delle procedure di prelievo del catetere intratecale, che sono associate a un rischio relativamente elevato di infezione. Inoltre, l’approccio di caduta libera utilizzato per la raccolta del sangue è superiore ad altri approcci di prelievo di sangue della vena caudale a causa del rischio altamente ridotto di emolisi, dovuto al fatto che il sangue non passa attraverso i tubi e non viene applicata alcuna pressione di vuoto. Se eseguito in condizioni rigorose di assenza di germi, il rischio di infezione per gli animali è particolarmente basso. Inoltre, avviando i prelievi di sangue all’estremità della coda degli animali, il prelievo può essere ripetuto più volte. Tali tecniche sono facili da padroneggiare e possono essere applicate in molti studi preclinici sui disturbi del sistema nervoso centrale.

Protocol

Tutte le procedure sperimentali sono state approvate dal Comitato Istituzionale per la Cura e l’Uso degli Animali dell’Università di Ferrara e dal Ministero della Salute (autorizzazione: D.M. 603/2022-PR) in conformità alle linee guida delineate nella Direttiva del Consiglio delle Comunità Europee del 24 novembre 1986 (86/609/CEE) sulla protezione degli animali utilizzati a fini sperimentali e ad altri fini scientifici. Questo protocollo è specificamente adattato per ulteriori analisi quantitative della reazione a ca…

Representative Results

L’esito di diverse procedure di CSF e prelievo di sangue eseguite in 9 ratti epilettici di controllo e 18 ratti epilettici cronici, tutti impiantati con elettrodi a 1 mese dopo l’ES, è riportato in termini di tasso di successo. Dopo l’impianto, tutti i ratti sono stati monitorati con video-EEG per 1 mese, durante il quale il liquido cerebrospinale più il sangue è stato prelevato 5 volte ogni 3 giorni durante le ultime due settimane dell’esperimento (cioè ai giorni 52, 55, 58, 61 e 64 post-SE; dpSE). I dati provenient…

Discussion

Il presente lavoro illustra una tecnica di raccolta del liquido cerebrospinale e del sangue nei ratti, che può essere utile non solo per studi in modelli di epilessia ma anche di altre condizioni o malattie neurologiche come l’Alzheimer, il Parkinson o la sclerosi multipla. Nella ricerca sull’epilessia, entrambe le procedure di campionamento abbinate al video-EEG sono ideali quando viene perseguita una correlazione tra i livelli di diverse molecole solubili e l’attività convulsiva. Per questo specifico motivo, è stata…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo studio è stato sostenuto da una sovvenzione del programma di lavoro Horizon 2020 dell’Unione Europea (call H2020-FETOPEN-2018-2020) nell’ambito dell’accordo di sovvenzione 964712 (PRIME; a M. Simonato).

Materials

Blood collection set BD Vacutainer Safety-Lok BD Italy SpA, Milan, Italy 367246 Material
Blood Collection tubes (Microtainer K2E) BD Italy SpA, Milan, Italy 365975 Material
Butterfly Winged Infusion Set 23G x 3/4'' 0.6 x 19 mm Nipro, Osaka, Japan  PSY-23-ET-ICU Material
Centrifuge refrigerated ALC PK 130R DJB Labcare Ltd, Buckinghamshire, England 112000033 Material
Cotton suture 3-0 Ethicon, Johnson & Johnson surgical technologies, Raritan, New Jersey, USA 7343H Material
Diazepam 5 mg/2ml, Solupam Dechra Veterinary Products, Torino, Italy 105183014 (AIC) Solution
Digital video 8-channel media recorder system of telemetry EEG set up Data Sciences International (DSI), St Paul, MN, USA PNM-VIDEO-008 Equipment
Digital video surveillance system of tethered EEG set up EZVIZ Network, Hangzhou, Cina EZVIZ (V5.3.2) Equipment
Disinfectant based on stabilized peroxides and quaternary ammonium activity Laboratoire Garcin-Bactinyl, France LB 920111 Solution
Dummy guide cannula 8 mm Agn Tho's, Lindigö, Sweden CXD-8 Material
Electrode 3-channel two-twisted Invivo1, Plastic One, Roanoke, Virginia, USA MS333/3-B/SPC Material
Electrode holder for stereotxic surgery Agn Tho's, Lindigö, Sweden 1776-P1 Equipment
Eppendorf BioSpectrometer basic Eppendorf AG, Hamburg, Germany 6137 Equipment

Eppendorf PCR Tubes 0.2 mL
Eppendorf Srl, Milan, Italy 30124332 Material
Eppendorf μCuvette G1.0 Eppendorf AG, Hamburg, Germany 6138 Equipment
Feeding needle flexible 17G for rat Agn Tho's, Lindigö Sweden 7206 Material
Grass Technology apparatus Grass Technologies, Natus Neurology Incorporated, Pleasanton, California, USA M665G08 Equipment (AS40 amplifier, head box, interconnecting cables, telefactor model RPSA S40)
Isoflurane 100%, IsoFlo Zoetis, Rome, Italy 103287025 (AIC) Solution
Ketamine (Imalgene) Merial, Toulouse, France 221300288 (AIC) Solution
Lithium chloride  Sigma-Aldrich, Milan, Italy L9650 Material
Microinjection cannula 31G 9 mm Agn Tho's, Lindigö Sweden CXMI-9 Material
MP150 modular data acquisition and analysis system  Biopac, Goleta, California, USA MP150WSW Equipment
Ophthalmic vet ointment, Hylo night Ursapharm, Milan, Italy 941791927 (AIC) Material
Pilocarpine hydrochloride Sigma-Aldrich, Milan, Italy P6503 Material
PTFE Tube with joint Agn Tho's, Lindigö, Sweden JT-10 Material
Saline 0.9% NaCl, pH adjusted to 7.0 Solution
Scopolamine hydrobromide trihydrate Sigma-Aldrich, Milan, Italy S2250 Material
Scopolamine methyl nitrate Sigma-Aldrich, Milan, Italy S1876 Material
Silver sulfadiazine 1% cream  Sofar, Trezzano Rosa, Milan, Italy 025561010 (AIC) Material
Simplex rapid dental methacrylic cement   Kemdent, Associated Dental Products Ltd, Swindon, United Kingdom ACR811 Material
Stereotaxic apparatus David Kopf Instruments, Los Angeles, CA, USA Model 963 Equipment
Sucrose solution 10% sucrose in distilled water Home-made Solution
Syringe 1 mL  Biosigma, Cona, Venezia, Italy 20,71,26,03,00,350 Material
Telemeters Data Sciences International (DSI), St Paul, MN, USA CTA-F40 Material
Telemetry EEG traces analyzer Data Sciences International (DSI), St Paul, MN, USA NeuroScore v3-0 Equipment
Telemetry system Data Sciences International (DSI), St Paul, MN, USA Hardware plus software Ponemah core 6.51 Equipment
Xylazine hydrochloride Sigma-Aldrich, Milan, Italy X1251 Material

References

  1. Hanin, A., et al. Cerebrospinal fluid and blood biomarkers of status epilepticus. Epilepsia. 61 (1), 6-18 (2020).
  2. Pitkänen, A., et al. Advances in the development of biomarkers for epilepsy. The Lancet Neurology. 15 (8), 843-856 (2016).
  3. Dlugos, D., et al. Childhood Absence Epilepsy Study Team (2013). Pretreatment EEG in childhood absence epilepsy: associations with attention and treatment outcome. Neurology. 81 (2), 150-156 (2013).
  4. Lorenzo, N. Y., et al. Intractable frontal lobe epilepsy: pathological and MRI features. Epilepsy research. 20 (2), 171-178 (1995).
  5. van Dellen, E., et al. Epilepsy surgery outcome and functional network alterations in longitudinal MEG: a minimum spanning tree analysis. NeuroImage. 86, 354-363 (2014).
  6. Shah, A. K., Mittal, S. Invasive electroencephalography monitoring: Indications and presurgical planning. Annals of Indian Academy of Neurology. 17 (Suppl 1), S89-S94 (2014).
  7. Whiting, P., et al. A systematic review of the effectiveness and cost-effectiveness of neuroimaging assessments used to visualise the seizure focus in people with refractory epilepsy being considered for surgery. Health technology assessment. 10 (4), 1-iv (2006).
  8. Lenkov, D. N., Volnova, A. B., Pope, A. R., Tsytsarev, V. Advantages and limitations of brain imaging methods in the research of absence epilepsy in humans and animal models. Journal of neuroscience methods. 212 (2), 195-202 (2013).
  9. Leach, J. P., Stephen, L. J., Salveta, C., Brodie, M. J. Which electroencephalography (EEG) for epilepsy? The relative usefulness of different EEG protocols in patients with possible epilepsy. Journal of neurology, neurosurgery, and psychiatry. 77 (9), 1040-1042 (2006).
  10. Huppertz, H. J., et al. Localization of interictal delta and epileptiform EEG activity associated with focal epileptogenic brain lesions. NeuroImage. 13 (1), 15-28 (2001).
  11. Linder, C., et al. Comparison between dried blood spot and plasma sampling for therapeutic drug monitoring of antiepileptic drugs in children with epilepsy: A step towards home sampling. Clinical biochemistry. 50 (7-8), 418-424 (2017).
  12. Wegner, I., Wilhelm, A. J., Lambrechts, D. A., Sander, J. W., Lindhout, D. Effect of oral contraceptives on lamotrigine levels depends on comedication. Acta neurologica Scandinavica. 129 (6), 393-398 (2014).
  13. Palmio, J., et al. CSF and plasma adipokines after tonic-clonic seizures. Seizure. 39, 10-12 (2016).
  14. Hogg, M. C., et al. Elevation in plasma tRNA fragments precede seizures in human epilepsy. Journal of Clinical Investigation. 129 (7), 2946-2951 (2019).
  15. Ellul, M., Solomon, T. Acute encephalitis – diagnosis and management. Clinical medicine. 18 (2), 155-159 (2018).
  16. Diamond, M. L., et al. IL-1β associations with posttraumatic epilepsy development: a genetics and biomarker cohort study. Epilepsia. 55 (7), 1109-1119 (2014).
  17. Auvin, S., et al. Prospective clinical trials to investigate clinical and molecular biomarkers. Epilepsia. 58 (Suppl 3), 20-26 (2017).
  18. Weber, Y. G., Nies, A. T., Schwab, M., Lerche, H. Genetic biomarkers in epilepsy. Neurotherapeutics. 11 (2), 324-333 (2014).
  19. Fornari, R. V., et al. Rodent stereotaxic surgery and animal welfare outcome improvements for behavioral neuroscience. Journal of Visualized Experiments. (59), e3528 (2012).
  20. Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. Survivable stereotaxic surgery in rodents. Journal of Visualized Experiments. (20), e880 (2008).
  21. Gardiner, T. W., Toth, L. A. Stereotactic Surgery and Long-Term Maintenance of Cranial Implants in Research Animals. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 38 (1), 56-63 (1999).
  22. Westergren, I., Johansson, B. B. Changes in physiological parameters of rat cerebrospinal fluid during chronic sampling: evaluation of two sampling methods. Brain Research Bulletin. 27 (2), 283-286 (1991).
  23. Soukupová, M., et al. Impairment of GABA release in the hippocampus at the time of the first spontaneous seizure in the pilocarpine model of temporal lobe epilepsy. Experimental Neurology. 257, 39-49 (2014).
  24. Soukupová, M., et al. Microdialysis of Excitatory Amino Acids During EEG Recordings in Freely Moving Rats. Journal of Visualized Experiments. (141), e58455 (2018).
  25. Guarino, A., et al. Low-dose 7,8-Dihydroxyflavone Administration After Status Epilepticus Prevents Epilepsy Development. Neurotherapeutics. 19 (6), 1951-1965 (2022).
  26. Curia, G., Longo, D., Biagini, G., Jones, R. S. G., Avoli, M. The pilocarpine model of temporal lobe epilepsy. Journal of Neuroscience Methods. 172 (2), 143-157 (2008).
  27. Racine, R. J. Modification of seizure activity by electrical stimulation: II. Motor seizure. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 32 (3), 281-294 (1972).
  28. Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).
  29. . Blood sampling: Rat Available from: https://nc3rs.org.uk/3rs-resources/blood-sampling/blood-sampling-rat (2022)
  30. Powles-Glover, N., Kirk, S., Wilkinson, C., Robinson, S., Stewart, J. Assessment of toxicological effects of blood microsampling in the vehicle dosed adult rat. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 68 (3), 325-331 (2014).
  31. Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., Bürge, T., Bergmann, R. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Laboratory Animal. 32 (4), 369-376 (1998).
  32. Wang, D., Zhao, Y., Yang, Y., Xie, H. Safety assessment of multiple repeated percutaneous punctures for the collection of cerebrospinal fluid in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 54 (6), e10032 (2021).
  33. Möller, C., et al. Impact of repeated kindled seizures on heart rate rhythms, heart rate variability, and locomotor activity in rats. Epilepsy & Behavior. 92, 36-44 (2019).
  34. Espinosa-Garcia, C., Zeleke, H., Rojas, A. Impact of Stress on Epilepsy: Focus on Neuroinflammation-A Mini Review. International Journal of Molecular Sciences. 22 (8), 4061 (2021).
  35. Cassar, S. C., et al. Comparing levels of biochemical markers in CSF from cannulated and non-cannulated rats. Journal of Neuroscience Methods. 192 (2), 249-253 (2010).
  36. Huang, Y. L., Säljö, A., Suneson, A., Hansson, H. A. Comparison among different approaches for sampling cerebrospinal fluid in rats. Brain Research Bulletin. 41 (5), 273-279 (1996).
  37. Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats. Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).
  38. Roncon, P., et al. MicroRNA profiles in hippocampal granule cells and plasma of rats with pilocarpine-induced epilepsy–comparison with human epileptic samples. Scientific Reports. 5, 14143 (2015).
  39. van Vliet, E. A., et al. Standardization procedure for plasma biomarker analysis in rat models of epileptogenesis: Focus on circulating microRNAs. Epilepsia. 58 (12), 2013-2024 (2017).
  40. Kirschner, M. B., et al. Haemolysis during sample preparation alters microRNA content of plasma. PLoS One. 6 (9), e24145 (2011).
  41. Grimm, H., et al. Advancing the 3Rs: innovation, implementation, ethics and society. Frontiers in Veterinary Science. 10, 1185706 (2023).

Play Video

Cite This Article
Soukupová, M., Guarino, A., Asth, L., Marino, P., Barbieri, M., Simonato, M., Zucchini, S. Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings. J. Vis. Exp. (199), e65636, doi:10.3791/65636 (2023).

View Video