Wasserstoffperoxid (H2O2) ist sowohl eine Quelle oxidativer Schäden als auch ein Signalmolekül. Dieses Protokoll beschreibt, wie mitochondrialesH2O2mit Hilfe von HyPer7 (mtHyPer7), einem genetisch kodierten ratiometrischen Biosensor, in lebender Hefe gemessen werden kann. Es wird beschrieben, wie die Bildgebungsbedingungen optimiert und quantitative zelluläre und subzelluläre Analysen mit frei verfügbarer Software durchgeführt werden können.
Mitochondriale Dysfunktion oder funktionelle Veränderung tritt bei vielen Krankheiten und Zuständen auf, darunter neurodegenerative und muskuloskelettale Erkrankungen, Krebs und normales Altern. Hier wird ein Ansatz beschrieben, um die mitochondriale Funktion in lebenden Hefezellen mit zellulärer und subzellulärer Auflösung mit Hilfe eines genetisch kodierten, minimalinvasiven, ratiometrischen Biosensors zu untersuchen. Der Biosensor, der auf Mitochondrien abzielende HyPer7 (mtHyPer7), weist Wasserstoffperoxid (H2O2) in Mitochondrien nach. Es besteht aus einer mitochondrialen Signalsequenz, die mit einem zirkulär permutierten fluoreszierenden Protein fusioniert ist, und derH2O2-responsivenDomäne eines bakteriellen OxyR-Proteins. Der Biosensor wird mit einem CRISPR-Cas9-markerfreien System generiert und in das Hefegenom integriert, um eine konsistentere Expression im Vergleich zu plasmidgetragenen Konstrukten zu erreichen.
mtHyPer7 ist quantitativ auf Mitochondrien ausgerichtet, hat keinen nachweisbaren Einfluss auf die Hefewachstumsrate oder die mitochondriale Morphologie und liefert einen quantitativen Messwert für mitochondrialesH2O2unter normalen Wachstumsbedingungen und bei Exposition gegenüber oxidativem Stress. In diesem Protokoll wird erläutert, wie die Bildgebungsbedingungen mit einem konfokalen Spinning-Disk-Mikroskopsystem optimiert und quantitative Analysen mit frei verfügbarer Software durchgeführt werden können. Diese Werkzeuge ermöglichen es, umfangreiche raumzeitliche Informationen über Mitochondrien sowohl innerhalb von Zellen als auch zwischen Zellen in einer Population zu sammeln. Darüber hinaus kann der hier beschriebene Arbeitsablauf zur Validierung anderer Biosensoren verwendet werden.
Mitochondrien sind essentielle eukaryotische Zellorganellen, die für ihre Funktion bei der Produktion von ATP durch oxidative Phosphorylierung und Elektronentransport bekannt sind1. Darüber hinaus sind Mitochondrien Orte für die Kalziumspeicherung, die Synthese von Lipiden, Aminosäuren, Fettsäure- und Eisen-Schwefel-Clustern sowie die Signaltransduktion 2,3. Innerhalb von Zellen bilden Mitochondrien ein dynamisches Netzwerk mit charakteristischer Morphologie und Verteilung, die je nach Zelltyp und Stoffwechselzustand variiert. Obwohl Mitochondrien fusionieren und sich teilen können, sind nicht alle Mitochondrien in einer Zelle gleichwertig. Zahlreiche Studien haben die funktionelle Heterogenität von Mitochondrien innerhalb einzelner Zellen in Attributen wie Membranpotenzial und oxidativem Zustand dokumentiert 4,5,6. Diese Variation der mitochondrialen Funktion ist zum Teil auf eine Schädigung der Organelle durch mtDNA-Mutationen (die mit einer höheren Rate als in der Kern-DNA auftreten) und auf oxidative Schäden durch reaktive Sauerstoffspezies (ROS) zurückzuführen, die sowohl innerhalb als auch außerhalb der Organelle erzeugt werden 7,8,9. Die Schädigung der Organelle wird durch mitochondriale Qualitätskontrollmechanismen gemildert, die den Schaden reparieren oder unreparabel geschädigte Mitochondrien eliminieren10.
Wasserstoffperoxid (H2O2) ist eine reaktive Sauerstoffspezies, die eine Quelle oxidativer Schäden an zellulären Proteinen, Nukleinsäuren und Lipiden ist. H2O2dient jedoch auch als Signalmolekül, das zelluläre Aktivitäten durch die reversible Oxidation von Thiolen in Zielproteinenreguliert 11,12. H2O2 wird aus Elektronen hergestellt, die aus der mitochondrialen Elektronentransportkette austreten, und von spezifischen Enzymen wie der NADPH-Oxidase und den Monoaminoxidasen 13,14,15,16,17,18,19,20. Es wird auch durch antioxidative Systeme inaktiviert, einschließlich solcher, die auf Thioredoxin und Glutathion basieren21,22,23. Daher ist die Analyse der mitochondrialenH2O2-Spiegelvon entscheidender Bedeutung, um die Rolle dieses Metaboliten bei der normalen mitochondrialen und zellulären Funktion und unter Bedingungen von oxidativem Stress zu verstehen.
Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist der Nachweis von mitochondrialemH2O2 mit einem genetisch kodierten ratiometrischenH2O2-Biosensor, HyPer7, der auf die Organelle (mtHyPer7) ausgerichtet ist. mtHyPer7 ist eine Chimäre, die aus der mitochondrialen Signalsequenz von ATP9 (der Su9-Vorsequenz), einer zirkulär permutierten Form des grün fluoreszierenden Proteins (GFP) und der H2O2-Bindungsdomäne des OxyR-Proteins aus Neisseria meningitidis24 besteht (Abbildung 1). In zirkulär permutiertem GFP werden die N- und C-Termini von nativem GFP fusioniert und neue Termini in der Nähe des Chromophors gebildet, die dem Protein eine größere Mobilität und eine größere Labilität seiner spektralen Eigenschaften im Vergleich zu nativem GFP25 verleihen. Die Wechselwirkung der OxyR-Domäne von mtHyPer7 mit H2O2 ist hochaffin, H2O2-selektivund führt zu einer reversiblen Oxidation der konservierten Cysteinreste und zur Bildung von Disulfidbrücken. Konformationsänderungen, die mit der Oxidation von OxyR assoziiert sind, werden auf das zirkulär permutierte GFP in mtHyPer7 übertragen, was zu einer spektralen Verschiebung des Anregungsmaximums des mtHyPer7-Chromophors von 405 nm im reduzierten Zustand auf 488 nm im H2O2-oxidierten Zustandführt 26. Somit spiegelt das Verhältnis der Fluoreszenz von mtHyPer7 als Reaktion auf die Anregung bei 488 nm gegenüber 405 nm die Oxidation der Sonde durchH2O2wider.
Im Idealfall sollte ein Biosensor eine absolute, quantitative Echtzeit-Ablesung seines Zielmoleküls liefern. Leider ist dies bei realen Messungen jedoch nicht immer möglich. Bei Oxidationssensoren, wie z. B. mtHyPer7, wird die Echtzeitanzeige durch die Reduktionsrate der Disulfidbrücke beeinflusst. Die von ROS-Biosensoren verwendeten Reduktionssysteme unterscheiden sich, und diese können die Dynamik der Sondenantwort dramatisch verändern – wie der Vergleich von HyPer7, das durch das Thioredoxin-System reduziert wurde, und roGFP2-Tsa2ΔCR, reduziert durch Glutathion in Hefezytosol27, zeigte. Um also aus den mtHyPer7-Verhältnisseneinen Rückschluss auf die relative H2O2-Konzentration zu ziehen, muss man davon ausgehen, dass das Reduktionssystem während des Experiments eine konstante Kapazität beibehält. Ungeachtet dieser Überlegungen wurden HyPer7 und verwandte Sonden in verschiedenen Zusammenhängen verwendet, um Informationen überH2O2in lebenden Zellen zu erhalten 25,28,29.
Abbildung 1: Design, molekularer Mechanismus und Anregungs-/Emissionsspektren des H2O2-Biosensors mtHyPer7. (A) Die mtHyPer7-Sonde wird durch Insertion von zirkulär permutiertem GFP in die OxyR-RD-Domäne von Neisseria meningitidis abgeleitet. Es enthält die mitochondriale Targeting-Sequenz aus der Untereinheit 9 der ATP-Synthase aus Neurospora crassa (Su9). (B) Illustration des H2O2-Sensormechanismus von mtHyPer7. Die Oxidation von Cysteinen in der RD-Domäne erhöht die Fluoreszenzemission bei Anregung bei 488 nm und verringert die durch Anregung bei 405 nm erzeugte Emission. (C) Anregungs- und Emissionsspektren von HyPer7 in oxidierter und reduzierter Form. Diese Abbildung wurde mit freundlicher Genehmigung von Pak et al.24 abgedruckt. Abkürzungen: GFP = grün fluoreszierendes Protein; cpGFP = zirkulär permutiertes GFP. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Diese ratiometrische Bildgebung von mtHyPer7 bietet wichtige Vorteile für die mitochondriale H2O2-Quantifizierung24,27; Es bietet eine interne Kontrolle für die Sondenkonzentration. Darüber hinaus ist die Verschiebung des Anregungspeaks, die durch dieH2O2-Expositionhervorgerufen wird, nicht vollständig, selbst bei Sättigungskonzentrationen vonH2O2. So kann das Ratio-Imaging die Empfindlichkeit erhöhen, indem zwei Spektralpunkte in die Analyse einbezogen werden.
Die hier verwendete mtHyPer7-Sonde hat eine sehr hohe Affinität zuH2O2und eine relativ geringe Empfindlichkeit gegenüber pH24 und wurde erfolgreich auf Caenorhabditis elegans-Mitochondrien 30 ausgerichtet. Dieses Protein wurde auch in Hefeverwendet 27,31. Frühere Studien stützten sich jedoch auf die plasmidgetragene Expression von mtHyPer7, was zu einer Variabilität der Sondenexpression von Zelle zu Zelle führt27. Darüber hinaus wurde das in diesem Protokoll beschriebene Konstrukt mit Hilfe eines CRISPR-basierten Ansatzes zur markerfreien Integration in eine konservierte, genfreie Region auf Chromosom X32 integriert. Die Expression des integrierten Biosensor-Gens wird ebenfalls durch den starken konstitutiven TEF1-Promotor gesteuert (Abbildung 2). Infolgedessen gibt es eine stabilere, konsistentere Expression des Biosensors in Hefezellpopulationen als bei der Plasmid-basierten Biosensorexpression, und Zellen, die den Biosensor tragen, können ohne die Notwendigkeit selektiver Medien vermehrt werden.
Abbildung 2: Generierung von mtHyPer7-exprimierenden Zellen mittels CRISPR. Das Cas9- und sgRNA-haltige Plasmid (YN2_1_LT58_X2site) und PCR-amplifizierte mtHyPer7-haltige Biosensorkonstrukt wird durch Lithiumacetat-Transformation in knospende Hefezellen eingebracht. Die genfreie Insertionsstelle auf Chromosom X (X2) wird vom Cas9-Protein mit der sgRNA erkannt und geschnitten, und der Biosensor wird durch homologe Rekombination in das Genom integriert. Nach der Identifizierung der erfolgreichen Transformanten durch mikroskopisches Screening, Kolonie-PCR und Sequenzierung wird das Cas9-Plasmid durch Wachstum in nicht-selektiven Medien entfernt (ausgehärtet). Abkürzungen: sgRNA = Single guide RNA; TEF = Transkriptionsverstärker-Faktor. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Schließlich bietet mtHyPer7 Vorteile gegenüber anderen ROS-Biosensoren. Beispielsweise können organische Farbstoffe, die zum Nachweis von ROS verwendet werden (z. B. Dihydroethidium [DHE]2 und MitoSOX3), eine ungleichmäßige oder unspezifische Färbung verursachen und werden häufig in Lösungsmitteln wie Ethanol oder Dimethylsulfoxid geliefert, die zusätzliche Kontrollen für Lösungsmitteleffekte erfordern. Eine weitere Klasse von ROS-Biosensoren sind Biosensoren auf Basis von Fluoreszenz-Resonanz-Energietransfer (FRET) (z. B. Redoxfluor für den zellulären Redoxzustand4 und die Peroxidsensoren HSP-FRET5, OxyFRET 6 und PerFRET6). Diese Sonden sind genetisch kodiert und prinzipiell hochempfindlich und können mit Hilfe gut charakterisierter mitochondrialer Signalsequenzen quantitativ auf Mitochondrien ausgerichtet werden. Es gibt jedoch Herausforderungen bei der Verwendung von FRET-basierten Sonden, einschließlich des Hintergrunds aufgrund von Kreuzanregung und Durchblutung sowie strenger Anforderungen an die Nähe und Ausrichtung der Fluorophore, damit FRET auftretenkann 33,34. Darüber hinaus bestehen FRET-Sonden aus zwei fluoreszierenden Proteinen, die im Vergleich zu spektrenverschiebenden Sonden größere Konstrukte für die Expression in den interessierenden Zellen benötigen. Das hier beschriebene Protokoll wurde entwickelt, um die Stärken des HyPer7-basierten Biosensors zu nutzen und diese kompakte, ratiometrische, hochaffine, genetisch kodierte Sonde für die quantitative Bildgebung von Peroxid in Mitochondrien in lebender Hefe zu verwenden.
In diesem Protokoll wird eine Methode zur Verwendung von mtHyPer7 als Biosensor zur Bestimmung von mitochondrialemH2O2in lebenden knospenden Hefezellen beschrieben. Der Biosensor wird mit einer CRISPR-basierten Methode konstruiert und ohne den Einsatz von selektierbaren Markern in eine konservierte genfreie Region im Hefegenom eingebracht. Im Vergleich zu plasmidgetragenen Biosensoren werden integrierte Biosensoren in allen Zellen und in konsistenten Konzentrationen exprimiert, was zuverlässigere Quantifizierungsergebnisse liefert. Es werden keine selektierbaren Marker verwendet, um mtHyPer7-exprimierende Zellen zu erzeugen, was die Verwendung eines breiteren Spektrums von Stammhintergründen ermöglicht und die genetische Modifikation von Biosensor-exprimierenden Zellen erleichtert. Das mtHyPer7-Protein ist korrekt auf die Mitochondrien ausgerichtet, ohne dass dies spürbare Auswirkungen auf die Morphologie, Funktion, Verteilung oder zelluläre Wachstumsraten der Mitochondrien hat. mtHyPer7 zeigt eine dosisabhängige Reaktion auf extern zugeführtesH2O2. Darüber hinaus ist mtHyPer7 in der Lage, über die Heterogenität der mitochondrialen Qualität mit subzellulärer Auflösung zu berichten. Schließlich führt die Verwendung eines konfokalen Spinning-Disk-Mikroskops im Gegensatz zur Weitfeldmikroskopie zur Abbildung von Biosensoren, die auf die Mitochondrien abzielen, zu einer geringeren Photobleichung der Fluorophore und erzeugt hochauflösende Bilder für die Analyse subzellulärer Unterschiede.
Grenzen und alternative Ansätze
Diese Methode eignet sich nicht für die Bildgebung von Zellen für mehr als 10 Minuten, da die Zellen unter dem Deckglas austrocknen. Für eine längerfristige Bildgebung ist es besser, die Agar-Pad-Methode46 zu verwenden oder Zellen in einer mit SC-Medium gefüllten Kulturschale mit Glasboden zu immobilisieren.
Die Wahl des Biosensors sollte sich an der Konzentration des Ziels unter experimentellen Bedingungen orientieren. Wenn die Empfindlichkeit von HyPer7 zu hoch ist, würde eine andere HyPer-Version empfohlen werden, wie z.B. HyPer3 oder HyPerRed47,48. Es ist jedoch zu beachten, dass andere HyPer-Sonden pH-empfindlicher sind. Für eine höhere Sensitivität könnte das auf Peroxiredoxin basierende roGFP besser geeignet sein (roGFP2Tsa2ΔCR)27.
Der stationäre Oxidationszustand desH2O2-Sensorsist sowohl an die Oxidations- als auch an die Reduktionsrate gebunden. Die Oxidationsrate von Biosensoren wird hauptsächlich durchH2O2verursacht, aber die Reduktionsrate hängt von den antioxidativen Reduktionssystemen ab, die in der Zelle und im Organell aktiv sind. Es wurde gezeigt, dass HyPer7 überwiegend durch das Thioredoxin-System im Hefezytosol reduziert wird, und seine Reduktion ist schneller als die von roGFP2Tsa2ΔCR27. Daher sollten die unterschiedlichen Reduktionsmechanismen und Antwortdynamiken der Sonde bei der Interpretation von Messungen von H2O2-Biosensoren berücksichtigt werden. Insbesondere muss für die Ableitung vonH2O2-Wertenaus der Biosensorauslesung davon ausgegangen werden, dass das Reduktionssystem während des Versuchs eine konstante Kapazität aufrechterhält. Als Alternative zu den hier beschriebenen Skripten wurde eine Vielzahl anderer Software für die Analyse von Redoxsensoren49 frei zur Verfügung gestellt.
Kritische Schritte
Bei jedem Biosensor ist es wichtig nachzuweisen, dass der Biosensor selbst den zu messenden Prozess nicht beeinflusst. Daher ist es wichtig, das Wachstum und die mitochondriale Morphologie von Stämmen unter jeder experimentellen Bedingung zu vergleichen. Hier wird die Morphologie der Mitochondrien mit dem MitoTracker Red beurteilt, der die Mitochondrien membranpotentialabhängig färbt. Der Vergleich der Mitochondrien in untransformierten und biosensortransformierten Zellen kann jedoch durch Färbung mit Tetramethylrhodaminmethylester (TMRM), einem alternativen mitochondrialen Vitalfarbstoff zur Messung des Membranpotenzials, oder MitoTracker Green, der Mitochondrien unabhängig vom Membranpotenzial färbt, durchgeführt werden. Wenn schädliche Auswirkungen vermutet werden, kann es hilfreich sein, das Expressionsniveau zu verringern oder die Integrationsstelle zu ändern.
Die Validierung des Dosis-Wirkungs-Verhaltens der Sonde und des Signal-Rausch-Verhältnisses der Bildgebungstechnik ist ebenfalls unerlässlich, um robuste Ergebnisse zu erhalten. Wenn die Variabilität innerhalb einer Gruppe die Variabilität zwischen den Gruppen übersteigt, werden Unterschiede schwer zu erkennen. Die Variabilität innerhalb der Gruppe kann sich aus tatsächlichen Populationsschwankungen oder aus Rauschen im Erkennungsprozess ergeben. Die wichtigsten Schritte zur Erhöhung des Signal-Rausch-Verhältnisses sind die Bilderfassung (Pixelwertbereich und Rauschen), die Hintergrundsubtraktion und die Schwellenwerte.
Auch Rauscheffekte können während der Berechnungsschritte reduziert werden. Der einfachste Ansatz besteht darin, die gewichtete mittlere Intensität aus den Verhältnisbildmessungen (Results.csv) zu berechnen, wobei jedes Pixel das lokale Verhältnis zwischen den Anregungseffizienzen darstellt. Dadurch entsteht ein “pixelweises” Verhältnis. Wenn das Bildsignal-Rausch-Verhältnis jedoch niedrig ist, können robustere Ergebnisse erzielt werden, indem die gewichtete mittlere Intensität für einen ROI sowohl im Zähler- als auch im Nennerkanal berechnet und dann das Verhältnis zwischen diesen beiden gewichteten Mittelwerten berechnet wird (“regionsweises” Verhältnis).
Um eine Schwellenwertmethode auszuwählen, müssen Sie mit dem Befehl Fiji Image | Anpassen | Auto Threshold kann verwendet werden, um alle integrierten Fiji-Methoden automatisch auszuprobieren. Um die Segmentierung (Thresholding) auszuwerten, wird eine gespeicherte Maske mit einem Klick auf Bearbeiten | Auswahl | Auswahl erstellen, dem ROI-Manager hinzufügen (durch Drücken von T) und dann für die RAW-Bilddatei aktiviert. Wenn Mitochondrien nicht ausreichend detektiert werden, sollte eine andere Segmentierungsmethode versucht werden.
Beim Vergleich von Bildern ist es wichtig, alle Bilder mit identischen Abbildungsbedingungen aufzunehmen und alle Bilder mit identischer Kontrastverstärkung anzuzeigen.
Die Bewegung der Mitochondrien muss bei der Optimierung der Bildgebungsbedingungen berücksichtigt werden. Wenn sich die Mitochondrien signifikant zwischen der Anregung bei 405 und 488 nm bewegen, ist das Verhältnisbild nicht genau. Es wird empfohlen, die Belichtungszeit <500 ms zu halten und die Anregung mit der schnellsten verfügbaren Methode (z. B. einem Triggerimpuls oder einem akusto-optischen abstimmbaren Filter) zu ändern. Beim Erfassen eines Z-Stapels sollten beide Anregungen für jeden Z-Schritt durchgeführt werden, bevor zum nächsten Z-Schritt übergegangen wird.
Für die Darstellung der Ergebnisse sind Änderungen des Farbtons (Farbe) für das menschliche Auge offensichtlicher als Änderungen der Intensität. Daher wird der Verhältniswert in eine Farbskala umgewandelt, um die visuelle Interpretation zu erleichtern. Kolorierte Bilder können unmoduliert sein, bei denen alle mitochondrialen Pixel mit der gleichen Helligkeit erscheinen, oder intensitätsmoduliert, bei denen die Pixelintensität im Originalbild verwendet wird, um die Intensitäten im kolorierten Bild festzulegen.
Modifikation und Fehlerbehebung
Als Alternative zur Bestätigung der mitochondrialen Funktion durch Provokation mit Paraquat können Zellen repliziert oder in fermentierbare und nicht fermentierbare Kohlenstoffquellen inokuliert werden.
Für die Hintergrundsubtraktion ist die Rollballsubtraktion (durch Navigieren zu Verarbeiten | Hintergrund subtrahieren…) kann auch verwendet werden, um Ungleichmäßigkeit der Beleuchtung zu beseitigen. Es sollte sichergestellt werden, dass das Vorhandensein von Zellen den Hintergrund, der subtrahiert wird, nicht verändert (indem Sie die Option Hintergrund erstellen aktivieren und das Ergebnis untersuchen).
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die mtHyPer7-Sonde eine konsistente, minimal-invasive Methode zur Beziehung des morphologischen und funktionellen Status von Hefemitochondrien in lebenden Zellen darstellt und die Untersuchung eines wichtigen zellulären Stressor- und Signalmoleküls in einem genetisch behandelbaren, leicht zugänglichen Modellsystem ermöglicht.
The authors have nothing to disclose.
Die Autoren danken Katherine Filpo Lopez für die fachkundige technische Unterstützung. Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der National Institutes of Health (NIH) (GM122589 und AG051047) an LP unterstützt.
Für diese Studien wurde die gemeinsame Ressource für konfokale und spezialisierte Mikroskopie des Herbert Irving Comprehensive Cancer Center an der Columbia University verwendet, die zum Teil durch den NIH/NCI Cancer Center Support Grant P30CA013696 finanziert wurde.
100x/1.45 Plan Apo Lambda objective lens | Nikon | MRD01905 | |
Adenine sulfate | Sigma-Aldrich | #A9126 | |
Bacto Agar | BD Difco | #DF0145170 | |
Bacto Peptone | BD Difco | #DF0118170 | |
Bacto Tryptone | BD Difco | #DF211705 | |
Bacto Yeast Extract | BD Difco | #DF0127179 | |
BamHI | New England Biolabs | R0136S | |
BglII | New England Biolabs | R0144S | |
Carbenicilin | Sigma-Aldrich | C1389 | |
Carl Zeiss Immersol Immersion Oil | Carl Zeiss | 444960 | |
Dextrose (D-(+)-Glucose) | Sigma-Aldrich | #G8270 | |
E. cloni 10G chemical competent cell | Bioserch Technologies | 60108 | |
FIJI | NIH | Schindelin et al 2012 | |
G418 (Geneticin) | Sigma-Aldrich | A1720 | |
GFP emission filter | Chroma | 525/50 | |
Gibson assembly | New England Biolabs | E2611 | |
Graphpad Prism 7 | GraphPad | https://www.graphpad.com/scientific-software/prism/ | |
H2O2 (stable) | Sigma-Aldrich | H1009 | |
HO-pGPD-mito-roGFP-KanMX6-HO | Pon Lab | JYE057/EP41 | Liao et al 20201 |
Incubator Shaker | New Brunswick Scientific | E24 | |
KAPA HiFi PCR kit | Roche Sequencing and Life Science, Kapa Biosystems, Wilmington, MA | KK1006 | |
L-arginine hydrochloride | Sigma-Aldrich | #A8094 | |
laser | Agilent | 405 and 488 nm | |
L-histidine hydrochloride | Sigma-Aldrich | #H5659 | |
L-leucine | Sigma-Aldrich | #L8912 | |
L-lysine hydrochloride | Sigma-Aldrich | #L8662 | |
L-methionine | Sigma-Aldrich | #M9625 | |
L-phenylalanine | Sigma-Aldrich | #P5482 | |
L-tryptophan | Sigma-Aldrich | #T8941 | |
L-tyrosine | Sigma-Aldrich | #T8566 | |
mHyPer7 plasmid | This study | JYE116 | |
Microscope coverslips | ThermoScientific | 3406 | #1.5 (170 µm thickness) |
Microscope slides | ThermoScientific | 3050 | |
MitoTracker Red CM-H2Xros | ThermoFisherScientific | M7513 | |
NaCl | Sigma-Aldrich | S9888 | |
NEBuilder HiFi Assembly Master Mix | New England Biolabs | E2621 | |
Nikon Elements | Nikon | Microscope acquisition software | |
Nikon Ti Eclipse inverted microscope | Nikon | ||
Paraquat (Methyl viologen dichloride hydrate) | Sigma-Aldrich | Cat. #856177 | |
RStudio | Posit.co | Free desktop version | |
Spectrophotometer | Beckman | BU530 | |
Stagetop incubator | Tokai Hit | INU | |
Uracil | Sigma-Aldrich | #U1128 | |
Yeast nitrogen base (YNB) containing ammonium sulfate without amino acids | BD Difco | #DF0919073 | |
YN2_1_LT58_X2site | Addgene | 177705 | Pianale et al 2021 |
Zyla 4.2 sCMOS camera | Andor |