Summary

感染と自然免疫を研究するためのマウス胚性脳からの混合神経細胞およびグリア細胞培養の確立

Published: June 30, 2023
doi:

Summary

このプロトコルは、神経(免疫)学研究のために、胚17日目のマウス脳から中枢神経系細胞培養を生成するユニークな方法を提示します。このモデルは、RT-qPCR、顕微鏡、ELISA、フローサイトメトリーなど、さまざまな実験手法を使用して分析できます。

Abstract

中枢神経系(CNS)のモデルは、 in vivoで 見られる相互接続された細胞の複雑なネットワークを再現する必要があります。CNSは、主にニューロン、星状細胞、希突起膠細胞、およびミクログリアで構成されています。動物の使用を置き換え、削減するための努力が高まっているため、CNS感染症および病状の治療法の開発を可能にする、生来の細胞特性を探索するために、さまざまな in vitro 細胞培養システムが開発されています。特定の研究課題は、(誘導された)多能性幹細胞などのヒトベースの細胞培養システムによって対処できますが、ヒト細胞を扱う作業には、可用性、コスト、および倫理に関して独自の制限があります。ここでは、マウスの胚性脳から細胞を単離および培養するための独自のプロトコルについて説明します。得られた混合神経細胞培養物は、 in vivoで脳に見られるいくつかの細胞集団および相互作用を模倣する。現在の同等の方法と比較して、このプロトコルは脳の特性をより厳密に模倣し、より多くの細胞を獲得するため、1匹の妊娠中のマウスからより多くの実験条件を調査できます。さらに、プロトコルは比較的簡単で再現性が高いです。これらの培養物は、96ウェルベースのハイスループットスクリーン、24ウェル顕微鏡分析、フローサイトメトリーおよび逆転写定量ポリメラーゼ連鎖反応(RT-qPCR)分析用の6ウェル培養など、さまざまなスケールでの使用に最適化されています。この培養法は、 in vitro 法の利便性を備えたCNSの複雑さの文脈の中で感染と免疫を調査するための強力なツールです。

Introduction

中枢神経系(CNS)の理解を深めることは、多くの神経炎症性疾患および神経変性疾患の治療選択肢を改善するために重要です。CNSは、脳、脊髄、および視神経内の相互接続された細胞の複雑なネットワークであり、ニューロン、希突起膠細胞、星状細胞、およびそれらの自然免疫細胞であるミクログリア1で構成されています。in vitroアプローチは、多くの場合、有意義な研究を行うために必要なマウスの数を大幅に減らすことができます。しかし、CNSの複雑な性質により、細胞株を使用してin vivoの状況を再現することは不可能です。混合神経細胞培養は、置換、還元、改良(3R)の原則に沿って、関連するモデルで神経(免疫)学の質問を調査するための非常に貴重な研究ツールを提供します2,3

Thomsonらは、前述の全ての主要なCNS細胞型に分化する出生前脊髄細胞を用いた細胞培養方法を記載した4。このシステムはまた、シナプス形成、有髄軸索、およびランヴィエの結節を有する。この培養方法の主な制限は、脊髄であるため、脳を有用にモデル化せず、胚13日目(E13)の脊髄からの細胞収量が収縮していることです。したがって、これにより、調査できる実験条件の数が制限されます。そこで本研究では、動物に対する必要量を減らすために、細胞収量を増加させた脳の特性を再現する新しい細胞培養システムの開発を目指しました。

Thomsonらを出発点として、純粋に出生前のマウスの脳に由来する細胞培養モデルを開発しました。これらの培養物は、脊髄培養物と同じ細胞集団、相互接続性、および治療オプションを持っていますが、比較すると髄鞘形成が少ない点が異なります。しかし、約3倍高い細胞収量を有するCNS インビトロ モデルを有することは、より効率的であり、より少ないマウスおよびより少ない時間で胚を処理する。この独自の培養システムは、顕微鏡分析用のガラスカバースリップや、ハイスループット研究用の96ウェルプレートを含むさまざまなサイズのプラスチックウェルプレートを使用するなど、複数のダウンストリームアプリケーションとスケール向けに最適化しました。

Protocol

すべての動物実験は、動物使用に関する現地の法律とガイドラインに準拠しており、グラスゴー大学の地元の倫理審査委員会によって承認されました。動物は、英国内務省プロジェクトライセンスの後援の下、1986年英国動物科学的手順法に従って、特定の病原体のない状態で飼育されました。この研究では、社内で飼育した成体C57BL / 6Jマウスを使用しました。妊娠の成功率が高いため、若?…

Representative Results

顕微鏡ガラスカバーガラスで育てられた培養物は、顕微鏡で分析するのに理想的です。培養の発達を視覚化するために、カバーガラスをDIV0(細胞が付着した後)からDIV28までの複数の時点で4%パラホルムアルデヒド(PFA)で固定しました。NG2(未熟希突起膠細胞)とネスチン(神経幹/前駆細胞)、神経細胞マーカーとしてSMI31(軸索)、MBP(ミエリン)、NeuN(ニューロン細胞体)、またはグリア?…

Discussion

CNSは、脳から脊髄にまたがる複雑なネットワークであり、主にニューロン、希突起膠細胞、星状細胞、ミクログリアなど、多くの細胞型で構成されています1。各細胞は、CNS 9,10,11の恒常性を維持し、課題に対する適切な応答を生成する上で重要な役割を果たすため、これらすべての細胞タイプを含む培養…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

エドガーとリニントンの研究室のメンバー、特にクリス・リニントン教授、ダイアナ・アルセニ博士、カティア・ミュックリッシュ博士のアドバイス、有益なコメント、そして私たちがこれらの文化を立ち上げる際の文化への供給の支援に感謝します。特に、Cell Profiler パイプラインの出発点を提供してくださった Muecklisch 博士に感謝します。この作業は、MSソサエティ(助成金122)とユーリとローナチェルナヨフスキー財団によってMPに支援されました。グラスゴー大学がJCとMPに資金を提供する。ウェルカムトラスト(217093 / Z / 19 / Z)および医学研究評議会(MRV0109721)をGJGに譲渡します。

Materials

10x Trypsin Sigma T4549-100ML To digest tissue
140 mm TC Dish Fisher 11339283 Put 8 35 mm dishes per 1 140 mm dish
15 mL Falcon Sarstedt 62554502 To collect cells into pellet for resuspension in plating media
18 G needle Henke Sass Wolf 4710012040 For trituration of sample
21 G needle BD 304432 For trituration of sample
23 G needle Henke Sass Wolf 4710006030 For trituration of sample
35 mm TC Dish Corning 430165 Plate out 3 PLL coated coverslips per 1 35 mm dish
5 mL syringe Fisher 15869152 For trituration of sample
6 well plate Corning 3516 To plate out cells for RT-qPCR, and flow cytometry
7 mL Bijoux Fisher DIS080010R To put brains intp
96 well plate Corning 3596 To plate out cells for high-throughput testing
ACSA-2 Antibody, anti-mouse, PE Miltenyi 130-123-284 For flow cytometry staining of astrocytes
Angled forceps Dumont 0108-5/45-PO For dissection
Biotin Sigma B4501 For DM+/-
Boric Acid Sigma B6768-500G For boric acid buffer
Brilliant Violet 421 anti-mouse CD24 Antibody, clone M1-69 Biolegend 101825 For flow cytometry staining of neurons and astrocytes
Brilliant Violet 605 anti-mouse CD45 Antibody, clone 30-F11 Biolegend 103139 For flow cytometry staining of microglia
Brilliant Violet 785 anti-mouse/human CD11b Antibody, clone M1/70 Biolegend 101243 For flow cytometry staining of microglia
BSA Fraction V Sigma A3059-10G For SD Inhibitor
CNP Abcam AB6319 Mature oligodendrocytes
Coverslip VWR 631-0149 To plate out cells for microscopy
Dissection Scissors Sigma S3146-1EA For dissection
DMEM High glucose, sodium pyruvate, L-Glutamine Gibco 21969-035 For DM+/-, and for plating media
DNase I Thermofisher 18047019 For SD Inhibitor, can use this or the other Dnase from sigma
DNase I Sigma D4263 For SD Inhibitor, can use this or the other Dnase from thermofisher
eBioscience Fixable Viability Dye eFluor 780 Thermofisher 65-0865-14 Live / Dead stain
Fine forceps Dumont 0102-SS135-PO For dissection
GFAP Invitrogen 13-0300 Astrocytes
HBSS w Ca Mg Sigma H9269-500ML For plating media
HBSS w/o Ca Mg Sigma H9394-500ML For brains to be added to
Horse Serum Gibco 26050-070 For plating media
Hydrocortisone Sigma H0396 For DM+/-
Iba1 Alpha-Laboratories 019-1971 Microglia
Insulin Sigma I1882 For DM+
Leibovitz L-15 GIbco 11415-049 For SD Inhibitor
MBP Bio-Rad MCA409S Myelin
Mouse CCL5/RANTES DuoSet ELISA Kit BioTechne DY478-05 ELISA kit for quantifying concentration of CCL5 in supernatants of 96 well plate
N1 media supplement Sigma N6530-5ML For DM+/-
Nestin Merck MAB353 Neuronal stem/progenitor cells
NeuN Thermofisher PA578499 Neuronal cell body
NG2 Sigma AB5320 Immature oligodendrocytes
O4 Antibody, anti-human/mouse/rat, APC Miltenyi 130-119-155 For flow cytometry staining of oligodendrocytes
Pen/Strep Sigma P0781-100ML For DM+/-, and for plating media
Poly-L-Lysinehydrobromide Sigma P1274 For Boric acid / poly-L-lysine solution to coat coverslips
SMI31 BioLegend 801601 Axons
Sodium Tetraborate Sigma 221732-100G For boric acid buffer
Trizol Thermofisher 15596026 For lysing cells for RT-qPCR
Trypsin inhibitor from soybean Sigma T9003-100MG For SD Inhibitor

References

  1. Kovacs, G. G. Cellular reactions of the central nervous system. Handbook of Clinical Neurology. 145, 13-23 (2018).
  2. Russell, W. M. S., Burch, R. L. . The Principles of Humane Experimental Techniques. 1, (1959).
  3. Hubrecht, R. C., Carter, E. The 3Rs and humane experimental technique: Implementing change. Animals. 9 (10), 754 (2019).
  4. Thomson, C. E., et al. synapsing cultures of murine spinal cord-validation as an in vitro model of the central nervous system. The European Journal of Neuroscience. 28 (8), 1518-1535 (2008).
  5. Bijland, S., et al. An in vitro model for studying CNS white matter: Functional properties and experimental approaches. F1000Research. 8, 117 (2019).
  6. Fragkoudis, R., et al. Neurons and oligodendrocytes in the mouse brain differ in their ability to replicate Semliki Forest virus. Journal of Neurovirology. 15 (1), 57-70 (2009).
  7. Hayden, L., et al. Lipid-specific IgMs induce antiviral responses in the CNS: Implications for progressive multifocal leukoencephalopathy in multiple sclerosis. Acta Neuropathologica Communications. 8 (1), 135 (2020).
  8. Kantzer, C. G., et al. Anti-ACSA-2 defines a novel monoclonal antibody for prospective isolation of living neonatal and adult astrocytes. Glia. 65 (6), 990-1004 (2017).
  9. Yin, J., Valin, K. L., Dixon, M. L., Leavenworth, J. W. The role of microglia and macrophages in CNS homeostasis, autoimmunity, and cancer. Journal of Immunology Research. 2017, (2017).
  10. Gee, J. R., Keller, J. N. Astrocytes: Regulation of brain homeostasis via apolipoprotein E. The International Journal of Biochemistry and Cell Biology. 37 (6), 1145-1150 (2005).
  11. Madeira, M. M., Hage, Z., Tsirka, S. E. Beyond myelination: possible roles of the immune proteasome in oligodendroglial homeostasis and dysfunction. Frontiers in Neuroscience. 16, 867357 (2022).
  12. Keller, D., Erö, C., Markram, H. Cell densities in the mouse brain: A systematic review. Frontiers in Neuroanatomy. 12, 83 (2018).
  13. Wang, Y. X., et al. Oxygenglucose deprivation enhancement of cell death/apoptosis in PC12 cells and hippocampal neurons correlates with changes in neuronal excitatory amino acid neurotransmitter signaling and potassium currents. Neuroreport. 27 (8), 617-626 (2016).
  14. Rock, K. L., Kono, H. The inflammatory response to cell death. Annual Review of Pathology: Mechanisms of Disease. 3, 99-126 (2008).
  15. Chen, V. S., et al. Histology atlas of the developing prenatal and postnatal mouse central nervous system, with emphasis on prenatal days E7.5 to E18.5. Toxicologic Pathology. 45 (6), 705-744 (2017).
  16. Gordon, J., Amini, S., White, M. K. General overview of neuronal cell culture. Methods in Molecular Biology. 1078, 1-8 (2013).
  17. Kesselheim, A. S., Hwang, T. J., Franklin, J. M. Two decades of new drug development for central nervous system disorders. Nature Reviews Drug Discovery. 14 (12), 815-816 (2015).
  18. Gribkoff, V. K., Kaczmarek, L. K. The need for new approaches in CNS drug discovery: Why drugs have failed, and what can be done to improve outcomes. Neuropharmacology. 120, 11-19 (2017).
  19. Zamanian, J. L., et al. Genomic analysis of reactive astrogliosis. Journal of Neuroscience. 32 (18), 6391-6410 (2012).
  20. Nishiyama, A., Suzuki, R., Zhu, X. NG2 cells (polydendrocytes) in brain physiology and repair. Frontiers in Neuroscience. 8, 133 (2014).
  21. Lee, C. T., Bendriem, R. M., Wu, W. W., Shen, R. F. 3D brain organoids derived from pluripotent stem cells: Promising experimental models for brain development and neurodegenerative disorders. Journal of Biomedical Science. 24 (1), 59 (2017).
  22. Asch, B. B., Medina, D., Brinkley, B. R. Microtubules and actin-containing filaments of normal, preneoplastic, and neoplastic mouse mammary epithelial cells. Cancer Research. 39 (3), 893-907 (1979).
  23. Koch, K. S., Leffertt, H. L. Growth control of differentiated adult rat hepatocytes in primary culture. Annals of the New York Academy of Sciences. 349, 111-127 (1980).
  24. Nevalainen, T., Autio, A., Hurme, M. Composition of the infiltrating immune cells in the brain of healthy individuals: effect of aging. Immunity and Ageing. 19 (1), 45 (2022).
  25. Daneman, R., Prat, A. The blood-brain barrier. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 7 (1), 020412 (2015).

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Gamble, A., Suessmilch, M., Bonestroo, A., Merits, A., Graham, G. J., Cavanagh, J., Edgar, J. M., Pingen, M. Establishing Mixed Neuronal and Glial Cell Cultures from Embryonic Mouse Brains to Study Infection and Innate Immunity. J. Vis. Exp. (196), e65331, doi:10.3791/65331 (2023).

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