Bu protokol, fare yumurtalık kanalında bölgesel olarak kısıtlanmış CRISPR aracılı genom düzenlemesi için mikroenjeksiyon ve in vivo elektroporasyonu tanımlar.
Germline genetiği değiştirilmiş fare modelleri (G-GEMM’ler), gelişim, homeostaz ve hastalıkta in vivo gen fonksiyonu hakkında değerli bilgiler sağlamıştır. Bununla birlikte, koloni oluşturma ve bakımı ile ilgili zaman ve maliyet yüksektir. CRISPR aracılı genom düzenlemesindeki son gelişmeler, ilgilenilen hücreyi / dokuyu / organı doğrudan hedefleyerek somatik GEMM’lerin (S-GEMM’ler) üretilmesine izin vermiştir.
İnsanlarda yumurta kanalı veya fallop tüpü, en yaygın yumurtalık kanseri, yüksek dereceli seröz yumurtalık karsinomlarının (HGSC’ler) menşe dokusu olarak kabul edilir. HGSC’ler, yumurtalığa bitişik olarak bulunan uterusa distal fallop tüpü bölgesinde başlar, ancak proksimal fallop tüpü değildir. Bununla birlikte, HGSC’nin geleneksel fare modelleri tüm yumurta kanalını hedefler ve bu nedenle insan durumunu özetlemez. Bu çalışmada, yumurta kanalı boyunca kısıtlı bölgelerdeki mukozal epitel hücrelerini hedeflemek için yumurta kanalı lümenine DNA, RNA veya ribonükleoprotein (RNP) çözeltisi mikroenjeksiyonu ve in vivo elektroporasyon yöntemi sunulmaktadır. Kanser modellemesi için bu yöntemin çeşitli avantajları vardır, örneğin 1) elektroporasyon alanını / dokusunu / organını ve bölgesini hedeflemede yüksek adaptasyon, 2) Cas9 ekspresyonu için spesifik promotörlerle birlikte kullanıldığında hedeflenen hücre tiplerinde yüksek esneklik (hücresel esneklik), 3) elektropora hücrelerin sayısında yüksek esneklik (nispeten düşük frekans), 4) spesifik bir fare çizgisi gerekmez (immünokompetan hastalık modellemesi), 5) gen mutasyonu kombinasyonunda yüksek esneklik ve 6) bir Cre muhabir hattı ile kombinasyon halinde kullanıldığında elektropora hücreleri izleme olasılığı. Böylece, bu uygun maliyetli yöntem insan kanseri başlangıcını özetler.
Farelerde yumurta kanalı olarak adlandırılan fallop tüpü, uterusu yumurtalıklara bağlayan boru şeklinde bir yapıdır. Memeli üremesinde önemli bir rol oynar, iç döllenme ve preimplantasyon gelişimi için ortam sağlar 1,2. Önemine rağmen, kısmen bu organla ilgili herhangi bir infertilite sorununu aşan in vitro fertilizasyon tekniklerinin gelişmesi nedeniyle işlevi ve homeostazı hakkında çok az şey bilinmektedir3. Bununla birlikte, over karsinomlarının yaklaşık %75’ini ve buna bağlı ölümlerin %85’ini oluşturan agresif bir over kanseri histotipi olan yüksek dereceli seröz over karsinomunun (HGSC) prekanseröz lezyonlarınındistal fallop tüpü epiteli ile sınırlı olduğu kabul edilmiştir 5,6,7,8 . Bu, vücudumuzdaki tüm hücrelerin onkojenik hakaretlere eşit derecede duyarlı olmadığını, bunun yerine her doku / organdaki yalnızca benzersiz / duyarlı hücrelerin kanserde menşe hücre haline geldiğini gösterir – hücresel esneklik9 olarak adlandırılır. Bu doğrultuda, yumurtalığa bitişik olarak bulunan distal fallop tüpünün epitel hücrelerinin, tüpün geri kalanından farklı olduğu gösterilmiştir10,11. Bu nedenle, yumurta kanalındaki tüm hücreleri hedef alan geleneksel HGSC fare modelleri, insan durumunu özetlemez. Yakın tarihli bir çalışmada, distal fare yumurtalık kanalı12,13’teki dört tümör baskılayıcı geni mutasyona uğratarak HGSC’yi başarılı bir şekilde indüklemek için CRISPR aracılı genom düzenleme, in vivo oviduct elektroporasyonu ve Cre tabanlı soy izlemenin bir kombinasyonunu kullandık. Bu yazıda, fare oviduct mukozal epitelini hedef alan bu mikroenjeksiyon ve in vivo elektroporasyon prosedürünü açıklayan adım adım bir protokol sunulmaktadır.
Bu yöntemin birkaç avantajı vardır. Organ parankimleri14 dahil olmak üzere diğer dokuları / organları hedeflemek için uyarlanabilir. Benzer doku / organa özgü hedefleme elde etmek için lentiviral ve adenoviral sistemler gibi diğer in vivo gen dağıtım yaklaşımları kullanılabilse de, hedefleme alanı, elektroporasyon tabanlı dağıtım için farklı boyutlarda cımbız tipi elektrotlar kullanılarak daha kolay ayarlanır. DNA / RNA / ribonükleoproteinlerin (RNP’ler) konsantrasyonuna, elektroporasyon parametrelerine ve elektrotların boyutuna bağlı olarak, elektropora hücrelerin sayısı değiştirilebilir. Ayrıca, Germline genetiği değiştirilmiş fare modellerine (G-GEMM’ler) mutlak ihtiyaç duymadan, Cas9 ekspresyonu için promotorlarla birlikte kullanıldığında spesifik hücre tipleri hedeflenebilir. Ek olarak, viral dağıtım sistemlerinden farklı olarak, elektroporasyon, tek hücrelere çoklu plazmid verilmesine ve insert DNA boyutu15’te daha az kısıtlamaya izin verir. Gen mutasyonlarının in vivo taraması, bu yüksek esneklik nedeniyle göreceli olarak kolaylıkla da yapılabilir. Ayrıca, elektroporate hücreler, bu yöntem Tdtomato veya Confetti16,17 gibi Cre muhabir hatlarıyla birlikte kullanıldığında izlenebilir veya izlenebilir.
Bu ayrıntılı protokoldeki önemli adımlar, DNA / RNA / RNP çözeltisinin yumurta kanalı lümenine mikroenjeksiyonu ve elektroporasyon kuvvetinin ve alanının kontrolüdür. Mikroenjeksiyon sırasında DNA/RNA/RNP solüsyonu sızıntısı istenmeyen bölgelerin/hücrelerin transfeksiyonuna neden olabilir. Tutarlı ve verimli elektroporasyon için, yumurta kanalı lümeninin çözelti ile doldurulması tercih edilir (Şekil 3C, D). Bunun nedeni, elektroporasyon alanının esas olarak elektrot boyutu ve yerleşimi ile kontrol edilmesidir. Zayıf elektroporasyon, elektropore hücrelerin sayısını azaltır ve sert elektroporasyon, istenmeyen hücrelerin elektroporasyonuna neden olabilir veya doku yapısını bozabilir. Elektropora hücrelerin sayısı, DNA / RNA / RNP çözelti konsantrasyonu veya elektroporasyon parametreleri ayarlanarak değiştirilebilir. Bununla birlikte, elektroporasyon sırasında yüksek voltajlar / ısı üretimi dokuya zarar verebileceğinden, bu parametreler canlı / anestezi altındaki farelerde kullanılmadan önce test edilmelidir. Son olarak, bu prosedürün zorlu doğası nedeniyle, bu ameliyatı canlı / anestezi uygulanmış farelere yapmadan önce ölü fareler üzerinde trakta maruz kalma ve mikroenjeksiyon uygulanması önerilir.
Kanser başlangıcında birden fazla genin rol oynadığı kabul edilmektedir, bu nedenle bu olayı özetlemek, birkaç genin çoklu allelik modifikasyonunu gerektirir. Ek olarak, tüm hücrelerin onkojenik mutasyonlara eşit derecede duyarlı olmadığı da bilinmektedir9. Bu nedenle kanser modellemesi, onkojenik hakaretlerin sıkı kontrolünü sağlamak için belirli Cre fare hatları gerektirir. Bununla birlikte, kullanılabilirlikleri ve özgüllükleri, hedeflenmemiş dokulardaki etkiler ve ölümcüllük19 dahil olmak üzere çeşitli zorluklara neden olmaktadır. Ayrıca, geleneksel G-GEMM’ler bakım için yüksek maliyetlere neden olur ve fare hattı oluşturma için zaman gerektirir. CRISPR / Cas9 genom düzenleme teknolojisinin geliştirilmesi ve spesifik somatik hücrelere gen iletiminin iyileştirilmesi, bu sorunların üstesinden gelmemizi sağlamıştır. Bu protokolde, belirli fare hatlarına mutlak ihtiyaç duymadan, kanser modellemesi için kullanılabilecek somatik genom manipülasyonu için bir DNA / RNA / RNP dağıtım yöntemi sunuyoruz12. Lümen içine DNA/RNA/RNP solüsyonları enjekte edilerek ve elektroporasyon bazlı doğum için farklı boyutlarda cımbız tipi elektrotlar kullanılarak, fare yumurtalık kanalı mukozal epitelinin kısıtlı alanları hedeflenmiştir (Şekil 4A-F). Bu, fallop tüpünün distal ucundan kaynaklanan HGSC’lerin başlatılmasının modellenmesinde özellikle yararlıdır.
Sunulan mikroenjeksiyon ve in vivo elektroporasyon yöntemi, lümen ile dokuları / organları hedeflemek için çok yönlüdür. Organ parankiminin de bu yöntem kullanılarak hedeflenebilirolması 14. Lentiviral ve adenoviral sistemler gibi viral dağıtım yaklaşımları da benzer amaçlar için kullanılabilir. Bununla birlikte, elektroporasyonun viral dağıtım yaklaşımlarına göre avantajları şunlardır: 1) tek hücrelere çoklu plazmid verilmesi, 2) kesici uç boyutu15 üzerinde herhangi bir kısıtlama olmaması ve 3) alanın ve teslimat zamanlamasının kolay kontrolü. Ayrıca, kökene özgü destekleyiciler kullanılarak hedefleme özgüllüğü geliştirilebilir. Bu, viral ambalajlamadaki sınır nedeniyle viral sistemlerde bazen zordur.
Elektroporasyonun doğası gibi, elektroporasyonlu epitel hücreleri sağlıklı, düzenlenmemiş hücrelerle rastgele serpiştirilir (Şekil 4G). Bununla birlikte, genetiği değiştirilmiş ve değiştirilmemiş hücrelerdeki bu mozaisizm, immünokompetan bir mikro ortamda erken kanser başlangıcının sporadik doğasını özetlediği için kanser başlangıcını incelemek için avantajlı olabilir. Elektropora hücrelerin frekansı, DNA / RNA / RNP çözelti konsantrasyonları ve / veya elektroporasyon parametreleri değiştirilerek ayarlanabilir. Sunulan protokolle birlikte CRISPR-Cas aracılı gen düzenlemesini kullanarak, birden fazla geni taramak ve hedeflenen genlerde heterojen mutasyon / allelik kombinasyon kalıpları oluşturmak kolaydır; Bu, HGSC20,21 gibi önemli sayıda genomik değişiklikle ortaya çıkan kanserlerin modellenmesinde özellikle yararlıdır. Ayrıca, kanser progresyonu sırasında hedeflenen genleri sıralayarak, immünkompetan farelerde tümörlerin ve metastazların in vivo klonal evrimini takip etmek mümkündür12.
The authors have nothing to disclose.
Yazarlar, Katie Teng ve Dr. Matthew J. Ford’a temsili sonuçlar ve protokol optimizasyonu üretmek için kullanılan plazmidleri sağladıkları için teşekkür eder. K.H., Fonds de recherche du Québec – Santé (FRQS) doktora bursu, Donnor Vakfı, Delta Kappa Gama Dünyası Bursu, Üreme ve Geliştirme Araştırma Merkezi (CRRD), Hugh E. Burke, Rolande & Marcel Gosselin ve Alexander McFee lisansüstü öğrencilikleri tarafından desteklenmiştir.
0.22 µm sterile filter unit | LifeGene | SF0.22PES | |
1 mL syringe | Terumo Medical Corportation | SS-01T | |
1 mm tweezer-type electrodes | BEX CO., LTD | LF650P1 | |
3 mm tweezer-type electrodes | BEX CO., LTD | LF650P3 | |
30G x 1/2 Needle | BD | 305106 | Needle is attached to the 1 mL syringe when using injectable anesthetic or analgesic. |
Adson forceps | Fisher Scientific | 10-000-451 | |
Air-pressured syringe | BD | B302995 | Attached to the micromanipulator; as shown in Figure 2B |
Analgesic | – | – | Carprofen, dose: 5mg/kg. |
Antiseptic | Cardinal Health | OMEL0000017 | Baxedin: 2% chlorhexidine in 70% isopropyl alcohol |
Avertin (2,2,2-tribromoethanol) – Anesthetic | Sigma Aldrich | T48402-25G | |
Clamp mount micromanipulator | AD Instruments | MM-33 | |
Curved serrated forceps | Fisher Scientific | NC0696845 | |
Dissecting microscope | Zeiss | SteREO Discovery.V8 | Apochromat S, 0.63X, FWD 107mm. Attached KL 200 LED for top light, labelled as light source in Figure 2B. |
Eye lubricant | Alcon | – | Systane ointment (Lubricant eye ointment) |
Glass capillary needles | Sutter Instrument Co. | B100–50-10 | Outside diameter: 1 mm, inside diameter: 0.5 mm, length: 10 cm |
Hartman hemostats | Fisher Scientific | 50-822-711 | |
Heating pad/disc | – | – | SnuggleSafe Pet Bed Microwave Heating Pad was used in this protocol. Microwave for 2-5min, and test with back of gloved hand. |
Magnetic Mount for micromanipulator | AD Instruments | MB-B | Used to keep the clamp mount micromanipulator stable and upright during injection. |
Micro bulldog clamp | Fisher Scientific | 50-822-230 | 3 cm |
Micropipette puller | Sutter Instrument Co. | P-97 | P-97 Flaming/Brown type micropipette puller. Program used: P = 500, Heat = 576, PULL = 50, VEL = 80, DEL = 70 |
Petri dish | Fisher Scientific | 263991 | Autoclaved/sterile glass petridishes can also be used. |
Phosphate Buffered Saline (PBS) | Bio Basic Inc. | PD8117 | 10X PBS was diluted to 1X with DI water. Autoclave before use. |
Pulse generator/Electroporator | BEX CO., LTD | CUY21 EDIT II | Electroporation settings: 30 V, 3 pulses, 1 s interval, P. length = 50 ms, unipolar |
Rosa-LSLtdTomato mice | The Jackson Laboratory | 7914 | Gt(ROSA)26Sortm14(CAG-tdTomato)Hze/J |
Sharp-blunt dissection scissors | Fisher Scientific | 28251 | |
Sharp-pointed dissecting scissors | Fisher Scientific | SDI130 | |
Shaver | – | – | Hair removal cream can also be used. |
Silk braided sutures | Ethicon | 682G | 3/8 circle, gauge: 5-0, needle size: 18 mm, thread length: 75 cm. Staples can also be used. |
Tapered ultrafine tip forceps | Fisher Scientific | 12-000-122 | |
Thin absorbent paper | Kimberly-Clark Professional | 34120 | Kimwipes |
Trypan blue | STEMCELL Technologies | 7050 | Filtered using 0.22 µm sterile filter before use for microinjection. |