השתלת מערך אלקטרוקורטיקוגרפיה רכה תת-דוראלית (ECoG) ורישום קליפת המוח לטווח ארוך במיני-חזירים
Summary
כאן, אנו מציגים שיטה להערכת ביצועים ובטיחות ארוכת טווח של מערכי אלקטרודות תת-דוראליות רכות במודל מיני-חזיר, המתארת שיטות וכלי ניתוח, דימות תהודה מגנטית לאחר הניתוח, אלקטרופיזיולוגיה של קליפת המוח השמיעתית, תכונות אלקטרוכימיות של השתל ואימונוכימיה לאחר המוות.
Abstract
ליקויים נוירולוגיים ומחלות ניתן לאבחן או לטפל באמצעות מערכי אלקטרוקורטיקוגרפיה (ECoG). באפילפסיה עמידה לתרופות, אלה עוזרים לתחום את האזור האפילפטי לכריתה. ביישומים ארוכי טווח כגון ממשקי מוח-מחשב, אלקטרודות אפיקורטיקליות אלה משמשות לרישום כוונת התנועה של המוח, כדי לשלוט בגפיים הרובוטיות של חולים משותקים. עם זאת, רשתות האלקטרודות הנוקשות הנוכחיות אינן עונות על הצורך בהקלטות מוח ברזולוציה גבוהה ובביואינטגרציה ארוכת טווח. לאחרונה הוצעו מערכי אלקטרודות תואמים להשגת יציבות שתלים ארוכת טווח עם ביצועים גבוהים. עם זאת, יש צורך במחקרים פרה-קליניים עבור טכנולוגיות שתלים חדשות אלה כדי לאמת את הפונקציונליות ארוכת הטווח ואת פרופיל הבטיחות שלהם עבור תרגומם למטופלים אנושיים. בהקשר זה, מודלים חזיריים משמשים באופן שגרתי בפיתוח מכשירים רפואיים בשל גודל האיברים הגדולים שלהם וטיפול קל בבעלי חיים. עם זאת, רק יישומים מוחיים מעטים מתוארים בספרות, בעיקר בשל מגבלות ניתוח ושילוב של מערכת השתלים על חיה חיה.
כאן, אנו מדווחים על השיטה להשתלה לטווח ארוך (6 חודשים) והערכה של מערכי ECoG רכים במודל minipig. המחקר מציג לראשונה את מערכת השתלים, המורכבת ממערך אלקטרודות מיקרו-פבריקציה רכות המשולב עם יציאה פולימרית טרנסדרמלית תואמת דימות תהודה מגנטית (MRI) המאחסנת מחברי מכשור לרישומי אלקטרופיזיולוגיה. לאחר מכן, המחקר מתאר את ההליך הכירורגי, מהשתלה תת-דוראלית ועד התאוששות בעלי חיים. אנו מתמקדים בקליפת המוח השמיעתית כאזור מטרה לדוגמה שבו פוטנציאלים מעוררים מושרים על-ידי גירוי אקוסטי. לבסוף אנו מתארים רצף איסוף נתונים הכולל MRI של המוח כולו, אפיון אלקטרוכימי של שתלים, אלקטרופיזיולוגיה תוך ניתוחית ונעה בחופשיות, וצביעה אימונוהיסטוכימית של המוח שחולץ.
מודל זה יכול לשמש לחקר הבטיחות והתפקוד של עיצוב חדשני של תותבות קליפת המוח; מחקר פרה-קליני חובה כדי לדמיין תרגום לחולים אנושיים.
Introduction
ליקויים נוירולוגיים ומחלות ניתן לאבחן או לטפל באמצעות מערכי אלקטרוקורטיקוגרפיה (ECoG). רשתות אלקטרודות אלה מושתלות על פני השטח של המוח ומאפשרות הקלטה או גירוי של קליפת המוח האנושית1. במקרה של אפילפסיה עמידה לתרופות, למשל, הם עוזרים לתחום את האזור האפילפטי לכריתה2. ביישומים ארוכי טווח כגון ממשקי מוח-מחשב, אלקטרודות אפיקורטיקליות אלה משמשות לרישום כוונת התנועה של המוח, כדי לשלוט בגפיים הרובוטיות של חולים משותקים3. עם זאת, רשתות האלקטרודות הנוכחיות עשויות מגושי מתכת קשיחים המשובצים במצעים פולימריים קשיחים ואינן עונות על הצורך בהקלטות מוח ברזולוציה גבוהה ובביואינטגרציה תת-דוראלית ארוכת טווח (>30 יום). במקום זאת, הם יוצרים תגובות רקמה מקומיות המובילות לאנקפסולציה פיברוטית של המכשיר המושתל, מה שמוביל לביצועים גרועים יותר לאורך זמן. לאחרונה, מערכי אלקטרודות גמישים או נמתחים המשתמשים במצעים פולימריים דקים המיוצרים בטכניקות מיקרו-פבריקציה הוצעו כדי להשיג ביצועים גבוהים בהשתלות ארוכות טווח על ידי הגבלת תגובת הרקמה 4,5. עם זאת, יש צורך במחקרים פרה-קליניים עבור טכנולוגיות השתלים החדשות הללו כדי לאמת את הפונקציונליות ארוכת הטווח ואת פרופיל הבטיחות שלהן, כך שניתן יהיה לדמיין תרגום למטופלים אנושיים. בהקשר זה, מודלים של מיני-חזירים וחזירים משמשים באופן שגרתי בפיתוח מכשירים בהקשרים רפואיים אחרים (למשל, מערכת הלב וכלי הדם, השלד או הקיבה) בשל גודל האיברים הגדולים שלהם והטיפול הקל בבעלי חיים 6,7,8. עם זאת, רק יישומים מעטים המכוונים למוח לנוירופיזיולוגיה מתוארים בספרות, בעיקר בשל מגבלות הגישה הכירורגית ושילוב מערכת השתלים על חיה חיה 9,10,11,12. אלה לעתים קרובות אינם תואמים להשתלה כרונית בבעלי חיים חיים, כפי שהם דורשים, למשל, פיתוח של חומרה מורכבת כגון אלקטרוניקה משובצת מושתלת. בנוסף, הם אינם חוקרים את השפעת מערכת השתל על רקמת המטרה, שהיא קריטית להיבט הבטיחות הביולוגית במחקרים תרגומיים. המודל החזירי קרוב לאנטומיה האנושית מבחינת מבנה קליפת המוח, עצם הגולגולת ועובי העור13. יתר על כן, יכולתם ללמוד משימות התנהגותיות הופכת אותם למודל רב עוצמה לחקירת אסטרטגיות שיקום תפקודי או תפיסות חושיות14.
תרגום טכנולוגיות וטיפולים חדשים לבני אדם מחייב הערכת בטיחות ויעילות, כנדרש על ידי רשויות רפואיות מוסמכות. אלה מתוארים בדרך כלל במסמכים טכניים ונורמות15, אולם הם דורשים רק לעבור בדיקות אלה ואינם חוקרים את ההשפעה בפועל של השתלת המכשיר או איסוף נתונים שימושיים אחרים במקביל למחקר הבטיחות. למחקר בטיחות ביולוגית וביצועים מלא על המוח, אנו מציגים כאן אוסף אורכי ושיטתי של נתוני דימות מוח, מדידות אלקטרופיזיולוגיות, הערכת תכונות אלקטרוכימיות של האלקטרודות המושתלות, והיסטולוגיה לאחר המוות במודל חזירי. כדי להשיג זאת, יש לקחת בחשבון מספר היבטים, על מנת ליצור מודל ניסיוני שלם: (i) גישה כירורגית זעיר פולשנית להשתלת מכשיר יחד עם יציאה טרנסדרמלית יציבה מכנית לחיבור לאלקטרודות, (ii) פרדיגמת הקלטה אלקטרופיזיולוגית חזקה המשמשת כפלט ביצועים עבור האלקטרודות המושתלות, הן בהרדמה והן בתנאים הנעים בחופשיות, (iii) דימות in vivo (טומוגרפיה ממוחשבת [CT] ו/או דימות תהודה מגנטית [MRI]) בנקודות זמן שונות כדי לעקוב אחר התפתחות המוח והשתל, כמו גם התאמת המערכת המושתלת לציוד ההדמיה, ו-(iv) צינור הכנת רקמות לחילוץ המוח לצורך ניתוח היסטולוגי.
כאן אנו מדווחים על השיטה להשתלה ארוכת טווח (6 חודשים) והערכה של מערכי ECoG רכים במודל המיני-חזיר (מוצג באופן סכמטי באיור 1). מערכי האלקטרודות הרכות הוצגו בדוחות הקודמים שלנו והם עשויים מממברנות סיליקון דקות המשובצות יריעות דקות זהב אלסטיות המשמשות כמסילות חשמל16,17. המגע עם הרקמה נעשה באמצעות תערובת של ננו-חלקיקי פלטינה המשובצים במטריצת סיליקון לממשק אלקטרוכימי רך ויעיל לרקמת המוח18. השתלים מחוברים באמצעות כבל גמיש המנהור באופן תת-דוראלי דרך הגולגולת והעור ליציאה טרנסדרמלית המאחסנת את המחברים שעל ראש החיה. ניתן להתאים אישית את גודל וצורת השתל בהתאם למטרה ולצרכי המחקר. רצועות האלקטרודות הנוכחיות במחקר זה משקפות את גודלן האמיתי של הרצועות הקליניות. רצועות ורשתות תת-דוראליות זמינות קלינית שימשו כמשווים באותה גישה. היציאה הטרנסדרמלית הפולימרית תואמת MRI ממוקמת על הגולגולת באמצעות מערכת לוחית רגל המעגנת אותה היטב לגולגולת. כאן, אנו מתארים בפירוט את ההליך הכירורגי, החל השתלה subdural של שתי ההמיספרות להחלמה של החיה. אנו מתמקדים בקליפת המוח השמיעתית כאזור מטרה לדוגמה, שבו פוטנציאלים מעוררים מושרים על-ידי גירוי אקוסטי הן בתנאים מורדמים והן בתנאים הנעים בחופשיות. בנקודות זמן שונות, מוחו של בעל החיים עובר הדמיה ב-MRI (או CT עבור האלקטרודות הקליניות) תחת הרדמה והתכונות האלקטרוכימיות של האלקטרודות נמדדות. שיטות אפיון אלקטרודות משמשות כדי לעקוב אחר התפתחות השתל וממשק אלקטרודה-רקמה (ראה Schiavone et al.19 לפרטים נוספים). אלה כוללים כרונואמפרומטריה כדי לחקור את יכולות הגירוי של מגע האלקטרודה, ספקטרוסקופיית עכבה אלקטרוכימית (EIS) שיכולה להצביע על התפתחות המרכיבים ההתנגדותיים והקיבוליים של האלקטרודה, ומדידות התנגדות בין-ערוצית כדי לבחון כשלים בקפסולציה הרמטית. לבסוף, פיתחנו צינור מיצוי רקמות כדי לחורר את המוח לאחר המתת חסד, לשתול אותו עם האלקטרודות במקום, לחתוך אותו, ולבצע ניתוח היסטולוגי באמצעות סמני דלקת שונים. בסך הכל, שיטה זו תאפשר מחקרים פרה-קליניים עם איסוף נתונים רב-מודאלי חזק לתרגום קליני עתידי של טכנולוגיות וטיפולים חדשים במוח.
Protocol
Representative Results
Discussion
אנו מדווחים כאן על שיטה להשתלה ארוכת טווח והערכה של מערכי ECoG רכים. במחקר זה, תכננו גישה כירורגית עקבית וזעיר פולשנית להשתלה דו-צדדית של רשתות אלקטרודות תפקודיות מעל האונות הרקתיות (כאן, התמקדות בקליפת המוח השמיעתית). תחילה הערכנו את הפונקציונליות של הרשת על-ידי רישום מוצלח של פוטנציאלים מעוררים במהלך המחקר (6 חודשים) ומעקב אחר התכונות האלקטרוכימיות של האלקטרודות (ראו איור 6). שנית, הערכנו את הבטיחות הביולוגית של הרשתות, in vivo באמצעות MRI והקמת מערכת תואמת MRI מלאה, ולאחר המוות על ידי תכנון פרוטוקול לאיסוף רקמות וצביעת חיסון.
כדי למזער את הפולשנות ביצענו אופטימיזציה של גודל חלון הקרניוטומיה. כדי להגיע לקליפת המוח השמיעתית הממוקמת באונה הרקתית ולהימנע מכריתת השריר הרקתי, פיתחנו טכניקה להחלקת השתל מתחת לדורה. טכניקה זו מאפשרת להפחית באופן דרסטי את פני השטח של המוח החשוף ועדיין להגיע למטרות רחוקות. בעוד סוג זה של השתלה עשוי להיראות עיוור, יישום של סמנים radiopaque על המכשירים כי הם דמיינו ברנטגן מטוס תוך ניתוחי מאפשר אימות של מיקום, ומבטיח את המערך אינו מקופל תחת dura mater. ההחלקה התת-דוראלית הוכחה כבטוחה ברוב החזרות שביצענו. בנוסף, הדורוטומיה בגישת חריץ ממזערת את הבליטה במוח בזמן שהקרניוטומיה פתוחה ומקלה על הסגירה סביב השתל ללא צורך בחומר נוסף כגון דורה מאטר מלאכותי, שעלול להטות את התגובה הדלקתית. לבסוף, כוחה של גישה כירורגית זו הוא יכולתה לעבור לאזורים שונים בקליפת המוח. משחק עם קואורדינטות, מיקום הקרניוטומיה וגודל המכשיר, שכולם ניתנים לכוונון, מאפשרים לשיטה זו להתמקד ברוב אזור קליפת המוח.
השיטה הכירורגית המוצגת כאן, יחד עם הערכה תפקודית וחקירה של הביואינטגרציה לאורך זמן, אינה מוגבלת לטכנולוגיית האלקטרודות הרכות המשמשת בדו”ח זה. אלקטרודות תת-דוראליות אחרות שמפותחות לתרגום אנושי יכולות להיות מוערכות באותו פרוטוקול. כוחה של שיטה זו נשען על העובדה שרוב החלקים, כגון הכבל והכן, הם מודולריים, ניתנים להתאמה אישית וניתנים להתאמה למכשיר הספציפי הנבדק. בנוסף, ניתן להשתמש גם בבדיקות תוך קורטיקליות או חודרות עמוקות במקום או בשילוב עם האלקטרודות התת-דוראליות, מכיוון שזה דורש רק התאמת גיאומטריית הקרניוטומיה והדורוטומיה. לאחר מכן ניתן להשוות את התוצאות ארוכות הטווח למקביליהם הקליניים, כפי שעשינו כאן.
אחת המגבלות העיקריות של השיטה המוצגת היא נוכחות של סינוסים בגולגולת במיני-חזירים, המתפתחים במהלך השנה הראשונה12. בהקשר זה, היבטים חשובים שיש לקחת בחשבון כוללים את גיל ההשתלה וגם את גודל החיה. ביצוע קרניוטומיות בגולגולת הבוגרת שובר את שלמות הסינוסים ומוביל לסיכון גבוה לזיהום משמעותי במסגרות כרוניות. סינוסים כאלה נראים בצילום רנטגן מטוס וסריקת CT לפני הניתוח. מצד שני, ביצוע השתלה כרונית מוקדם מדי, בחיה קטנה מדי, גם אינו אופטימלי כאשר הגולגולת עוברת צמיחה ושיפוץ מאסיביים. שיערנו כי “תנועות הגולגולת” הללו לאחר הניתוח עלולות לגרום לשתל לזוז ולהתקפל, מה שבסופו של דבר מזיק לניסוי. מצאנו כאן כי מיני חזירים גטינגן, כ 5-6 חודשים (ו 8 ק”ג) בזמן ההשתלה, צריך לתת את התוצאות הטובות ביותר.
להערכת הביצועים של ECoG המושתל עבור הקלטות אלקטרופיזיולוגיות, הגדרנו פרוטוקול מהיר להקלטת פוטנציאל מעורר שמיעתי (AEP) שניתן להשתמש בו בבעלי חיים הנעים בחופשיות ותחת טשטוש. הוא מורכב מהצגת סדרה של התפרצויות טון אקוסטי בתדרים ספציפיים במהלך מספר דקות. היתרון של פרוטוקול כזה הוא העובדה שניתן לכוונן אותו לאורך ההקלטה הזמין על ידי הפחתת מספר התדרים שנבדקו. אחד האתגרים בעת רישום אותות קליפת המוח תחת הרדמה הוא שיש לקחת בחשבון את רמת התודעה של בעל החיים בעת ניתוח והשוואת הנתונים.
פרוטוקול הזילוח הותאם לאורך זמן על ידי תצפית על איכות המוח שחולץ. ואכן, היה לנו קל יותר לצנתר את עורק התרדמה בלבד, ולא את הווריד הצווארי. בתחילה, הספרות מציגה שיטות שבהן וריד הצוואר הוא צנתור כדי לנקז פסולת20. מעשית, זה מגביל את הזרימה החוצה מהמוח ומוביל למיצוי גרוע יותר של דם ואיכות כללית של זילוח. על ידי חיתוך הווריד הצווארי והשארת הנוזל לברוח במיכל גדול בו שוכב החיה, יעילות הזילוח עולה.
פיתחנו שיטת הכנת רקמות חזקה שעובדת עם נוגדנים המשמשים באופן שגרתי למעקב אחר דלקות. הפרדנו בין שתי ההמיספרות מסיבות מעשיות, שכן מחצית ממוחו של החזיר מתאים לשקופיות מיקרוסקופ סטנדרטיות ולכן תואם לרוב ציוד ההדמיה הזמין במעבדות היסטולוגיה. על ידי חיתוך המוח בבלוקים, גישה ישירה לאזור העניין מתאפשרת ללא צורך בחיתוך נוסף של המוח כולו או חיתוך חלקים נרחבים של הרקמה. ניתן לאגד את פרוסות המוח בגודל 40 מיקרומטר בצלחות באר סטנדרטיות ולהכתים אותן באופן צף חופשי ללא שינויים משמעותיים בפרוטוקול ממערכות החיסון של מינים אחרים. ניתן לדמיין צביעה חיסונית מלאה במוח גם על ידי שימוש, למשל, בשיטות CLARITY21.
בסך הכל, פרוטוקול זה, המכסה תכנון שתלים מותאם אישית להשתלה, מעקב פונקציונליות והערכת בטיחות ביולוגית, הוא חזק ועקבי. הדגמנו כאן את ההיתכנות שלה לחקור את מערכת השמיעה, אבל זה יכול להיות transposed כדי לבדוק תפקודים פיזיולוגיים אחרים. יתר על כן, כוחה של השיטה שלנו טמון בעובדה שהיא אינה מוגבלת למיני-חזירים, אלא ניתנת להעברה מלאה למינים אחרים כגון כבשים, עזים או פרימטים שאינם אנושיים. במידה מסוימת, זה יכול גם להיות מותאם בקלות חולדות.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
המחברים מבקשים להודות על תמיכה כספית מקרן Bertarelli וממענק SNSF Sinergia CRSII5_183519. המחברים רוצים גם להודות לקטיה גלאן מ-EPFL על עזרתה בפיתוח פרוטוקול הצביעה להיסטולוגיה, לצוות בפלטפורמת המיקרו-מערכות העצביות של מרכז ויס לביו-הנדסה ונוירו-הנדסה בז’נבה על עזרתם בתהליכי הייצור, לצוות פלטפורמת בעלי החיים במרכז הרפואי האוניברסיטאי (CMU) באוניברסיטת ז’נבה (UNIGE) לטיפול בבעלי חיים, סיוע כירורגי, וניהול לאחר הניתוח של המיני-חזיר (ג’ון חיתול, חאווייר בלין, פביאן פונטאו וואליד הבר), חברי הצוות של המרכז לדימות ביו-רפואי (CIBM) באוניברסיטת ז’נבה (ז’וליאן סונגאון, פרנסואה ליירס ורארס סלומיר), אנשי הצוות של המחלקה לפתולוגיה בבית החולים האוניברסיטאי בז’נבה (HUG) (סמי שראנץ, פרנצ’סקה ורסילי, רובן סוטו, וקורליין אגר), ובלז איברט מאוניברסיטת גרנובלס-אלפ על תרומתו והחלפתו על ניסויים כרוניים במיני-חזירים. המחברים מבקשים להודות לעזרתם של עובדי Neurosoft Bioelectronics SA, על עזרתם בתהליך הייצור ועל עזרתם בניסויי המיני-חזירים (Benoit Huguet ו-Margaux Roulet).
Materials
| Bone drill | BBraun | Elan 4 with GA861 handpiece | |
| Bone drill bit | BBraun | Neurocutter GP204R | |
| Bonewax | Ethicon | W31G | |
| Catheter | Venisystems | Abbocath 14G | |
| Confocal Microscope | Zeiss | LSM 880 | |
| Cryostat | Leica | CM1950 | |
| Gelfoam | Pfizer | Gelfoam | |
| Insert speakers | Etymotic | Etymotic ER2 insert Earphones | |
| Multimeter | Fluke | Fluke 1700 | |
| Oscilloscope | Tektronix | MDO3014 Mixed Domain Oscilloscope | |
| Perfusion pump | Shenzen | LabS3/UD15 | |
| Potentiostat | Gamry Instruments | Reference 600 | |
| Primary Antibody Anti-GFAP | Thermofischer | Anti-GFAP, Rat, # 13-0300 | |
| Primary Antibody Anti-Iba1 | Fujifilm | Anti Iba1, Rabbit, 019-19741 | |
| Primary Antibody Anti-NeuN | SigmaAldrich | Anti-NeuN, GuineaPig, ABN90 | |
| Pulse Generator | AM Systems | Model 2100 Isolated Pulse Stimulator | |
| Recording headstage | Multichannel systems | W2100-HS32 | |
| Recording system | Multichannel systems | W2100 | |
| Screwdriver | Medtronic | Handle: 001201, Shaft: 8001205 | |
| Secondary Antibody 488 | Thermofischer | Goat anti-Rat IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488, # A-11006 | |
| Secondary Antibody 555 | Thermofischer | Goat anti-Guinea Pig IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 555, # A-21435 | |
| Secondary Antibody 647 | Thermofischer | Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647, # A-21245 | |
| Slide Scanner | Olympus | VS120 | |
| Snapfrost | Excilone | Excilone Snapfrost | |
| Stab knife | Fine Science Tools | 10316-14 | |
| Suture wire dermal | Ethicon | Vicryl 2-0 | |
| Suture wire dura mater | Ethicon | Mersilk 5-0 | |
| Suture wire for catheter | Ethicon | Vycril 3-0 without needle | |
| Suture wire for lifting dura | Ethicon | Prolene 6-0 with BV-1 needle | |
| Suture wire subcutaneous | Ethicon | Vicryl 4-0 | |
| Titanium bridge | Medtronic | TiMesh 015-2001-4 | Cut out the required size |
| Titanium screws | Medtronic | 9001635, 9001640 | |
| X-ray system | GE | GE OEC 9800 Plus C-Arm |
References
- Ritaccio, A. L., Brunner, P., Schalk, G. Electrical stimulation mapping of the brain: Basic principles and emerging alternatives. Journal of Clinical Neurophysiology. 35 (2), 86-97 (2018).
- Mullin, J. P., Sexton, D., Al-Omar, S., Bingaman, W., Gonzalez-Martinez, J. Outcomes of subdural grid electrode monitoring in the stereoelectroencephalography era. World Neurosurgery. 89, 255-258 (2016).
- Vansteensel, M. J., et al. Fully implanted brain-computer interface in a locked-in patient with ALS. The New England Journal of Medicine. 375 (21), 2060-2066 (2016).
- Lacour, S. P., Courtine, G., Guck, J. Materials and technologies for soft implantable neuroprostheses. Nature Reviews. Materilas. 1, 16063 (2016).
- Fallegger, F., Schiavone, G., Lacour, S. P. Conformable hybrid systems for implantable bioelectronic interfaces. Advanced Materials. 32 (15), 1903904 (2019).
- Pearce, A. I., Richards, R. G., Milz, S., Schneider, E., Pearce, S. G. Animal models for implant biomaterial research in bone: A review. European Cells & Materials. 13, 1-10 (2007).
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
- Khoshnevis, M., et al. Development of induced glioblastoma by implantation of a human xenograft in Yucatan minipig as a large animal model. Journal of Neuroscience Methods. 282, 61-68 (2017).
- Borton, D., et al. Developing implantable neuroprosthetics: A new model in pig. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine & Biology Society. 2011, 3024-3030 (2011).
- Sauleau, P., Lapouble, E., Val-Laillet, D., Malbert, C. H. The pig model in brain imaging and neurosurgery. Animal. 3 (8), 1138-1151 (2009).
- Gierthmuehlen, M., et al. Evaluation of mECoG electrode arrays in the minipig: Experimental procedure and neurosurgical approach. Journal of Neuroscience Methods. 202 (1), 77-86 (2011).
- Palma, M., et al. Chronic recording of cortical activity underlying vocalization in awake minipigs. Journal of Neuroscience Methods. 366, 109427 (2022).
- Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., Sørensen, J. C. H., Palomero-Gallagher, N. The telencephalon of the Göttingen minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy. Brain Structure & Function. 222 (5), 2093-2114 (2017).
- Lind, N. M., et al. The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 31 (5), 728-751 (2007).
- Shepherd, R. K., Villalobos, J., Burns, O., Nayagam, D. A. X. The development of neural stimulators: A review of preclinical safety and efficacy studies. Journal of Neural Engineering. 15 (4), 041004 (2018).
- Schiavone, G., et al. Soft, implantable bioelectronic interfaces for translational research. Advanced Matererials. 32 (17), 1906512 (2020).
- Fallegger, F., et al. MRI-compatible and conformal electrocorticography grids for translational research. Advanced Science. 8 (9), 2003761 (2021).
- Minev, I. R., Wenger, N., Courtine, G., Lacour, S. P. Research update: Platinum-elastomer mesocomposite as neural electrode coating. APL Materials. 3 (1), 014701 (2015).
- Schiavone, G., et al. Guidelines to study and develop soft electrode systems for neural stimulation. Neuron. 108 (2), 238-258 (2020).
- Musigazi, G. U., De Vleeschauwer, S., Sciot, R., Verbeken, E., Depreitere, B. Brain perfusion fixation in male pigs using a safer closed system. Laboratory Animals. 52 (4), 413-417 (2018).
- Chung, K., Deisseroth, K. CLARITY for mapping the nervous system. Nature Methods. 10 (6), 508-513 (2013).
