Les embryons de poussins sont utilisés pour étudier les tumeurs cérébrales du glioblastome humain (GBM) en co-cultures ovo et ex vivo de tranches cérébrales. Le comportement des cellules GBM peut être enregistré par microscopie time-lapse dans des co-cultures ex vivo , et les deux préparations peuvent être analysées au point final expérimental par une analyse confocale 3D détaillée.
L’embryon de poussin a été un système modèle idéal pour l’étude du développement des vertébrés, en particulier pour les manipulations expérimentales. L’utilisation de l’embryon de poussin a été étendue pour étudier la formation de tumeurs cérébrales du glioblastome humain (GBM) in vivo et le caractère invasif des cellules tumorales dans les tissus cérébraux environnants. Les tumeurs GBM peuvent être formées par injection d’une suspension de cellules marquées par fluorescence dans le ventricule du mésencéphale E5 (tectum optique) in ovo.
Selon les cellules GBM, des tumeurs compactes se forment au hasard dans le ventricule et dans la paroi cérébrale, et des groupes de cellules envahissent le tissu de la paroi cérébrale. Des coupes de tissus épais (350 μm) de tecta E15 fixe avec des tumeurs peuvent être immunocolorées pour révéler que les cellules envahissantes migrent souvent le long des vaisseaux sanguins lorsqu’elles sont analysées par reconstruction 3D d’images confocales z-stack. Des tranches vivantes de cerveau moyen et antérieur E15 (250-350 μm) peuvent être cultivées sur des inserts membranaires, où des cellules GBM marquées par fluorescence peuvent être introduites dans des endroits non aléatoires pour fournir des co-cultures ex vivo pour analyser l’invasion cellulaire, qui peut également se produire le long des vaisseaux sanguins, sur une période d’environ 1 semaine. Ces co-cultures ex vivo peuvent être surveillées par microscopie à fluorescence large ou confocale pour observer le comportement des cellules vivantes.
Les tranches co-cultivées peuvent ensuite être fixées, immunocolorées et analysées par microscopie confocale pour déterminer si l’invasion s’est produite le long des vaisseaux sanguins ou des axones. De plus, le système de co-culture peut être utilisé pour étudier les interactions cellule-cellule potentielles en plaçant des agrégats de différents types et couleurs cellulaires à différents endroits précis et en observant les mouvements cellulaires. Les traitements médicamenteux peuvent être effectués sur des cultures ex vivo , alors que ces traitements ne sont pas compatibles avec le système in ovo . Ces deux approches complémentaires permettent des analyses détaillées et précises du comportement des cellules GBM humaines et de la formation de tumeurs dans un environnement cérébral de vertébrés hautement manipulable.
Les études in vitro des comportements des cellules cancéreuses sont souvent utilisées pour disséquer les mécanismes potentiels qui opèrent pendant le comportement plus complexe observé lors de la formation de tumeurs et de l’invasion cellulaire dans des modèles de xénogreffes in vivo. Par exemple, avec le glioblastome (GBM), des études in vitro ont révélé des mécanismes de la façon dont L1CAM fonctionne potentiellement pendant la formation de tumeurs et l’invasion cérébrale dans un nouveau modèle de tumeur cérébrale de xénogreffe d’embryon de poussin 1,2,3,4,5. Bien que les expériences in vitro et in vivo se complètent de manière utile, elles laissent un vide substantiel dans la façon dont les résultats peuvent être corrélés. Par exemple, les analyses mécanistes de la motilité des cellules GBM sur une boîte sont une situation hautement artificielle, et les modèles de xénogreffes in vivo ne peuvent révéler que des analyses statiques ponctuelles ou finales de la formation tumorale et du comportement cellulaire. Les études in vivo utilisant des rongeurs ou des embryons de poussins ne se prêtent pas facilement à la surveillance du comportement cellulaire alors que les cellules envahissent le tissu cérébral dans ces modèles de xénogreffes. Néanmoins, le modèle de xénogreffe d’embryon de poussin a démontré que la protéine d’adhésion L1CAM joue un rôle stimulant dans la capacité invasive des cellules GBM T98G humaines 2,5.
Une solution appropriée à ce problème peut être trouvée en faisant le pont entre les méthodes in vivo et in vitro à l’aide d’un modèle organotypique de culture de tranches de cerveau, appelé modèle ex vivo . Dans ce modèle ex vivo , le tissu cérébral vivant peut être maintenu à une épaisseur de plusieurs centaines de microns pendant quelques semaines, ce qui permet d’implanter des cellules cancéreuses, d’observer leur comportement dans les tissus réels au fil du temps, puis d’effectuer une analyse plus détaillée des marqueurs à la fin de l’expérience.
Une méthode de culture de tranches organotypiques populaire a consisté à cultiver une tranche de cerveau de plusieurs centaines de microns d’épaisseur sur une membrane poreuse translucide ou transparente, laissant le tissu exposé à l’air, tout en permettant aux milieux nutritifs de soutenir le tissu sous la membrane (voir Stoppini et coll.6). Différentes variantes de cette méthode ont été utilisées pour différentes études, y compris l’utilisation de différents milieux ou de différents inserts membranaires. Les différents inserts membranaires comprennent un insert membranaire poreux (0,4 μm) de diamètre dans une boîte de culture6 de 35 mm et des inserts de culture cellulaire (0,4 μm) pour les plaques6 puits 7. Les différents milieux comprennent 50% MEM/HEPES + 25% de sérum de cheval inactivé par la chaleur + 25% de solution saline équilibrée Hanks (HBSS)8, 50% de milieu sérique réduit + 25% de sérum de cheval + 25% HBSS9, ainsi que d’autres. Si une membrane translucide ou transparente est utilisée avec des cellules GBM marquées par fluorescence, ces cultures peuvent être imagées par le bas à l’aide d’un microscope à fluorescence à grand champ inversé ou confocale 10,11,12,13,14,15.
Alors que de nombreux modèles in vivo de xénogreffe de tumeurs cérébrales orthotopiques et de cultures de tranches cérébrales organotypiques ex vivo ont été établis à l’aide de rongeurs, comme indiqué ci-dessus, l’embryon de poussin (Gallus gallus) a été sous-utilisé à ces fins. Cependant, il a été démontré que l’embryon de poussin peut être utilisé comme modèle de xénogreffe orthotopique in vivo pour l’étude de l’invasion du gliome humain et du rat 1,2,5. Les cellules xénogreffées dans le cerveau d’embryons de poussins ont présenté des schémas d’invasion similaires à ceux observés dans les modèles de rongeurs, ce qui renforce l’utilisation d’embryons de poussins comme modèle in vivo pour l’analyse des cellules tumorales GBM. Les embryons de poussins sont également peu coûteux, peuvent être plus facilement entretenus que les rongeurs (c.-à-d. dans leurs coquilles d’œufs dans un incubateur de laboratoire) et sont beaucoup plus faciles à travailler, ce qui en fait une option attrayante pour les études in vivo à court terme sur le GBM. Un article récent a décrit l’utilisation de cultures de tranches de cerveau d’embryons de poussins pour la formation et la croissance d’axones au cours du développement normal du cerveau où les tranches étaient viables pendant au moins 7 jours16. Cependant, l’utilisation de telles cultures de tranches de cerveau d’embryons de poussins pour l’analyse ex vivo du comportement des cellules GBM dans un environnement tissulaire fait défaut. Dans cet article, la transplantation de cellules GBM humaines et de cellules souches GBM (GSC) dans le cerveau embryonnaire précoce de poussin in vivo, ainsi que l’introduction de cellules GBM sur des cultures de tranches de cerveau d’embryons de poussins vivants ex vivo, sont décrites. Quelques exemples représentatifs des tumeurs résultantes et des modèles d’invasion cellulaire obtenus à partir de ces préparations sont également fournis.
Les étapes critiques du protocole pour l’injection de cellules dans le ventricule du mésencéphale (tectum optique) comprennent le fait de ne pas endommager les vaisseaux sanguins de la membrane chorio-allantoïdienne de l’œuf ou entourant l’embryon avant et pendant l’injection, bien que la membrane amnionique entourant immédiatement l’embryon puisse être doucement tirée et maintenue pour positionner la tête lors de l’injection des cellules dans le mésencéphale. L’amnion est relativement dur et peut être tiré avec une pince fine pour positionner la tête et la maintenir stable d’une main, pour l’injection de cellules de l’autre main dans le tectum optique, qui est la grande structure ronde au milieu du cerveau. Généralement, la viabilité des embryons injectés varie de 25% à 75%, en fonction de facteurs inconnus, et pratiquement chaque embryon qui survit contient au moins une petite tumeur dans le tectum optique. Les étapes critiques dans la génération de tranches de cerveau viables comprennent le buvard du tissu de l’excès de liquide afin que l’agarose adhère au cerveau pendant le découpage et pour garder les tissus et les tranches froids jusqu’à ce qu’ils soient placés sur l’insert membranaire. Comme différents types de cellules forment les sphéroïdes différemment (en vitesse et en taille), la densité cellulaire plaquée sur les plaques poly-HEMA et le temps avant la récolte des sphéroïdes doivent être optimisés pour chaque type de cellule.
Le travail ici n’a pas fait l’objet d’une étude longitudinale formelle de la viabilité des tranches de cerveau. Yang et al. ont utilisé des cultures de tranches de cerveau d’embryons de poussins similaires à celles utilisées ici et ont montré une bonne viabilité des tranches pendant au moins 7 jours16. Des travaux antérieurs ont montré que lorsque le tissu OT était conservé dans des milieux sous-optimaux, de nombreux noyaux pyknotiques apparaissaient dans le tissu, ce qui ne se produisait pas dans les tranches du travail ici. De plus, lorsque les tranches dégénèrent dans des conditions sous-optimales, les vaisseaux sanguins se fragmentent et apparaissent sous forme de rangées de sphères positives à la laminine (non représentées). Ainsi, bien que la viabilité ici n’ait pas été vérifiée par des méthodes telles que l’électrophysiologie ou l’expression active de la caspase-3, aucun des indicateurs de mort cellulaire observés dans des conditions de culture sous-optimales n’est apparu ici.
L’ergothérapie a été concentrée pour des expériences in vivo sur les tumeurs cérébrales parce que c’est la région la plus facilement injectable avec le plus gros ventricule. À E5, qui est le dernier jour où l’embryon est assez petit pour rester accessible au-dessus du jaune, les injections doivent être faites dans un ventricule, car toutes les régions du cerveau ne sont rien de plus qu’une mince zone ventriculaire. Néanmoins, ces injections aboutissent avec succès à des tumeurs intégrées avec des cellules qui envahissent le parenchyme cérébral. Parfois, les tumeurs résultantes se trouvent dans le cerveau antérieur ou le cervelet, mais ce n’est pas commun. Les tranches ex vivo de tectum optique E15 ont été principalement utilisées pour des expériences ici, de sorte que les résultats de co-culture ex vivo peuvent être corrélés avec les expériences d’injection in vivo . Cependant, les tranches du cerveau antérieur conviennent également et ont une plus grande surface et un ventricule très mince par rapport au tectum optique, ce qui pourrait rendre le cerveau antérieur plus approprié pour les co-cultures ex vivo qui ne sont pas corrélées avec des injections in vivo .
Il a été démontré ici que les injections in vivo , suivies d’une fixation tissulaire, d’une section vibrante de trancheuses de tissus et d’une immunocoloration de la laminine et d’autres marqueurs, ont abouti à des images à haute résolution de cellules GBM et de GSC dans les tissus cérébraux à proximité immédiate des vaisseaux sanguins. La capacité de déterminer les interrelations entre les cellules tumorales et les vaisseaux sanguins a été grandement facilitée par la création de rendus de volume 3D à partir de piles z de sections optiques confocales à l’aide du logiciel confocal et des instructions du fabricant. L’imagerie accélérée utilisant la microscopie à fluorescence à grand champ de cellules marquées GFP, mCherry et DiD était possible; Cependant, les cellules migrantes qui se trouvaient à proximité des sphéroïdes hautement fluorescents étaient parfois obscurcies par la « lueur » du sphéroïde. Cet effet indésirable peut être quelque peu minimisé en ajustant soigneusement les temps d’exposition pour la collecte d’images à grand champ. L’imagerie accélérée utilisant des piles z confocales au fil du temps (4D) a éliminé la lueur floue des sphéroïdes et a abouti à des cellules migratrices nettement définies avec un arrière-plan sombre. Cela n’a pas été décrit dans le protocole, mais a été réalisé de la même manière que l’imagerie accélérée à grand champ, qui a été réalisée alors que des tranches de cerveau étaient sur les inserts de membrane transparente dans une plaque en plastique à 6 puits. Bien que l’imagerie confocale en accéléré donne des images nettement plus claires des cellules individuelles et de leur comportement, une expérience en accéléré multipoint collectant des piles z de 10 plans z / point, à des intervalles de 10 minutes sur une période de 20 heures, est une utilisation intensive des galvanomètres à tête de balayage. Comme cela pourrait réduire considérablement la durée de vie des galvanomètres, cette méthode est utilisée judicieusement.
Bien que le système embryonnaire de poussin soit très approprié pour les expériences d’injection in vivo et de co-culture ex vivo qui étudient le comportement des cellules GBM, ce système modèle présente plusieurs limites. Comme pour tout système de xénogreffe, l’environnement dans lequel les cellules humaines sont implantées n’est pas le cerveau humain, mais le comportement des cellules GBM semble imiter celui des modèles de rongeurs et des patients humains. Après avoir effectué des expériences d’injection in vivo sur E5, les tumeurs sont normalement autorisées à se former pendant 10 jours, jusqu’à E15. Ce n’est clairement pas assez de temps pour étudier tous les aspects de la tumorigenèse et de l’invasion cellulaire. Cependant, il a été démontré ici que des tumeurs solides se forment dans le parenchyme cérébral, que les cellules interagissent et se réorganisent au sein de la tumeur, et qu’une invasion cérébrale significative se produit à la fois le long des vaisseaux sanguins et de manière diffuse dans ce laps de temps relativement court. Une autre limite du système embryonnaire in vivo de poussin est qu’il ne convient pas aux traitements médicamenteux ou autres en raison du grand jaune et du système circulatoire extraembryonnaire qui fonctionne pendant le développement de l’embryon de poussin. Les traitements médicamenteux liquides topiques entraîneraient une concentration très variable et inconnue dans le cerveau en raison de la diffusion loin de l’embryon dans la masse vitelline beaucoup plus grande. De même, l’injection intraveineuse de médicaments dans le système circulatoire extraembryonnaire très délicat fuirait ou diffuserait hors des vaisseaux sanguins et entraînerait également des concentrations inconnues dans le cerveau. C’est l’une des principales raisons pour lesquelles la méthode de culture ex vivo en tranches a été adoptée, afin que non seulement le comportement cellulaire puisse être observé et suivi par microscopie accélérée, mais aussi pour que les traitements qui ont réussi à modifier le comportement des cellules GBM dans une boîte4 puissent être testés dans un environnement de tissu cérébral plus pertinent.
Le développement du système modèle de tumeur cérébrale orthotopique de l’embryon de poussin est considéré comme un ajout important aux systèmes et outils disponibles pour l’étude de la formation de tumeurs GBM et du comportement cellulaire invasif. Les œufs de poule fécondés sont susceptibles d’être facilement disponibles dans la plupart des régions, ils sont peu coûteux par rapport aux rongeurs, il n’y a pas de coûts de soins aux animaux, les embryons sont très résistants et résistants aux infections (c.-à-d. que la plupart du travail est effectué sur une paillasse), les embryons sont hautement manipulables et peuvent être cultivés en culture sans coquille19, et les embryons de poussins ne sont pas considérés comme des animaux vertébrés et ne nécessitent donc pas l’approbation de l’IACUC par les directives des NIH (exigences institutionnelles peut varier). Ainsi, ces multiples avantages rendent le système embryonnaire de poussin très attractif si l’on limite leurs questions et expériences à celles qui en rentrent dans ses limites. Plusieurs études sur les cellules GBM ont été réalisées par d’autres en utilisant l’embryon de poussin, mais celles-ci ont presque exclusivement utilisé la membrane chorio-allantoïdienne (CAM) de l’embryon 20,21,22,23,24,25,26,27,28,29 et le bourgeon du membre 30, et non le cerveau. Il y a également eu un rapport implantant un médulloblastome dans le cerveau du poussin sur E231. Sans aucun doute, l’utilisation de l’embryon de poussin comme système modèle de xénogreffe orthotopique, comme décrit ici, devrait donner des résultats beaucoup plus significatifs pour la biologie tumorale du GBM humain que les études utilisant le CAM.
Bien que ces études aient seulement commencé à utiliser pleinement le système de modèle de tumeur cérébrale embryonnaire de poussin pour des études sur les cellules GBM humaines et le comportement de GSC, on espère que d’autres étendront les utilisations et trouveront d’autres applications potentielles. On pourrait imaginer que non seulement ce système découvrira des mécanismes qui régulent la formation de tumeurs GBM et le comportement cellulaire, mais permettra également des tests précliniques de médicaments et de substances spécifiques sur des cellules de patients spécifiques. Par exemple, si des cultures de tranches cérébrales étaient mises en place à l’avance, des cellules tumorales, des morceaux de résections tumorales chirurgicales ou des organoïdes GBM dérivés de patients32 pourraient être placés directement en co-culture ex vivo , et divers traitements pourraient être évalués en quelques jours. De même, des cellules de patients dissociées pourraient être injectées directement dans le mésencéphale E5 in ovo pour évaluer leur capacité à former des tumeurs et à envahir le parenchyme cérébral. Ainsi, on espère que les descriptions des méthodes et les résultats représentatifs ici faciliteront et encourageront une utilisation accrue de ce système hautement sous-utilisé pour la recherche sur le cancer du cerveau.
The authors have nothing to disclose.
Ce travail a été financé en partie par une subvention au D.S.G. du National Cancer Institute (R03CA227312) et par une généreuse subvention de la Fondation Lisa Dean Moseley. Des échantillons de GBM vivants ont été obtenus avec le consentement du patient par l’intermédiaire du Tissue Procurement Center du Helen F. Graham Cancer Center and Research Institute. Le financement de A.R. a été fourni par le National Center for Research Resources et le National Center for Advancing Translational Sciences, National Institutes of Health (UL1TR003107). Des bourses de recherche d’été de premier cycle à N.P., A.L., Z.W. et K.S. ont été fournies par le programme de recherche de premier cycle de l’Université du Delaware.
1 cm x 1 cm square hole paper punch | Birabira | N/A | |
1 mm biopsy punch pen | Robbins Instruments | 20335 | |
6 well insert plate (Corning Transwell) | Millipore Sigma | CLS3450 | |
9" Disposable Pasteur Pipets | Fisher Scientific | 13-678-20C | |
15 mL centrifuge tubes | Fisher Scientific | 05-539-12 | |
24 well plate | Corning Costar | 3526 | |
50 mL centrifuge tubes | Fisher Scientific | 05-539-9 | |
Agar | Fisher BioReagents | BP1423-500 | for embedding fixed brains |
Alexafluor 488-conjugated GAM IgG | Jackson Immunoresearch | 115-605-146 | |
Alexafluor 647-conjugated GAM IgG | Jackson Immunoresearch | 115-545-146 | |
Aluminum foil | ReynoldsWrap | N/A | |
Ampicillin | Sigma Aldrich | A-9518 | |
anti-integrin alpha-6 monoclonal antibody GOH3 | Santa Cruz Biotechnology | sc-19622 | |
anti-L1CAM monoclonal antibody UJ127 | Santa Cruz Biotechnology | sc-53386 | |
anti-laminin monoclonal antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank | 3H11 | |
anti-nestin monoclonal antibody 10c2 | Santa Cruz Biotechnology | sc-23927 | |
anti-Sox2 monoclonal antibody E-4 | Santa Cruz Biotechnology | sc-365823 | |
B27 supplement without vitamin A | GIBCO | 17504-044 | |
bisbenzimide (Hoechst 33258) | Sigma-Aldrich | B2883 | nuclear stain |
Cell culture incubator | Forma | standard humidified CO2 incubator | |
Centrifuge | Beckman Coulter | ||
Confocal microscope | Nikon Instruments | C2si+ | With custom-made cell incubator chamber |
Confocal microscope objective lenses | Nikon Instruments | Plan Apo lenses, except S Plan Fluor ELWD 20x 0.45 NA objective lens for confocal time-lapse imaging | |
Confocal microscope software | Nikon Instruments | NIS Elements | Version 5.2 |
Curved foreceps | World Precision Intruments | 504478 | |
Curved scissors | Fine Science Tools | ||
Curved spatula | Fisher Scientific | 14-375-20 | |
Cyanoacrylate glue | Krazy Glue | KG-585 12R | |
D-Glucose | Millipore Sigma | G8270 | |
DiD far red fluorescent dye | Invitrogen | V22887 | Vybrant DiD |
DMEM | Sigma Aldrich | D5671 | |
DMEM/F12 | Sigma Aldrich | D8437 | |
DMSO | Sigma Aldrich | D4540 | |
Dulbecco's Phosphate buffered saline (PBS) | Sigma Aldrich | P5493-1L | |
egg incubator | Humidaire | ||
electrical tape (10 mil thick/254 µm) | Scotch | N/A | |
Ethanol 200 proof | Decon Laboratories | 2701 | |
Fast green FCF dye | Avocado Research Chemicals | 16520 | |
FBS | Gemini Bio-products | 900-108 | |
filter paper | Fisher Scientific | ||
Gauze | Dynarex | 3353 | |
Glass Capillaries for microinjection | World Precision Instruments | TW100-4 | |
Glycerol | Fisher BioReagents | BP228-1 | for mounting media |
GSCs (human glioblastoma stem cells) | Not applicable | Isolated from patient GBM specimens in Galileo laboratory in GSC media and then transduced with a GFP encoding lentiviral vector. Cells used were between passage 10 and 30. | |
Hanks Balanced Salt Solution (HBSS) | Corning | 21-020-CV | |
Hemacytometer | Hausser scientific | ||
Heparin | Fisher Scientific | BP2524-100 | |
HEPES buffer | Sigma Aldrich | H0887 | |
Horse Serum (HI) | Gibco | 26050-088 | |
Human FGF-2 | BioVision | 4037-1000 | |
Human TGF-α | BioVision | 4339-1000 | |
Inverted phase contrast microscope | Nikon Instruments | TMS | for routine viewing of cultured cells |
KCl | Fisher Scientific | BP366 | |
KH2PO4 | Fisher Scientific | P284 | |
Laboratory film | Parafilm | ||
Labquake Shaker | LabIndustries | T400-110 | |
L-Glut:Pen:Strep | Gemini Bio-products | 400-110 | |
Low-melt agarose | Fisher Scientific | BP1360 | for embedding live brains |
Matrix | Corning Matrigel | 354234 | |
Medium 199 | GIBCO | 11150-059 | |
MEM | Corning | 10-010-CV | |
Metal vibratome block | |||
Micropipette tips (20, 200, 1,000 µL) | Fisherbrand | ||
Micropipettors (20, 200, 1,000 µL) | Gilson | ||
Microscope Coverglass (no. 1.5 thickness) | Fisherbrand | 12544A | |
NaCl | Fisher Scientific | S271 | |
NaH2PO4 + H2O | Fisher Scientific | S369 | |
NaHCO3 | Fisher Scientific | BP328 | |
Normal goat serum | Millipore Sigma | 526-M | |
N-propyl gallate | Sigma Aldrich | P3130 | for mounting media |
Parafilm | Parafilm | ||
Paraformaldehyde | Electron Microscopy Sciences | 15710 | |
PBS | Sigma Aldrich | P5493-1L | |
Pencil | |||
Plain Microscope slides | Fisherbrand | 12-550-A3 | |
Plastic 35 mm Petri dish | Becton Dickinson | 351008 | |
pneumatic picopump | World Precision Intruments | PV830 | |
Poly(2-hydroxyethyl methacrylate) (poly-HEMA) | Sigma Aldrich | P-3932 | |
razor blade- double edge | PACE | for cutting fixed brain slices | |
sapphire knife | Delaware Diamond Knives | for cutting live brain slices | |
Scalpel | TruMed | 1001 | |
Sodium cacodylate buffer 0.2 M pH 7.4 | Electron Microscopy Sciences | 11652 | |
Specimen chamber for vibratome | custom-made | ||
Stereo Dissecting Microscope | Nikon Instruments | SMZ1500 | Equipped with epifluorescence |
straight foreceps | World Precision Intruments | 500233 | |
straight scissors | Fine Science Tools | ||
Sucrose | Mallinckrodt | 7723 | |
Time-lapse fluorescence microscope (widefield fluorescence) | Nikon Instruments | TE2000-E | With custom-made cell incubator chamber (see Fotos et al., 2006) |
Tissue culture dish polystyrene 100 mm | Thermo Fisher Scientific | 130182 | for cell culturing |
Tissue culture dish polystyrene 60 mm | Becton Dickinson | 353004 | for cell culturing |
Transfer pipette | American Central Scientific Co. | FFP011 | |
Transparent tape | Scotch | ||
Triton X-100 | Sigma Aldrich | T-8787 | |
Trypsin (0.25%) + 2.21 mM EDTA | Corning | 25-053-CI | |
U-118 MG human GBM cell line | ATCC | HTB-15 | Cells were transduced with a lentiviral vector encoding the entire ectodomain sequence of the L1CAM adhesion protein and then with lentiviral vector pUltra-hot encoding mCherry. Passage numbers are unknown. |
Vacuum pump | Cole-Parmer | EW-07532-40 | "Air Cadet" |
Vibrating tissue slicer | Vibratome | 3000 | for cutting live and fixed brain slices |