Tuina in a Frozen Shoulder Rat Model: An Efficient and Reproducible Protocol

Yingjie Qiao; Yanhong Yang; Jianmin Wang; Muzhen Li; Lijun Zheng; Huadong Li; Shidong Zhang

doi:10.3791/65440

JoVE Journal > Medicine

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Medicine

Le tuina dans un modèle de rat d’épaule congelé : un protocole efficace et reproductible

Published: July 21, 2023

doi:

10.3791/65440

Yingjie Qiao¹, Yanhong Yang², Jianmin Wang³, Muzhen Li¹, Lijun Zheng¹, Huadong Li³, Shidong Zhang¹

¹College of Acupuncture and Tuina,Shandong University of Traditional Chinese Medicine, ²Department of Tuina,Jinan Massage Hospital, ³Department of Tuina,Shandong University of Traditional Chinese Medicine Affiliated Hospital

Summary

Cette étude développe un protocole Tuina efficace et reproductible pour le traitement de l’épaule gelée établi dans un modèle de rat. Cette approche permettra d’étudier la méthode de traitement thérapeutique Tuina pour les épaules gelées.

Abstract

L’épaule gelée (FS) est une affection courante pour laquelle il n’existe pas de traitement optimal défini. La thérapie Tuina, une technique de médecine traditionnelle chinoise (MTC) utilisée pour traiter les patients atteints de FS dans les hôpitaux chinois, a démontré d’excellents résultats, mais ses mécanismes ne sont pas entièrement compris. S’appuyant sur une étude antérieure, ce travail visait à développer un protocole Tuina pour un modèle de rat FS. Nous avons divisé au hasard 20 rats SD en groupes témoins (C ; n = 5), modèle FS (M ; n = 5), traitement Tuina modèle FS (MT ; n = 5) et traitement oral modèle FS (MO ; n = 5). Cette étude a utilisé la méthode d’immobilisation de la coulée pour établir le modèle de rat FS. L’effet du Tuina et de la dexaméthasone par voie orale sur l’amplitude des mouvements gléno-huméraux (ROM) a été évalué, et les résultats histologiques ont été évalués. Notre étude a montré que le Tuina et la dexaméthasone par voie orale étaient capables d’améliorer la ROM active de l’épaule et de préserver la structure de la capsule, le traitement par Tuina s’avérant plus efficace que la dexaméthasone par voie orale. En conclusion, le protocole Tuina établi dans cette étude s’est avéré très efficace pour le FS.

Introduction

L’épaule gelée (FS), également connue sous le nom de capsulite rétractile de l’épaule, est une maladie spontanément résolutive caractérisée par des douleurs à l’épaule et des déficits de mobilité. Elle touche généralement les personnes âgées de 30 à 70 ans, avec un âge moyen de 50 ans, et a une prévalence d’environ 5 % dans la population chinoise¹. Les femmes auraient une incidence 1,6 fois plus élevée de FS que les hommes². La prévalence de la FS est plus élevée chez les personnes atteintes de diabète, de troubles du métabolisme du glucose et des lipides ou d’autres maladies apparentées, variant entre 10 % et 36 %^2,3. Les traitements cliniques actuels de la FS comprennent la physiothérapie, les stéroïdes et les traitements chirurgicaux⁴.

Il a été démontré que le Tuina, une thérapie de la médecine traditionnelle chinoise (MTC), soulage efficacement les douleurs à l’épaule chez les patients atteints de FS, améliorant ainsi leur qualité de vie ^5,6. Cependant, les mécanismes sous-jacents de ce traitement ne sont pas bien compris. Ainsi, l’utilisation de modèles animaux pour étudier les effets et les mécanismes du Tuina dans le traitement de la FS est cruciale.

L’articulation de l’épaule du rat a une structure complexe similaire à celle de l’épaule humaine et est souvent utilisée dans les études mécanistiques de FS⁷. Le modèle FS du rat est caractérisé par une baisse de la ROM gléno-humérale et de la fibrose de la capsule⁸. De plus, ce modèle permet l’observation de la capsule de l’épaule et permet une recherche pathologique tout en réparant la blessure⁹. De plus, les corticostéroïdes oraux sont souvent utilisés comme groupe témoin dans la recherche sur le traitement de la FS¹⁰. Cette étude vise à développer un protocole Tuina pour le modèle de rat FS et démontre la faisabilité de mener des expériences sur les animaux dans la recherche sur le Tuina en comparant l’efficacité de la thérapie Tuina et de la dexaméthasone par voie orale.

Protocol

Cette étude a été approuvée par le comité d’éthique de l’hôpital affilié de l’Université de médecine traditionnelle chinoise du Shandong (numéro : AWE-2022-023). 1. Animaux de laboratoire Vingt rats mâles de Sprague-Dawley (SD) (âgés de 7 semaines, 250-280 g) ont été logés dans des conditions standard (température ambiante [RT] 20-24 °C, humidité 40%-60 % et cycle lumière/obscurité de 12 h/12 h). 2. Méthode de regroupement Regroupez les rats SD en groupe témoin (C), groupe témoin modèle FS (M), groupe de traitement Tuina modèle FS (MT) et groupe de traitement oral modèle FS (MO), chacun composé de 5 rats. Gardez 5 rats par cage (même groupe). Après 7 jours d’acclimatation, immobiliser une épaule des rats des groupes M, MT et MO en utilisant une immobilisation par plâtre pendant 3 semaines pour imiter la FS comme décrit dans la section suivante. Administrer un traitement par Tuina aux rats du groupe MT pendant 2 semaines, comme décrit dans la rubrique 4 (Figure 1). Calculer la dose requise de dexaméthasone pour chaque kilogramme de rats (0,0675 mg/jour) en fonction de la dose adulte (0,75 mg/jour) et du rapport entre la surface du rat et la surface du corps humain (0,018). Administrer quotidiennement une solution intragastrique de dexaméthasone à des rats du groupe MO à 0,067 mg / kg / jour à 7h00 pendant 2 semaines.REMARQUE : Utilisez cette méthode de regroupement pour confirmer l’effet du protocole Tuina dans cette étude. Effectuer la méthode de regroupement en fonction des objectifs expérimentaux dans différentes études. 3. Développement du modèle FS Anesthésier les rats à l’aide de tribromoéthanol (250 mg/kg, par injection intrapéritonéale)11.NOTE : Conformément aux exigences du comité d’éthique de l’établissement, une solution mère composée de tribomoéthanol (10 g) et d’alcool tert-amylique (10 mL) a été conservée à 4 °C. Avant utilisation, il a été dilué à 2% avec de l’eau distillée. Appliquez des bandages imbibés de plâtre sur l’épaule droite et la poitrine des rats, en maintenant le membre antérieur droit à 90° de rotation interne de l’articulation de l’épaule pendant 3 semaines (Figure 2)12.REMARQUE : Surveillez les rats pour vous assurer qu’ils peuvent effectuer des activités physiologiques normales telles que marcher, manger et boire. Refixez le pansement si les rats ne peuvent pas effectuer d’activités physiologiques normales. Confirmer la mise en place réussie du modèle FS en observant le développement de symptômes tels que la raideur de l’articulation de l’épaule droite, la contraction du membre supérieur droit, l’atrophie musculaire et la boiterie chez le rat13. 4. Méthode Tuina REMARQUE : Tout au long de la procédure, l’enquêteur doit porter un équipement de protection individuelle. Un seul médecin professionnel Tuina doit effectuer toutes les manipulations (Figure 3, Figure 4 et Figure 5). Entraînez-vous à l’aide du système de détermination des paramètres de la technique de massage intelligent, qui comprend un mécanorécepteur et un ordinateur (Figure 3A).Effectuer des manipulations sur les paramètres du mécanorécepteur et de la force dans trois directions affichées par le logiciel (Figure 3B). À l’aide de l’index, effectuer la méthode de pétrissage rotatif dans un mouvement rotatoire à une force de 0,5 kg et à une fréquence de 100 à 120 fois/min (figure 3C). Utilisez le bout du pouce pour effectuer la méthode d’appui sur le point à une force de 0,5 kg (Figure 3D). Effectuer Tuina sur les rats en maintenant l’affichage mécanique mentionné aux étapes 4.1.2 et 4.1.3 pendant 1 min. Tenez le rat jusqu’à ce qu’il se calme (~2 min). Ensuite, effectuez la manipulation. Placez le rat en position couchée latérale, mais la position peut changer en fonction de différentes méthodes de manipulation. Utilisez l’index et le majeur droits pour serrer le membre antérieur droit du rat et fléchissez et étendez-le plusieurs fois pour déterminer les positions de l’articulation de l’épaule, du coude et de l’humérus du rat. Pétrir l’épaule droite, les membres antérieurs et le dos du rat par rotation dans le sens des aiguilles d’une montre avec la pulpe du pouce à une force de 0,5 kg et à une fréquence de 100 à 120 fois/min pendant 3 min (Figure 4A-C).Manipulez les muscles des membres antérieurs en position couchée latérale. Manipulez les muscles des épaules et du dos en position couchée. Appuyez verticalement sur le point d’acupuncture LI15 (Jianyu), SI11 (Tianzong), HT01 (Jiquan) et LI11 (Quchi) verticalement avec le bout du pouce 30 fois par point d’acupuncture à une force de 0,5 kg (Figure 4D-G).Utilisez l’atlas des points d’acupuncture des rats pour définir l’emplacement de chaque point d’acupuncture (Figure 5)14,15. Appuyez sur LI15, situé dans la dépression antéro-inférieure à l’extrémité acromiale, en position couchée. Appuyez sur SI11, situé dans la dépression de la fosse infra-épineuse au milieu de l’épine scapulaire, en position couchée. Appuyez sur HT01, situé au centre de l’aisselle, en position couchée. Appuyez sur LI11 situé dans la dépression médiale à l’extenseur radial du carpe à l’extrémité latérale du pli cubital en position couchée latérale. Tenez l’articulation de l’épaule avec le pouce et le majeur gauches et étirez le membre antérieur dans les positions d’adduction, d’abduction, d’extension antérieure et d’extension postérieure pendant 10 s (Figure 4H-K).REMARQUE : Cette méthode d’étirement doit être effectuée sans résistance chez les rats. Interrompez la procédure Tuina si le rat devient agité. Caressez le rat pendant 10 s pour le calmer, puis procédez à l’essai. Effectuez la procédure quotidiennement pendant 2 semaines. 5. Mesure de la ROM gléno-humérale REMARQUE : Il est important de terminer le processus de mesure le plus rapidement possible pour éviter la dégénérescence du tissu de la capsule articulaire. Retirer l’omoplate et les deux tiers proximaux de l’humérus en bloc après avoir sacrifié le rat avec une dose excessive de tribromoéthanol (3x dose initiale, par injection intrapéritonéale), exposant le bord inférieur de l’omoplate. Insérez une aiguille d’injection (1,2 cm x 0,45 mm) le long de la diaphyse humérale dans la tête humérale. Insérez deux aiguilles d’injection verticalement dans les coins supérieur et inférieur de l’omoplate sur de la mousse plastique enveloppée d’une feuille chirurgicale stérile. Attachez un fil fin à l’aiguille d’injection sur la diaphyse humérale et tirez-le à l’autre extrémité avec une force de 5 g pour le rendre parallèle à la diaphyse humérale. Mesurez l’angle entre le bord inférieur de l’omoplate et la diaphyse humérale (Figure 6).REMARQUE : Pour garantir la fiabilité des résultats, demandez à un enquêteur distinct d’effectuer les mesures. Déclarez les données sous forme de moyennes ±écart-type (ET) à l’aide d’un logiciel d’analyse statistique.REMARQUE : Le logiciel SPSS (SPSS, version 25.0) a été utilisé ici. Analysez les différences entre les groupes à l’aide de l’analyse de variance à un facteur (ANOVA). Obtenir des graphiques de barres à l’aide d’un logiciel approprié.REMARQUE : GraphPad Prism 8 a été utilisé ici. Évaluer la pathologie de la capsule à l’aide de la coloration H&E et Masson après la mesure. 6. Préparation de la section Après avoir évalué la ROM gléno-humérale, fixer des échantillons entiers dans du PFA à 4 % pendant 3 jours, suivi d’une décalcification dans une solution d’EDTA (pH 7,2) pendant 2 mois supplémentaires. Après déshydratation, couper les blocs de tissu incrustés contenant les échantillons en tranches de 5 μm16. Séchez la tranche à 65 °C pendant 60 min. Décépaffinez la tranche. Faites tremper la tranche dans du xylène I, du xylène II et du xylène III pendant 7 minutes, suivies d’une série d’éthanol descendante (éthanol anhydre, 5 min ; éthanol à 95 %, 2 min ; éthanol à 80 %, 2 min et éthanol à 70 %, 2 min), et enfin dans de l’eau ultra-pure pendant 2 minutes. 7. Coloration H&E Teindre les sections avec de l’hématoxyline pendant 5 min, rincer avec de l’éthanol à l’acide chlorhydrique à 1 % pendant 3 s et laver à l’eau courante pendant 5 min. Teindre la section avec de l’éosine pendant 3 min et laver à l’eau du robinet. Tremper la section dans une série d’éthanol (95 % d’éthanol I, 3 s ; 95 % d’éthanol II, 3 s ; éthanol anhydre I, 3 s et éthanol anhydre II, 1 min) puis immerger dans une série de xylène (xylène I, 1 min ; xylène II, 1 min). Placez une goutte de mastic gomme neutre sur chaque échantillon. Scellez chaque échantillon avec un verre de protection. Collectez des images à l’aide d’un microscope à fluorescence inversé (barre d’échelle = 100 μm). 8. Coloration Masson À l’aide d’un stylo immunohistochimique, tracez un cercle autour des coupes puis incubez les coupes dans la solution de Bouin pendant 2 h à 37 °C jusqu’à ce qu’elles mordent. Par la suite, lavez les sections à l’eau jusqu’à ce que la couleur jaune disparaisse. Traitez les échantillons avec du colorant bleu lapis-lazuli pendant 3 min, puis lavez-les à l’eau distillée. Après avoir coloré les coupes avec de l’hématoxyline (Mayer) pendant 2 min, traitez les coupes pendant 3 s dans la solution de différenciation à l’éthanol acide. Ensuite, lavez les sections à l’eau courante pendant 10 min. Teindre les sections avec une solution de colorant magenta ponceau pendant 10 min, puis les laver à l’eau. Plongez les sections dans la solution d’acide phosphomolybdique pendant 10 min. Ajoutez une solution de coloration au bleu d’aniline aux sections pendant 5 minutes, puis lavez-les avec une solution de travail acide faible pendant 2 minutes. Déshydrater et rendre les sections transparentes comme décrit à l’étape 7.3. Placez une goutte d’agent d’étanchéité à la gomme neutre sur chaque section et couvrez-la d’un verre de protection. Laissez sécher les sections dans une hotte. Collectez les images comme décrit à l’étape 7.5.

Representative Results

L’activité physique des rats a été observée pour évaluer le succès ou l’échec du modèle FS. Une étude antérieure a montré que l’immobilisation du plâtre réduisait considérablement la distance parcourue et la vitesse de marche par rapport aux rats normaux17. Une autre recherche a suggéré que le FS n’affectait pas la distance parcourue, et que la boiterie était le symptôme le plus courant13. Cette étude a montré une raideur de l’articulation de l’épaule droite, une contraction du membre supérieur droit, une atrophie musculaire et une boiterie chez le rat après le modelage. Ces lésions dans les groupes MT et MO ont été complètement résolues en 2 semaines d’intervention. Mais il n’y a pas eu de changement significatif dans le groupe M. Le principal critère d’évaluation de l’efficacité du Tuina dans la FS est la mesure de la ROM gléno-humérale18. Nous avons observé que les valeurs moyennes de ROM gléno-humérale étaient de 149,3° ± 5,9° dans le groupe C, de 111,1° ± 3,9° dans le groupe M, de 128,5° ± 2,8° dans le groupe MT et de 119,56° ± 2,9° dans le groupe MO. Comme le montre la figure 7, la ROM gléno-humérale des rats du groupe M était significativement inférieure à celle du groupe C (P < 0,0001). De plus, la ROM dans le groupe MT et le groupe MO était significativement plus élevée que dans le groupe M (P < 0,05, P < 0,0001). Cependant, la ROM dans le groupe MO était significativement inférieure à celle du groupe MT (P < 0,0001). Cette découverte suggère que le Tuina peut améliorer considérablement la fonction de l’articulation de l’épaule chez les rats FS. De plus, la coloration H&E et la coloration Masson peuvent démontrer davantage les effets du Tuina dans la préservation de la structure et la réduction de la fibrose dans la capsule. Pour faciliter l’observation, la capsule de l’articulation gléno-humérale a été utilisée pour les résultats histologiques. La capsule articulaire de l’épaule comprend les couches synoviales et fibreuses19. La coloration H&E a révélé une prolifération des synoviocytes, un aplatissement des plis synoviaux, une stase érythrocytaire et une prolifération vasculaire dans le groupe M, qui sont des caractéristiques typiques du FS (Figure 8A,B). Ces caractéristiques ont diminué dans une certaine mesure après le traitement par Tuina et la dexaméthasone par voie orale (Figure 8C,D). Par rapport au groupe MT, le groupe MO a également montré beaucoup de cellules synoviales. La coloration de Masson a montré la disposition des faisceaux de fibres dans chaque groupe (flèches jaunes). La capsule est constituée d’un réseau lâche de fibres réticulaires avec des faisceaux de fibres disposées dans une direction nette (Figure 8E). Dans le groupe M, les faisceaux de fibres étaient disposés de manière désordonnée, indiquant une fibrose de la capsule (Figure 8F). Les capsules de rats du groupe MT ont montré que les faisceaux de fibres sont nettement stratifiés, mais qu’ils restent légèrement désordonnés dans le groupe MO (Figure 8G, H). Figure 1 : Protocole d’établissement du modèle FS et de l’intervention Tuina. Les rats ont été nourris de manière adaptative pendant 7 jours, l’établissement du modèle FS pendant 21 jours, et la thérapie Tuina a été effectuée quotidiennement pendant 14 jours. Le 36e jour, tous les rats ont été sacrifiés. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 2 : Immobilisation du plâtre pour l’établissement d’un modèle de FS chez le rat. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 3 : Contrôle quantitatif de la manipulation. (A) Système intelligent de détermination des paramètres de la technique de massage. (B) Trois forces peuvent être mesurées sous forme de force parallèle le long de la direction X, de force longitudinale le long de la direction Y et de force verticale le long de la direction Z. (C) Force de la méthode de pétrissage rotatif. La courbe rouge représente la force verticale stabilisée (0,5 kg). La courbe orange représente la force parallèle régulière. La courbe blanche représente la force longitudinale régulière. (D) La force de la méthode d’appui sur les points. La courbe rouge représente la force verticale (0,5 kg). Les courbes orange et blanches représentent les forces non parallèles et longitudinales. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 4 : Manipulation utilisée dans la thérapie Tuina. (A-C) Pétrir les muscles des épaules droites, des membres antérieurs et du dos. (D-G) Appuyez sur les points LI15, SI11, HT01 et LI11. (H-K) Étirez le membre antérieur en position d’adduction, d’abduction, d’extension antérieure et d’extension postérieure. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 5 : Positions anatomiques de LI15, SI11, HT01 et LI11 chez le rat. ● Surface latérale, ○ Surface médiale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 6 : Mesure de la ROM gléno-humérale. Un fil fin est attaché à une aiguille d’injection insérée dans la diaphyse humérale et tiré à l’autre extrémité avec une force de 5 g pour la rendre parallèle à la diaphyse humérale. L’angle entre le bord inférieur de l’omoplate et la diaphyse humérale est mesuré en ROM gléno-humérale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 7 : ROM gléno-humérale sur trois groupes de rats. Les valeurs sont des moyennes ± S.D., n = 5. Des différences significatives sont indiquées par l’ANOVA à un facteur (a P < 0,001 et bP < 0,0001). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 8 : Signes histologiques de la capsule de l’épaule. (A,E) Le groupe témoin contient une structure capsuleuse normale (coloration H&E et Masson). (B,F) Le groupe modèle FS illustre les changements dans la structure de la capsule comme suit : plis synoviaux aplatis, fibrose de la capsule et faisceaux de fibres perturbés (coloration H&E et Masson). (C,G). Le modèle FS combiné au groupe Tuina montre que la structure de la capsule est proche de la normale, et que la fibrose n’est pas évidente (coloration H&E et Masson). (D,H) Le modèle FS associé à la dexaméthasone orale montre que la structure de la capsule est proche de la normale et que la fibrose est évidente (coloration H&E et Masson). Barre d’échelle = 100 μm. HH : tête de l’humérus ; flèche noire : plis synoviaux ; flèche rouge : stase érythrocytaire et prolifération vasculaire ; Flèche jaune : faisceaux de fibres. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

La première étape critique est la sélection du modèle. En raison de la difficulté de mise en œuvre du modèle FS primaire, l’immobilisation du plâtre et la fixation interne chirurgicale sont souvent utilisées pour établir des modèles de rats FS ^9,12. La restriction la plus sévère de la mobilité de l’épaule et la fibrose de la capsule ont été observées dans le modèle FS établi par immobilisation de plâtre pendant 3 semaines^12,20. Dans cette étude, les taux de réussite du modèle FS ont été excellents, avec un taux de réussite de 100 %.

La deuxième étape critique concerne les manipulations utilisées dans ce protocole. Trois manipulations (pétrissage, pressage et étirement) ont été utilisées dans cette étude. La manipulation de pétrissage des tissus mous a été appliquée à l’épaule, à l’omoplate et au haut du bras pour détendre les muscles. La manipulation par pression a été effectuée en appliquant une pression sur des points d’acupuncture tels que LI15, SI11, HT01 et LI11, qui sont le plus couramment utilisés en pratique clinique pour FS ^5,21. LI15, SI11 et HT01 sont situés dans des positions autour de la capsule de l’épaule et peuvent être efficaces pour améliorer la ROM et la fonction de l’épaule²². LI11 est souvent utilisé pour les déficiences motrices des membres supérieurs et est situé dans le même méridien que LI15. Cette méthode d’appariement des points d’acupuncture permet d’améliorer l’efficacité de LI15²³. Après une relaxation complète, des techniques d’étirement ont été utilisées pour rétablir les activités fonctionnelles.

Le problème possible dans ce protocole est que les rats présentent une résistance intense pendant le Tuina, qui peut être causée par la peur plutôt que par le dépassement de la tolérance des rats. À ce stade, les manipulations doivent être arrêtées jusqu’à ce que les rats se calment (caresser pendant 10 s calme les rats). De plus, l’étendue de l’étirement doit être ajustée en fonction des symptômes des rats. Au départ, la limitation de l’articulation de l’épaule était évidente et l’amplitude d’étirement était faible. Parallèlement à l’intervention, la fonction articulaire de l’épaule des rats s’est progressivement rétablie et l’amplitude de l’étirement a progressivement augmenté. La norme est que les rats peuvent accepter la méthode d’étirement sans résistance. Enfin, les rats ont un certain degré d’agressivité, et le Tuina nécessite un contact prolongé avec les rats, il est donc important de porter un équipement de protection individuelle.

Le contrôle quantitatif de la manipulation est le plus difficile dans les expériences Tuina. Bien qu’un simulateur de manipulation de massage puisse être utilisé pour contrôler la force et la fréquence d’une seule manipulation, cette méthode est limitée lorsque plusieurs manipulations et sites de traitement sont impliqués^24,25. Dans la pratique clinique, le Tuina est généralement pratiqué directement par les praticiens, et dans cette étude, il était difficile d’intervenir avec du matériel médical. Pour contrôler la stimulation, le système intelligent de détermination des paramètres de la technique de massage peut être utilisé pour standardiser l’entraînement de Tuina. Après l’entraînement, l’enquêteur peut appliquer la même force à chaque rat dans une certaine mesure. La principale limite de ce protocole est que les manipulations ne peuvent pas être complètement contrôlées.

La thérapie MTC Tuina a une riche histoire d’utilisation à travers la Chine, avec divers médecins dans les hôpitaux utilisant différentes combinaisons de manipulations et de sites de traitement. Par conséquent, il est important d’établir des protocoles reproductibles et efficaces pour les expériences animales et les études cliniques. Dans cette étude, les manipulations et les points d’acupuncture utilisés étaient basés sur une étude antérieure de notre équipe, combinant notre expérience clinique avec les caractéristiques du modèle animal FS²¹. Cette étude a démontré l’efficacité du protocole Tuina développé dans l’amélioration de la fonction de l’articulation de l’épaule et la réduction de la fibrose de la capsule chez les rats FS. Ces résultats fournissent une base pour d’autres recherches sur les mécanismes sous-jacents au traitement du Tuina. De plus, le protocole peut être utile pour les chercheurs intéressés à explorer l’efficacité des traitements médicaux alternatifs pour la FS.

Une étude antérieure a révélé que le mécanisme d’intervention de Tuina sur la fibrose peut être lié à la régulation négative du TGF-β et du CTGF tout en régulant l’équilibre MMP-1/TIMP-1, atténuant ainsi la production de matrice extracellulaire (MEC)²⁶. L’effet du Tuina sur la fibrose de la capsule de l’épaule peut être obtenu grâce à la régulation de divers mécanismes. Cependant, des recherches supplémentaires sont nécessaires pour bien comprendre les mécanismes impliqués dans cette amélioration.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par le Plan de développement de la science et de la technologie de 2020 dans la ville de Jinan (numéro de subvention 202019059), le projet de science et de technologie de la médecine traditionnelle chinoise de la province du Shandong (numéro de subvention 2021Q080) et le projet d’héritage de l’école de médecine traditionnelle chinoise de Qilu (numéro de subvention [2022]93).

Materials

4% paraformaldehyde	Solarbio	P1110
Embedding machine	Changzhou Paisijie Medical Equipment Co., Ltd	BM450A
Ethylene Diamine Tetraacetic Acid (EDTA)	Solarbio	E1171
Hematoxylin eosin (HE) staining kit	Sparkjade	EE0012
Intelligent-massage technique parameter determination system	Shanghai Dukang Intrument Equipment Co. Ltd	ZTC-
Microtome	Leica	531CM-Y43
Modified Masson Trichrome Staining Solution	Shanghai yuanye Bio-Technology Co., Ltd	R20381-8	Bouin 50 mL; lapis lazuli blue dye 50 mL; Hematoxylin (Mayer) 50 mL; acidic ethanol differentiation solution 50 mL; ponceau magenta dye solution 50 mL; phosphomolybdic acid solution 50 mL; aniline blue staining solution 50 mL; weak acid 50 mL
Tribromoethanol	Macklin	T903147-5

References

Li, W., LU, N. Z., Xu, H. L., Wang, H. F., Huang, J. Case control study of risk factors for frozen shoulder in China. International Journal of Rheumatic Diseases. 18 (5), 508-513 (2015).
Degreef, I., Steeno, P., De Smet, L. A survey of clinical manifestations and risk factors in women with Dupuytren’s disease. Acta Orthopaedica Belgica. 74 (4), 456-460 (2008).
Tighe, C. B., Oakley, W. S. The prevalence of a diabetic condition and adhesive capsulitis of the shoulder. Southern Medical Journal. 101 (6), 591-595 (2008).
Cho, C. H., Bae, K. C., Kim, D. H. Treatment strategy for frozen shoulder. Clinics in Orthopedic Surgery. 11 (3), 249-257 (2019).
Liu, M., et al. Effects of massage and acupuncture on the range of motion and daily living ability of patients with frozen shoulder complicated with cervical spondylosis. American Journal of Translational Research. 13 (4), 2804-2812 (2021).
Ai, J., Dong, Y. K., Tian, Q. D., Wang, C. L., Fang, M. Tuina for periarthritis of shoulder: A systematic review protocol. Medicine. 99 (11), e19332 (2020).
Norlin, R., Hoe-Hansen, C., Oquist, G., Hildebrand, C. Shoulder region of the rat: anatomy and fiber composition of some suprascapular nerve branches. The Anatomical Record. 239 (3), 332-342 (1994).
Okajima, S. M., et al. Rat model of adhesive capsulitis of the shoulder. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (139), 58335 (2018).
Zhao, H. K., et al. Tetrandrine inhibits the occurrence and development of frozen shoulder by inhibiting inflammation, angiogenesis, and fibrosis. Biomedicine & Pharmacotherapy. 140, 111700 (2021).
nar, B. M., Battal, V. E., Bal, N., Güler, &. #. 2. 2. 0. ;. &. #. 2. 1. 4. ;., Beyaz, S. Comparison of efficacy of oral versus intra-articular corticosteroid application in the treatment of frozen shoulder: An experimental study in rats. Acta Orthopaedica et Traumatologica Turcica. 56 (1), 64-70 (2022).
Dias, Q. M., Rossaneis, A. C., Fais, R. S., Prado, W. A. An improved experimental model for peripheral neuropathy in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 46 (3), 253-256 (2013).
Kim, D. H., et al. Characterization of a frozen shoulder model using immobilization in rats. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 11 (1), 160 (2016).
Feusi, O., et al. Platelet-rich plasma as a potential prophylactic measure against frozen shoulder in an in vivo shoulder contracture model. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 142 (3), 363-372 (2022).
Yin, C. S., et al. A proposed transpositional acupoint system in a mouse and rat model. Research in Veterinary Science. 84 (2), 159-165 (2008).
Guo, X. R., et al. Study on the regulatory mechanism of electroacupuncture based on thyroid pathway for mammary gland hyperplasia rats. Zhongguo Zhen Jiu. 38 (8), 857-863 (2018).
Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods in Molecular Biology. 1180, 31-43 (2014).
Taguchi, H., et al. A rat model of frozen shoulder demonstrating the effect of transcatheter arterial embolization on angiography, histopathology, and physical activity. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 32 (3), 376-383 (2021).
Oki, S., et al. Generation and characterization of a novel shoulder contracture mouse model. Journal of Orthopaedic Research. 33 (11), 1732-1738 (2015).
Kubo, H., et al. Histologic examination of the shoulder capsule shows new layer of elastic fibres between synovial and fibrous membrane. Journal of Orthopaedics. 22, 251-255 (2020).
Cho, C. H., Lho, Y. M., Hwang, I., Kim, D. H. Role of matrix metalloproteinases 2 and 9 in the development of frozen shoulder: human data and experimental analysis in a rat contracture model. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 28 (7), 1265-1272 (2019).
Wang, J. M., et al. Efficacy and safety of Tuina and intermediate frequency electrotherapy for frozen shoulder: MRI-based observation evidence. American Journal of Translation Research. 15 (3), 1766-1778 (2023).
Ben-Arie, E., et al. The effectiveness of acupuncture in the treatment of frozen shoulder: A systematic review and meta-analysis. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine: eCAM. 2020, 9790470 (2020).
Zou, F., et al. The impact of electroacupuncture at hegu, shousanli, and quchi based on the theory "Treating flaccid paralysis by Yangming alone" on stroke patients’ EEG: A pilot study. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine: eCAM. 2020, 8839491 (2020).
Lv, T. T., et al. Using RNA-Seq to explore the repair mechanism of the three methods and three-acupoint technique on DRGs in sciatic nerve injured rats. Pain research & Management. 2020, 7531409 (2020).
Niu, F., et al. Spinal tuina improves cognitive impairment in cerebral palsy rats through inhibiting pyroptosis induced by NLRP3 and Caspase-1. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine: eCAM. 2021, 1028909 (2021).
Na, Z., et al. The combination of electroacupuncture and massage therapy alleviates myofibroblast transdifferentiation and extracellular matrix production in blunt trauma-induced skeletal muscle fibrosis. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine: eCAM. 2021, 5543468 (2021).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite This Article

Qiao, Y., Yang, Y., Wang, J., Li, M., Zheng, L., Li, H., Zhang, S. Tuina in a Frozen Shoulder Rat Model: An Efficient and Reproducible Protocol. J. Vis. Exp. (197), e65440, doi:10.3791/65440 (2023).

Automatically Generated